Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

De rol van CD4 T-cel bij relapsing-remitting experimentele auto-immuun encefalomyelitis

841 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66553

⸱

19 januari 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Basic Medicine, Ningxia Medical University, 2Preparation Center, General Hospital of Ningxia Medical University, 3Institute of Neurological Diseases, First People's Hospital of Shizuishan, 4Department of Neurology, Xianyang Hospital of Yan’an University, 5Department of Pharmacy, People’s Hospital of Ningxia Hui Autonomous Region, 6Department of Pharmacy, General Hospital of Ningxia Medical University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Een experimenteel auto-immuun encefalomyelitis (EAE) model bij muizen werd gebruikt om de rol van CD4 T-cellen in de initiatie en terugval van EAE te onderzoeken vanuit het perspectief van de activeringsfase en de immuuneffectfunctie.

Samenvatting

Multiple sclerose (MS) is een auto-immuunziekte die wordt gekenmerkt door de infiltratie van immuuncellen en demyelinisatie in het centrale zenuwstelsel (CZS). Experimentele auto-immuun encefalomyelitis (EAE) dient als een prototypisch diermodel voor het bestuderen van MS. In deze studie wilden we de rol van CD4 T-cellen bij het ontstaan en terugvallen van EAE onderzoeken, met de nadruk op de activeringsfase en de immuunrespons. Om het EAE-muizenmodel te creëren, werden vrouwelijke muizen geïmmuniseerd met myeline-oligodendrocytglycoproteïne (MOG)35-55 geëmulgeerd met volledig Freund-adjuvans (CFA). Klinische scores werden dagelijks beoordeeld en de resultaten toonden aan dat muizen in de EAE-groep een klassiek relapsing-remitting-patroon vertoonden. Hematoxyline-eosine (H&E) en luxol fast blue (LFB) kleuringsanalyse onthulde significante infiltratie van ontstekingscellen in het CZS en demyelinisatie bij EAE-muizen. Wat de activeringsfase betreft, kunnen zowel CD4+CD69+ effector T (Teff) cellen als CD4+CD44+CD62L-effector memory T (Tem) cellen bijdragen aan de initiatie van EAE, maar de terugvalfase werd waarschijnlijk gedomineerd door CD4+CD44+CD62L-Tem cellen. Bovendien zijn helper T (Th)1-cellen, in termen van immuunfunctie, voornamelijk betrokken bij het initiëren van de EAE. Zowel Th1- als Th17-cellen dragen echter bij aan de terugvalfase en de immunosuppressieve functie van regulerende T (Treg)-cellen werd geremd tijdens het EAE-pathologische proces.

Inleiding

Multiple sclerose (MS) is een auto-immuunziekte die wordt gekenmerkt door de infiltratie van het centrale zenuwstelsel (CZS) met immuuncellen en demyelinisatie 1,2. Een recente studie heeft aangetoond dat het de meest voorkomende invaliderende ziekte is die jongeren treft, en dat de incidentie wereldwijd voortdurend toeneemt3. Experimentele auto-immuun encefalomyelitis (EAE) is een prototypisch diermodel voor MS dat vele aspecten van de ontstekingsfase van de menselijke MS4 simuleert. Vanuit het perspectief van immuunfuncties worden de initiële CD4 T-cellen die nog geen antigenen zijn tegengekomen, helper T(Th) 0-cellen genoemd. Deze cellen ondergaan rijpings- en activeringsprocessen om verschillende functies te vertonen. CD4 T-cellen kunnen worden gecategoriseerd in verschillende subsets op basis van hun specifieke functies, waaronder Th1, Th2, regulerende T (Treg), folliculaire helper T (Tfh), Th17, Th9 en Th22 cellen5. Het is een algemene consensus dat Th1- en Th17-celsubtypes cruciale pathogenesefactoren van EAE6 zijn. Th1-cellen kunnen interferon-γ (IFN-γ) afscheiden, en Th17-cellen scheiden interleukine (IL)-17 en andere ontstekingsfactoren af, die andere immuuncellen zoals microgliacellen en astrocyten kunnen activeren. Deze cellen produceren inflammatoire cytokines7, zoals IL-18, IL-12, IL-23 en IL-1β, die de immuunrespons van Th1/Th17-cellen verder kunnen induceren, wat resulteert in progressieve demyelinisatie en axonale schade. Vanuit het perspectief van de activeringsfase hebben CD4 T-cellen een vooraf bepaalde bestemming om zich te ontwikkelen tot afzonderlijke celsubsets en gedifferentieerde toestanden, waaronder naïeve, effector- en geheugen-T-cellen8. De initiële CD4 T-cellen prolifereren en differentiëren tot een verscheidenheid aan effectorsubsets met verschillende functies in verschillende omgevingen9. De meeste effectorcellen hebben een korte levensduur, waarbij een kleine populatie T-cellen zich ontwikkelt tot geheugen-T-cellen die snelle effectorfuncties vertonen wanneer ze dezelfde antigenen opnieuw tegenkomen en de gastheer zeer krachtige en langdurige bescherming bieden10,11.

