Methodenartikel

Analyse van elektrocardiogrammen en gedrag bij muizen van zwangerschap tot lactatieperiode

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66498

⸱

5 april 2024

 ,  ,  , 
1Department of Animal Science and Biotechnology, Azabu University

In dit artikel

Samenvatting

Een gelijktijdige registratie van autonome activiteit en gedetailleerd moedergedrag van moedermuizen van zwangerschap tot lactatie werd bereikt met behulp van een telemetriesysteem. Deze methode helpt om de dynamiek van de fysiologische en gedragskenmerken bij moeders van zwangerschap tot spenen te begrijpen.

Samenvatting

Veranderingen in de relatie tussen moeder en nageslacht gaan vermoedelijk gepaard met dynamische veranderingen in het autonome zenuwstelsel. Hoewel temporele metingen van autonome activiteit zijn uitgevoerd bij menselijke moeders en zuigelingen, blijft de analyse van veranderingen op lange termijn onontgonnen. Muizenmoeders kunnen sociale banden met hun pups aangaan en een korte periode van zwangerschap en lactatie hebben, waardoor ze nuttig zijn voor het onderzoek naar fysiologische veranderingen van zwangerschap tot pup-opvoeding. Daarom werd gedurende enkele weken een telemetriesysteem gebruikt om de veranderingen in het autonome zenuwstelsel en het gedrag van muizenmoeders te meten. De huidige resultaten toonden aan dat een elektrocardiogram (ECG) stabiel kon worden opgenomen, ongeacht de bewegingen van moeders en de bevalling. ECG-analyse toonde aan dat de hartslag geleidelijk afnam van dracht tot lactatie, en dat de sympathische activiteit sterk toenam naarmate de pups zich ontwikkelden. Bovendien stelde de gelijktijdige registratie van gedrag en ECG in de thuiskooi ons in staat om de gedragsafhankelijke invloeden op het ECG te begrijpen, waardoor de kenmerken van autonome zenuwactiviteit tijdens elk gedrag werden onthuld. De huidige experimentele methode helpt dus om te begrijpen hoe de fysiologische kenmerken van moeders veranderen van zwangerschap via het opvoeden van pups, en ondersteunt de gezonde ontwikkeling van pups.

Inleiding

De moeder-nakomelingrelatie is uniek onder de relaties die door verschillende diersoorten zijn aangegaan vanwege de grote impact op de toekomst van het nageslacht1. Bij mensen worden de ontwikkeling en het interne/externe gedrag van kinderen beïnvloed door de opvoedingsstijl en de mate van misbruik en verwaarlozing 2,3. Evenzo heeft bij knaagdieren de kwaliteit van het gedrag van de moeder een significante invloed op de ontwikkeling en het gedrag van de pup 4,5,6. Daarom kan het gedetailleerd volgen en onderzoeken van het verzorgende gedrag van moeders inzicht geven in de mechanismen van individuele verschillen in de ontwikkeling en gezonde ondersteuning van hun nakomelingen.

Gedrags- en fysiologische studies hebben aangetoond dat moeders van zoogdieren dynamische gedrags- en fysiologische veranderingen ondergaan van zwangerschap tot borstvoeding. Wanneer vrouwelijke zoogdieren zwanger worden, beïnvloeden de afscheiding van oestrogeen en andere hormonen het gedrag van de moeder7. Naarmate het nageslacht groeit en de frequentie van de lactatie afneemt, verandert de hormoonsecretie dynamisch in de richting van de pre-zwangere toestand, waardoor er een einde komt aan de expressie van moederlijk gedrag 8,9,10. Deze bevindingen suggereren dat de interactie tussen het endocriene systeem, het gedrag van de moeder en de ontwikkeling van het nageslacht een belangrijke rol speelt bij de veranderingen die moeders van zoogdieren ervaren tijdens zwangerschap en borstvoeding.

Gedrags- en fysiologische veranderingen bij moeders van zoogdieren van zwangerschap tot borstvoeding zijn niet alleen nauw verwant aan het endocriene systeem, maar ook aan het autonome zenuwstelsel 11,12. Studies bij mensen suggereren dat contact tussen moeder en kind veranderingen in het autonome zenuwstelsel van zowel moeders als zuigelingen teweegbrengt13. Verschillende onderzoeken hebben het elektrocardiogram (ECG) en de hartslagvariabiliteit bij menselijke moeders en zuigelingen gemeten, waaruit blijkt dat elk gedrag de hartslag en het RR-interval van de andere verandert 14,15,16. Het is echter niet duidelijk hoe de drie factoren - autonoom zenuwstelsel, gedrag van de moeder en ontwikkeling van het nageslacht - met elkaar interageren van zwangerschap tot lactatie. Bovendien is het moeilijk om deze interacties bij mensen over een lange periode te volgen, omdat de lactatieperiode bij de mens ongeveer twee jaar is.

In dergelijke onderzoeken worden vaak knaagdieren gebruikt in plaats van mensen. Het autonome zenuwstelsel van knaagdieren is gemeten onder narcose of wanneer het geïsoleerd is van pups om onstabiele registratie en schade aan het meetapparaat te voorkomen; Daarom is de meting temporeel in situaties 17,18,19. Het is essentieel om het autonome zenuwstelsel te observeren in een omgeving waar knaagdieren zich vrij kunnen bewegen en met anderen kunnen communiceren, omdat interacties tussen moeder en pup het gedrag en de fysiologie van moeders kunnen veranderen 8,9,10,15.

Deze experimentele methode is ontwikkeld om de moeder vrij te laten bewegen. Bij deze methode werd een ECG-telemeter subcutaan aan een zwangere moeder bevestigd om schade aan het apparaat te voorkomen en een stabiele langdurige ECG-registratie mogelijk te maken van zwangerschap tot borstvoeding. Muizenmoeders kunnen algemeen gedrag vertonen (zelfverzorging, voedselinname, enz.) en gewoon moederlijk gedrag in hun thuiskooi; daarom kunnen elk gedrag en elk ECG's gemakkelijk worden waargenomen en vergeleken in dezelfde muis. Een drive-recorder registreerde het gedrag van de muis gedurende 24 uur over een periode van vier weken. Dit experimentele protocol stelde ons in staat om de dynamische veranderingen in autonome activiteit en gedrag van de zwangerschap tot de moederperiode te volgen.

Protocol

Alle procedures werden goedgekeurd door de ethische commissie van de Universiteit van Azabu (#210319-30). Voor de huidige studie werden C57B/6J-muizen op de zwangerschapsdag (GD) 14 met een gewicht van meer dan 22 g gebruikt. De dieren zijn afkomstig van een commerciële bron (zie Tabel met materialen). De reagentia en apparatuur die nodig zijn voor het onderzoek staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Experimentele voorbereiding

  1. Zet de paneelverwarmer aan en dek deze af met aluminiumfolie. Veeg alle oppervlakken af met 70% ethanol.
  2. Alle chirurgische instrumenten (schaar, tang, fijn pincet en pincet) werden van tevoren geautoclaveerd.
  3. Bereid de steriele hechtingen voor op de gewenste lengte en houd deze klaar.
  4. Bedek anesthesiemaskers met rubberen maskers om steriliteit en comfort voor de patiënt te garanderen.
  5. Inspecteer de biopotentiaaltelemeter van de muis (Figuur 1A) op afwijkingen of schade met behulp van de tBase- en LabChart-applicaties (de software voor fysiologische gegevensanalyse) die zijn geïnstalleerd op een computer die kan opnemen.