Hoewel huidig onderzoek suggereert dat CD4 T-cellen een belangrijke rol spelen bij de ontwikkeling van EAE, is het nog steeds onduidelijk hoe verschillende CD4 T-celsubsets, geclassificeerd op basis van hun activeringsfase en immuuneffectfunctie, bijdragen aan het ontstaan en terugvallen van EAE. In de huidige studie hebben we het EAE-model vastgesteld in C57BL6/J-muizen door myeline-oligodendrocytglycoproteïne (MOG)35-55-peptide te immuniseren en de initiatie en terugval van EAE te onderzoeken, met de nadruk op de activeringsfase en immuunfunctie van CD4 T-cellen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

In totaal werden 18 vrouwelijke C57BL/6J-muizen in de leeftijd van zes tot acht weken willekeurig verdeeld in een controlegroep (n = 6) en een EAE-groep (n = 12) voor deze studie. Muizen werden gekocht van het proefdierencentrum van de Ningxia Medical University. Muizen werden gehuisvest in een ruimte met temperatuur- en vochtigheidsregeling met een licht/donker-cyclus van 12 uur en vrije toegang tot vers water en voedsel. Ethische goedkeuring werd verkregen van de Experimental Animal Ethics Committee van de Ningxia Medical University voordat de studie begon.

1. Ontwikkeling van relapsing remitting EAE in C57BL/6 muizen

  1. Ontbinding van reagens
    1. Los 5,4 mg MOG35-55 (materiaaltabel) op in 1,8 ml fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS). Weeg 12,6 mg Mycobacterium tuberculosis H37RA af (Materiaaltabel) en voeg dit toe aan 1,8 ml complete Freund's adjuvansoplossing (CFA) (Materiaaltabel). Los 360 μL kinkhoesttoxine (PTX; Tabel van materialen) in 7,2 ml PBS met behulp van een pipet (Materiaaltabel).
  2. Bereiding van de emulsie van MOG35-55 en CFA
    1. Pipetteer MOG35-55-oplossing en CFA-oplossing met behulp van twee spuiten van 5 ml die in stap 1.1 zijn voorbereid en sluit ze aan met een T-stukklep. Meng continu op ijs gedurende 1 uur tot een melkachtige water-in-olie-emulsie is verkregen.
      OPMERKING: De emulsie wordt met succes bereid wanneer deze op het wateroppervlak drijft zonder zich te verspreiden nadat deze in het water is gevallen.
  3. Verdoving bij muizen
    1. Schroef de vuldop aan de voorkant van de verdamper van het anesthesieapparaat los. Giet langzaam 20 ml isofluraan langs de afdichtschroef in het midden en vergrendel de vuldop. Schakel de schakelaar van de T-knop om ervoor te zorgen dat de luchtstroom van de verdamper van de anesthesiemachine wordt gecommuniceerd met de anesthesie-inductiebox (Materiaaltabel).
    2. Sluit de voeding van de luchtpomp aan, zet de luchtpompschakelaar aan en draai en stel de luchtbronklep aan de voorkant van de zuurstofstroommeter af zodat de uitgaande gasstroom 400 ml/min is. Open de verdamper, stel de inductieconcentratie in op 3% en wacht tot de verdoving de inductiebox vult.
    3. Plaats de muizen ongeveer 1 minuut later in de inductiebox, sluit vervolgens de inductiebox en wacht tot de muizen in diepe slaap, spierontspanning en gestage ademhaling zijn; dan kunnen de muizen worden bepaald als de ideale staat van anesthesie (Materiaaltabel).
      NOTITIE: Schakel de schakelaar van het T-slagventiel om ervoor te zorgen dat de luchtstroom van de verdamper van het anesthesieapparaat wordt gecommuniceerd met het anesthesiemasker totdat de muizen volledig verdoofd zijn.
  4. Immunisatie van muizen
    1. Injecteer subcutaan 200 μl emulsie bereid in stap 1.2 met behulp van een spuit van 1 ml met de naald op vier plaatsen op de rug van de muis, ongeveer 0,5 cm aan beide zijden van de wervelkolom in de oksel en liesvlak12 bij muizen van de EAE-groep. Gebruik 50 μL emulsie op elke plaats (Materiaaltabel).
  5. PTX-injectie
    1. Haal de muizen uit de kooi door de staart te vangen en plaats deze op de kooidraad. Houd de staart van muizen vast met de 4e en 5e vinger en trek deze voorzichtig omhoog om de trend van het lichaam en de ledematen naar voren te behouden. Pak de kop van de muizen vast en vang de huid op de rug van de muizen vast met de middel- en ringvinger.
    2. Injecteer 0 uur en 48 uur na immunisatie in stap 1.4 200 μL PTX intraperitoneaal op een positie van 0,5 cm langs weerszijden van de middenbuiklijn met een penetratiediepte van 1-2 cm met behulp van een spuit van 1 ml met naald (Materiaaltabel).
      OPMERKING: Alvorens PTX 48 uur na immunisatie van MOG35-55 te injecteren, is het noodzakelijk om muizen te verdoven met behulp van de procedures beschreven in stap 1.3. De muizen moeten worden verzorgd totdat ze weer voldoende bewustzijn hebben om sternale lighouding te behouden.
    3. Voor de muizen in de controlegroep: behandel met zoutoplossing volgens dezelfde methode en beoordeel de klinische score dagelijks.
      OPMERKING: Muizen werden beoordeeld op tekenen van EAE volgens de volgende schaal13: 0 = geen ziektesymptomen, 1 = volledige verlamming van de staart, 2 = gedeeltelijke achterverlamming/zwakte, 3 = volledige verlamming van de achterpoten, 4 = verlamming van de voor- en achterpoten en 5 = stervende toestand.