2. Telemeter implantatie

  1. Plaats de muis in een inductie-anesthesiebox met 4% isofluraan.
  2. Nadat u het chirurgische vlak van anesthesie hebt bereikt, plaatst u de muis in buikligging op de paneelverwarmer. Plaats het anesthesiemasker op de muis en houd een isofluraangehalte van 1%-2,0% en een zuurstofstroom van 0,5-2 l/min aan.
    OPMERKING: In dit protocol werden geen pijnstillers gebruikt, rekening houdend met hun effecten op de foetus en gedragsobservaties.
  3. Gebruik een tondeuse om de vacht tussen de oren te verwijderen en desinfecteer de huid drie keer met afwisselend ontsmettingsmiddelen op basis van jodium en 70% alcohol.
  4. Om het chirurgische vlak van anesthesie te bevestigen, knijpt u met een pincet in de tenen van de achterpoten van de muis. Maak met een schaar een incisie (2-3 cm) in de huid tussen de oren. Steek een tang in de incisie om de huid en spier rond de nek en de ventrale zijde te scheiden, waardoor er ruimte aan de ventrale zijde ontstaat die specifiek is voor plaatsing van telemetrie.
  5. Steek de telemeter door de incisie tussen de oren en plaats deze in de ventrale zijruimte.
  6. Gebruik een tang om de positieve en negatieve draden te rollen en te bundelen. Plaats de draden in de nekruimte (Figuur 1B).
  7. Hecht de incisie vast met een naald van 13 mm en een hechtdraad van 20 cm en zorg ervoor dat de draden niet beschadigd raken.
  8. Plaats de muis in rugligging en pluk met een tondeuse de vacht rond het sleutelbeen. Desinfecteer de huid driemaal met afwisselend ontsmettingsmiddelen op basis van jodium en 70% alcohol.
  9. Maak met een schaar een kleine snee rond de huid van het sleutelbeen en scheid de spieren van de nekhuid. Haal de positieve en negatieve draden uit de achterkant van de nek met behulp van een tang.
  10. Gebruik een tang om de speekselklieren te scheiden en het "V-vormige" uiterlijk van de sternocleidomastoïde spier (SCM) bloot te leggen, die afkomstig is van het sleutelbeen en schuin over elke kant van de nek beweegt (Figuur 1C,D).
  11. Pas de lengte van de minkabel aan om de SCM bij het sleutelbeen te bereiken. Verwijder voorzichtig de loden slang van de minkabel en zorg ervoor dat de opgerolde roestvrijstalen elektrode binnenin wordt uitgerekt met een fijn pincet.
  12. Steek de hechtnaald (7 mm) met een hechtdraad van 10 cm door de V-vormige bocht van de SCM om een lus te maken. Leid de roestvrijstalen elektrode van de negatieve kabel door deze lus en plaats deze onder de SCM in de buurt van het sleutelbeen.
    1. Knoop de lus lichtjes vast om beschadiging van de SCM te voorkomen en herhaal drie keer om de roestvrijstalen elektrode vast te zetten. Zet de negatieve draad verder vast door de tweede hechtdraad aan de schedelzijde van de SCM te plaatsen en deze om de slang van de negatieve draad te binden (Figuur 1E).
  13. Voer secties uit rond het xiphoid-proces en scheid voorzichtig de huid van de spier, van het xiphoid-proces naar het sleutelbeen.
  14. Verleng de positieve voorsprong om het xiphoid-proces te bereiken. Net als bij de negatieve kabel, verwijdert u de loden slang van de positieve draad en zorgt u ervoor dat de opgerolde roestvrijstalen elektrode binnenin wordt uitgerekt met een fijn pincet.
  15. Gebruik een naald van 18 G om een tunnel onder de spier rond het xiphoid-proces te maken, plaats vervolgens de roestvrijstalen elektrode in een naald en leid deze door de spier rond het xiphoid-proces.
  16. Na het verwijderen van de naald hecht u de opgerolde roestvrijstalen elektrode lichtjes aan de spier rond het xiphoid-proces met behulp van een hechtnaald (7 mm) met een hechtdraad van 10 cm (Figuur 1D). Om de positieve draad verder vast te zetten, plaatst u de tweede hechtdraad aan de craniale zijde van de processus xiphoid en bindt u deze rond de slang van de positieve kabel.
  17. Sluit alle incisies met een hechtnaald (13 mm) met een hechtdraadlengte van 20 cm (Figuur 1E,F).
  18. Plaats de muis na implantatie in een schone kooi en plaats de kooi op de tBase, die fungeert als ontvanger voor muistelemetrie (Figuur 1G). Schakel de opneembare computer in en gebruik de geïnstalleerde softwaretoepassing voor gegevensanalyse om ECG-gegevens te verzamelen. Controleer of de ECG-gegevens normale golfvormen weergeven (Figuur 2A,B).
    NOTITIE: In geval van abnormale golfvormen of ruis (zoals weergegeven in afbeelding 2C), bevestigt u de negatieve en positieve draden opnieuw onder narcose.
  19. Zorg er tijdens de herstelperiode van twee dagen voor dat de muis op de juiste manier wordt behandeld door water, gel en voer op de bodem van de kooi te leggen. Registreer tijdens deze herstelperiode alleen het gedrag van een thuiskooi met een driverecorder.

3. Registratie van ECG's en het gedrag van de thuiskooi van dracht tot spenen

  1. Zet de rode lichten aan tijdens de donkere fase, want zonder licht kan de driverecorder niet functioneren. Plaats de schijfrecorder bij de thuiskooi om het gedrag vast te leggen. Neem een ECG op met behulp van de LabChart-applicatie op de opneembare pc. Voordat u de ECG-gegevens verzamelt, controleert u de bemonsteringsfrequentie van het ECG in LabChart.
    LET OP: In dit protocol is gekozen voor de drive recorder omdat deze overal geplaatst kan worden. Bovendien kunnen driverecorders, in vergelijking met een videocamera, met een groothoek opnemen en minder gegevensopslagcapaciteit gebruiken (24 uur opnemen met een driverecorder verbruikt bijvoorbeeld ongeveer 70 GB). In deze demonstratie is de bemonsteringsfrequentie van ECG in de data-analysesoftware ingesteld op 1 k/s.
  2. Nadat u de schijfrecorder hebt ingeschakeld, start u de LabChart op de computer om gedrag en ECG vast te leggen.
    OPMERKING: In deze demonstratie werd een macro gebruikt om continu ECG op te nemen en de bestanden elke 2 uur automatisch op te slaan. Dit repetitieve proces werd gedurende het hele experiment uitgevoerd. Bovendien werd gekozen voor een SD-kaart van 256 GB voor opnamedoeleinden, waardoor ongeveer 24 uur per dag gegevens kunnen worden verzameld.
  3. Controleer de muis op werp- en lichaamsafwijkingen en neem een monster van de gegevens van de driverecorder en de opneembare computer. De dag dat de muis beviel van zijn pups wordt beschouwd als de postnatale dag (PD) 0. Meet elke dag na de geboorte het gewicht van de pups.
    OPMERKING: In dit onderzoek werden elke ochtend van 7.30 tot 8.30 uur de opnamevideo van de schijfrecorder en het ECG-gegevensbestand van de opneembare pc verzameld. Om te voorkomen dat ECG-ruis ontstaat door trillingen die worden veroorzaakt door meerdere pups die de moeder aanraken, werd het nest bovendien geruimd tot vier pups (de helft van hen was mannelijk en de andere helft was vrouwelijk).
  4. Nadat u de muis hebt gecontroleerd en de gegevens hebt verzameld, zet u alles terug op de oorspronkelijke positie. Schakel de stationsrecorder en de beschrijfbare computer in. Start de LabChart-toepassing.
    OPMERKING: Als een macro wordt gebruikt om een ECG op te nemen, klikt u op de macroknop en initialiseert u de macro door de knop Uitvoeren te selecteren in de optie Beheren .
  5. Vervang de kooi een keer per week door een nieuwe. Neem tijdens dit proces het beddengoed op, waarvan de helft eerder is gebruikt en de andere helft nieuw is.
    OPMERKING: Dit proces, inclusief gegevensbemonstering en muiscontroles, werd herhaald van GD 17 tot postnatale dag (PD) 21.

4. Analyseren van de ECG's

  1. Gebruik de data-analysesoftware om de ECG-gegevens te analyseren. Start LabChart en open het gegevensbestand voor de opnameperiode. Om de hartslagvariabiliteit (HRV) te analyseren, klikt u op de HRV-knop en past u de instellingen voor beatdetectie aan.
    OPMERKING: Selecteer in deze demonstratie de aangepaste instelling en wijzig de minimale piekhoogte in 1.2 voor detectieaanpassing.
  2. Nadat u de instellingen hebt aangepast, bekijkt u alle beats en verwijdert u alle ruisgegevens (zoals weergegeven in afbeelding 2C).
    OPMERKING: Als een R-golf niet wordt gedetecteerd, voegt u deze toe of wijzigt u deze met behulp van de HRV-knop .
  3. Klik op de HRV-knop en selecteer de weergave van de beatclassifier. Kies alle beats in de beatclassificatieweergave en selecteer vervolgens de rapportweergave met de HRV-knop . Kopieer de gegevens uit de rapportweergave en plak deze in Excel.
    OPMERKING: HRV-resultaten, zoals weergegeven in tabel 1, geven zowel tijd- als spectrumdomeinen weer via de gegevensanalysesoftware, waardoor observatie mogelijk is.

5. Categoriseren van het ethogram van het gedrag van thuiskooien

  1. Bekijk alle opgenomen video's om te controleren op afwijkingen, zoals het rode lampje dat niet aangaat tijdens de donkere fase en de driverecorder die niet werkt.
    OPMERKING: De video wordt op dezelfde manier opgenomen als de ECG's, met videoclips die elke 2 uur worden opgenomen.
  2. Categoriseer het ethogram op basis van parameters zoals de houding van de moeder tijdens het gedrag, de tijd die aan het gedrag is besteed en de locatie waar het gedrag plaatsvond (Tabel 2), en bekijk vervolgens de video van de schijfrecorder.

Resultaten

Nadat we de telemeter in de zwangere muis hadden geïmplanteerd, namen we de ECG's op van zwangerschap tot borstvoeding in een thuiskooi. De bemonsteringsfrequentie was ingesteld op 1 k/s. Om het ECG van elke fysiologische toestand van de moedermuis te vergelijken en tegelijkertijd de invloed van het circadiane ritme te vermijden, werden de 10 minuten durende gegevens van 23:32 tot 23:42 op GD 17, bevalling, PD 0 en PD 21 uit het 2 uur durende gegevensbestand (Figuur 3, Tabel 1) geanalyseerd. De tijd van 23:32 tot 23:42 is gekozen omdat deze de 10 minuten voor de geboorte van de eerste pup tijdens de bevalling vertegenwoordigt. Deze specifieke tijdsperiode werd gekozen om de haalbaarheid aan te tonen van het uitvoeren van gegevensanalyse tijdens de bevalling wanneer spiercontracties aanwezig waren. Tijdens alle analysefasen vertoonde de muis zowel algemeen gedrag (drinken, graven, eten, zelfverzorging) als moederlijk gedrag (nestbouw maken, likken/verzorgen), zoals waargenomen bij 6 van de 16 ethogrammen die in tabel 2 worden vermeld.

De ECG's van de moeder werden zonder interferentie geregistreerd op GD17 wanneer de foetus zich in het lichaam bevond (Figuur 3A) en tijdens de bevalling wanneer fysieke veranderingen zoals spiercontracties optraden (Figuur 3B). Bovendien werden de ECG's stabiel geregistreerd vanaf de geboorte van de pup (PD 0) tot PD 21 (Figuur 3C,D), ondanks verschillende vormen van borstvoeding. ECG-analyse toonde aan dat de hartslag geleidelijk afnam, terwijl het RR-interval geleidelijk toenam van GD 17 naar PD 21 (Tabel 1). Uit de HRV-analyse bleek dat de LF/HF-ratio sterk toenam van PD 0 naar PD 21 (Tabel 1).

De ethogrammen van maternale en algemene gedragingen die samen met het ECG werden geregistreerd, werden onderverdeeld, zoals weergegeven in tabel 2. We bevestigden ook dat ECG's konden worden gemeten zonder golfvormstoornissen wanneer de moeders elk gedrag vertoonden dat in Tabel 2 is gedefinieerd, zoals voeden (Figuur 4A,C) en hurken (Figuur 4B,D).

figure-results-1
Figuur 1: Telemetrie geïmplanteerd op draagdag 14 bij muis. (A) Twee kabels waren aangesloten op een telemeter. Het zwart staat voor negatief lood en het wit staat voor positief lood. (B) De negatieve en positieve draden werden gebundeld en in de hals geplaatst. De telemeter werd aan de ventrale zijde geplaatst. (C) Het snoer werd uit de nek verwijderd en de SCM werd blootgesteld. (D) De telemetrie was aan de ventrale zijde geplaatst. De SCM is weergegeven in roze. Het sleutelbeen en de processus xiphoid worden in grijs weergegeven. De zwarte lijn geeft de negatieve kabel aan. De oranje lijn geeft de positieve voorsprong aan. De blauwe lijn geeft de positie van de hechting aan. (E) De negatieve kabel was verbonden met de SCM. De positieve draad was verbonden rond de xiphoid-spier. (F) Alle incisies (weergegeven door de rode cirkel) werden gesloten met een hechtdraad van 20 cm. (G) Instelling voor het vastleggen van video's met behulp van een schijfrecorder. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: ECG opgenomen met behulp van de data-analysesoftware. (A) Het ECG werd geregistreerd voor 3 s. (B) ECG voor elke hartslag. (C) Rode stippellijnen geven gebieden aan waar het ECG niet is opgenomen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: ECG tijdens zwangerschap, bevalling en lactatie. De ECG-resultaten van dezelfde muis op hetzelfde moment. (A) ECG op GD 17. (B) ECG tijdens de bevalling. (C) ECG bij PD 0. (D) ECG bij PD 21. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: ECG-registratie tijdens gedragsobservatie. ECG's werden geregistreerd tijdens de ethogramconstructie van dezelfde muis bij PD 6. (A) Afbeelding van de moeder die vast voedsel eet. (B) Afbeelding van de moeder die over haar pups hurkt. (C) Het ECG van de moeder tijdens het eten van voedsel. (D) Het ECG van de moeder terwijl ze over hun pups hurkt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Tabel 1: Analyse van de hartslagvariabiliteit op basis van ECG van zwangerschap tot borstvoeding. Er werd een analyse van de hartslagvariabiliteit (HRV) uitgevoerd op basis van de ECG-gegevens die worden weergegeven in figuur 3. Alle analyses werden getoond voor dezelfde muis en op hetzelfde moment (23:32-23:42). Gemiddelde RR, het gemiddelde van de beat-intervallen; Gemiddelde snelheid, de gemiddelde snelheid van de beat; SDSD, de standaarddeviatie van het verschil tussen opeenvolgende beat-intervallen; RMSSD, wortel gemiddeld kwadraat van opeenvolgende RR-intervalverschillen; pRR50, het percentage klopintervalverschillen groter dan een vaste duur; Totaal, het vermogen binnen het gehele frequentiebereik; VLF, zeer lage frequentie; LF, lage frequentie; HF, hoge frequentie; SD1; standaarddeviatie langs de kleine as van de Poincaré-verdeling; SD2, standaarddeviatie langs de hoofdas van de Poincaré-verdeling. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 2: Gedefinieerde ethogrammen. Alle ethogrammen werden gedefinieerd op basis van parameters zoals houding, bestede tijd en de plaats die ze bezochten. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Discussie

Bij deze methode, waarbij de telemeter bij drachtige muizen werd geïmplanteerd, kon het ECG continu worden gevolgd in dezelfde muis van zwangerschap tot lactatie. De muis vertoonde ethogrammen met beweging, wat duidt op waakzaamheid tijdens alle analyseperioden (23:32-23:42) van GD 17 tot PD 21. Bovendien toonden de huidige resultaten aan dat de hartslag geleidelijk afnam van zwangerschap tot borstvoeding. Deze afname wordt beschouwd als het gevolg van de normalisatie van de hartslag, aangezien verschillende onderzoeken hebben aangetoond dat de hartslag bij zwangere vrouwen toeneemt als gevolg van een verhoogde bloedstroom11,12.

Bovendien nam de sympathische activiteit toe van PD 0 naar PD 21 in dezelfde muis. Er waren echter geen veranderingen in sympathische of parasympathische activiteit van GD 17 tot PD 0. Net als bij de sympathische gegevens tijdens de zwangerschap, hebben eerdere studies geen veranderingen in sympathische en parasympathische activiteit bij ratten gemeld van dag 4 tot dag 18 van de zwangerschap in vergelijking met die bij maagdelijke ratten20. Bij muizen kan de autonome activiteit van de moeder worden gemoduleerd door de ontwikkeling van pups. Er zijn echter verdere studies nodig om te bepalen of deze autonome activiteitskenmerken vaak voorkomen bij muizenmoeders of worden beïnvloed door de waaktoestand.

Sommige eerdere onderzoeken bij muizen maten ECG's tijdens zwangerschap en lactatie met beperkingen op beweging en natuurlijk gedrag omdat de moeder geïsoleerd was van de pups of onder narcose 17,18,19. Integendeel, de methode die in dit onderzoek werd gebruikt, stelde de moeder in staat om vrij te bewegen tijdens ECG-opname, omdat de telemetrie en elektrodekabel die met de spier waren verbonden, subcutaan werden geïmplanteerd. In het bijzonder werd het ECG geregistreerd wanneer de moeder aan het eten was en haar hoofd naar boven draaide, ook al waren de negatieve draden aan de SCM bevestigd.

Bovendien maakte het implanteren van het apparaat in vivo een stabiele opname mogelijk, zelfs bij contact met samenwonende pups of trillingen veroorzaakt door de activiteiten van de moeder. Het ECG werd bijvoorbeeld gemeten, zelfs wanneer de moeder zichzelf verzorgde (gegevens niet weergegeven) en gehurkt over de pups in de thuiskooi zat. Op basis van deze resultaten is deze methode effectief voor het volgen van de ECG's van moeders die hun dagelijks leven met hun pups doorbrengen zonder enige beperking van hun gedrag. ECG's werden echter niet geregistreerd wanneer de telemetrie die in dit onderzoek werd gebruikt, zich op een bepaalde afstand van de tBase bevond; bijvoorbeeld wanneer de moeders naar de voedselhouder liepen of in de kooi klommen. Daarom zijn verbeteringen in de thuiskooiomgeving noodzakelijk.

Deze methode maakt het ook mogelijk om ECG's op te nemen tijdens het uitvoeren van activiteiten zoals moederlijk en algemeen gedrag. Om het gedrag en het ECG in de thuiskooi gedurende langere perioden gelijktijdig vast te leggen, werd een driverecorder5 gebruikt in plaats van een videocamera. Om het geregistreerde gedrag in detail te analyseren, werden de ethogrammen bovendien onderverdeeld op basis van parameters zoals houding, bestede tijd en andere voorwaarden voor zowel moederlijk als algemeen gedrag. De ECG's van moeders voor elk gedrag konden op dezelfde dag worden gedeeld en vergeleken. Deze vergelijking laat zien hoe de autonome activiteit van een moeder verschilt tussen moederlijk en algemeen gedrag, afhankelijk van de periode van zwangerschap tot borstvoeding.

Concluderend volgt dit protocol de interactie tussen de drie factoren: autonome activiteit, het gedrag van de moeder en de ontwikkeling van de pup, en het kan inzicht geven in de kenmerken en mechanismen van veranderingen die optreden bij moeders van zwangerschap tot spenen.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenconflict.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door JSPS KAKENHI (Grant Numbers JP 21H04981 en 30974521) en het Center for Diversity, Equity & Inclusion, Azabu University.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
24-h herhalende timerPanasonicWH3311BP
5-0 Nylon naaldNatsume Seisakusho Co-23s-N2
AnesthesieboxNatsume Seisakusho CoKN-1010B110×D110×H110mm
AnesthesiemaskerNatsume Seisakusho CoKN-1019-1
AnesthesieapparaatNatsume Seisakusho CoKN-1071-E
C57BL6/J muizenClea Japan, IncZwangere muis op dag 14
KleplichtYazawa corporationCLX60X02WH
Configurator SysteemAdinstumentsTR190
DriverecorderTranscendTS-DP250A-32G
VoedselhouderClea Japan, IncCL-2802
IsofluraanFujiFilM099-06571
LabChart Pro V8AdinstumentsMLU260/8
LabChart8AdinstumentsMLS060/8
Muis Biopotentiaal TelemeterAdinstumentsMT10B
Naald 18 G 1 1/2TerumoNN-1838R
PaneelverwarmingSANKO4976285145407
PowerLab 4/26AdinstumentsPL2604
Opneembare computerMuis computermuis K7-H
Rode gloeilampELPALDG1R-G-GWP254
Rubber maskerNatsume Seisakusho CoKN-1019-M
SD kaart (256GB)TranscendTS256GUSD350VKan ongeveer 24 uur opnemen
Naainaald 13 mmNatsume Seisakusho CoC-24-540-NO.0
Naainaald 7 mmNatsume Seisakusho CoC-24-540-NO.0000
tBaseAdinstumentsMT110

Referenties

  1. Bowlby, J. Attachment and loss. Vol. 1. 1, Basic Books. New York. (1969).
  2. Teicher, M. H., Samson, J. A. Childhood maltreatment and psychopathology: A case for ecophenotypic variants as clinically and neurobiologically distinct subtypes. Am J Psychiatry. 170 (10), 1114-1133 (2013).
  3. Hoskins, D. H. Consequences of parenting on adolescent outcomes. Societies. 4 (3), 506-531 (2014).
  4. Caldji, C., et al. Maternal care during infancy regulates the development of neural systems mediating the expression of fearfulness in the rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 95 (9), 5335-5340 (1998).
  5. Sakamoto, T., Ishio, Y., Ishida, Y., Mogi, K., Kikusui, T. Low maternal licking/grooming stimulation increases pain sensitivity in male offspring. Exp Anim. 70 (1), 13-21 (2021).
  6. Champagne, F., Meaney, M. J. Like mother, like daughter: Evidence for non-genomic transmission of parental behavior and stress responsivity. Prog Brain Res. 133, 287-302 (2001).
  7. Terkel, J., Rosenblatt, J. S. Maternal behavior induced by maternal blood plasma injected into virgin rats. J Comp Physiol Psychol. 65 (3), 479-482 (1968).
  8. Amenomori, Y., Chen, C. L., Meites, J. Serum prolactin levels in rats during different reproductive states. Endocrinology. 86 (3), 506-510 (1970).
  9. Yaguchi, K., et al. Dynamic modulation of pulsatile activities of oxytocin neurons in lactating wild-type mice. PloS One. 18 (5), e0285589(2023).
  10. Kikusui, T., Isaka, Y., Mori, Y. Early weaning deprives mouse pups of maternal care and decreases their maternal behavior in adulthood. Behav Brain Res. 162 (2), 200-206 (2005).
  11. Kodogo, V., Azibani, F., Sliwa, K. Role of pregnancy hormones and hormonal interaction on the maternal cardiovascular system: a literature review. Clin Res Cardiol. 108 (8), 831-846 (2019).
  12. Burke, S. D., et al. Circulatory and renal consequences of pregnancy in diabetic NOD mice. Placenta. 32 (12), 949-955 (2011).
  13. Feldman, R., Magori-Cohen, R., Galili, G., Singer, M., Louzoun, Y. Mother and infant coordinate heart rhythms through episodes of interaction synchrony. Infant Behav Dev. 34 (4), 569-577 (2011).
  14. Yoshida, S., et al. Infants show physiological responses specific to parental hugs. iScience. 23 (4), 100996(2020).
  15. Wass, S. V., et al. Parents mimic and influence their infant's autonomic state through dynamic affective state matching. Curr Biol. 29 (14), 2415-2422 (2019).
  16. Esposito, G., et al. Infant calming responses during maternal carrying in humans and mice. Curr Biol. 23 (9), 739-745 (2013).
  17. Khandoker, A. H., et al. Investigating the effect of cholinergic and adrenergic blocking agents on maternal-fetal heart rates and their interactions in mice fetuses. Biol Open. 11 (4), (2022).
  18. Widatalla, N., et al. Correlation between maternal and fetal heart rate increases with fetal mouse age in typical development and is disturbed in autism mouse model treated with valproic acid. Front Psychiatry. 13, 998695(2022).
  19. Mezzacappa, E. S., Tu, A. Y., Myers, M. M. Lactation and weaning effects on physiological and behavioral responses to stressors. Physiol Behav. 78 (1), 1-9 (2003).
  20. Slangen, B. F., Out, I. C., Janssen, B. J., Peeters, L. L. Blood pressure and heart rate variability in early pregnancy in rats. Am J Physiol. 273 (4), 1794-1799 (1997).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Electrocardiogramanalysematernaal gedragzwangerschap en lactatie bij muizenautonoom zenuwstelselhartslagvariabiliteittelemetrie bij muizengedragsregistratiematernale fysiologiepupontwikkelingchirurgische implantatie van elektroden

Gerelateerde artikelen