2. Histologische kleuringsanalyse

  1. De inzameling van hersenen
    1. Verdoof de muizen volgens stap 1.3. Euthanaseer de muizen door cervicale dislocatie en open de borstkas om het hart volledig bloot te leggen. Snijd de oorschelp door en perfuseer langzaam met een voorgekoelde zoutoplossing met behulp van een spuit van 20 ml met naald bij de linkerventrikel totdat de lever grijs en wit wordt.
    2. Doordrenk langzaam met 4% paraformaldehyde totdat de staartpunt omhoog draait, het lichaam stijf wordt en de lever taai wordt. Onthoofd het hoofd, snijd de schedel, verzamel de hersenen met een pincet en fixeer het gedurende 24 uur in een 4% paraformaldehyde-oplossing (Materiaaltabel).
  2. Bereiding van paraffinesecties
    1. Gradiënt dehydratatie: Dompel het hersenweefsel uit stap 2.1 achtereenvolgens onder in 70% ethanol gedurende 1 uur, 80% ethanol gedurende 1 uur, 95% ethanol gedurende 1 uur, watervrije ethanol gedurende 1 uur, vervang door verse watervrije ethanol, blijf onderdompelen gedurende 1 uur (Materiaaltabel).
    2. Transparantie: Dompel het hersenweefsel uit stap 2.2.1 gedurende 30 minuten onder in xyleen, vervang het door vers xyleen en blijf onderdompelen totdat de weefsels transparant zijn (Materiaaltabel).
    3. Inbedding: Veranker het hersenweefsel uit stap 2.2.2 gedurende 1 uur in paraffine, vervang door verse paraffine, blijf 1 uur inbedden, snijd in plakjes van 6 μm na het loskomen van de vorm, plaats het glaasje in heet water, droog af bij 37 °C, bewaar bij kamertemperatuur (Materiaaltabel).
    4. Ontwaxen: Dompel hersenweefsel uit stap 2.2.3 20 minuten onder in xyleen, vervang door vers xyleen, blijf 20 minuten onderdompelen, plaats 5 minuten in watervrije ethanol, vervang door verse watervrije ethanol, dompel 5 minuten onder, 75% ethanol gedurende 5 minuten, spoel af met kraanwater (Materiaalopgave).
    5. Hematoxyline-eosine (H&E) kleuring: Kleur weefsels uit stap 2.2.4 3-5 minuten met hematoxylineoplossing en spoel vervolgens af met kraanwater. Behandel de weefsels met een hematoxylinedifferentiatieoplossing, kort en spoel grondig af met kraanwater. Behandel de weefsels met hematoxyline Scott kraanblauwoplossing en spoel af met kraanwater. Dompel 5 minuten onder in 85% ethanol en 5 minuten in 95% ethanol en kleur stappen 5 minuten met eosinekleurstof (Materiaaltabel).
    6. Drogen: Dompel de weefsels uit stap 2.2.5 achtereenvolgens 5 minuten onder in watervrije ethanol, vervang door verse watervrije ethanol, blijf 5 minuten onderdompelen, vervang door verse watervrije ethanol, dompel 5 minuten onder, xyleen gedurende 5 min, vervang door vers xyleen, dompel 5 minuten onder, sluit af met neutrale gom (Materiaaltabel).
    7. Observeer met een microscoop de hersenweefsels en voer beeldacquisitie en -analyse uit (Materiaaltabel).

3. Analyse van LFB-kleuring

  1. Verzameling myelineschede: Snijd de ruggengraat van de muis af van het hoofduiteinde 2 segmenten omhoog naar het staartuiteinde 2 segmenten naar beneden, blaas het ruggenmerg uit tot aan het staartuiteinde en fixeer het ruggenmerg gedurende 4% 24 uur in een paraformaldehyde-oplossing van 4%.
    OPMERKING: De myelineschede is in stap 2.1 van dezelfde muizen geoogst en de stappen voor hartperfusie zijn hetzelfde als in 2.1.
  2. Deparaffinisatie en rehydratatie van paraffinesecties: Plaats de dia's uit stap 3.1 achtereenvolgens 20 minuten in xyleen, vervang ze door vers xyleen, blijf 20 minuten onderdompelen, watervrije ethanol gedurende 5 minuten, vervang door verse watervrije ethanol, dompel deze 5 minuten onder, 75% alcohol gedurende 5 min, was met kraanwater.
  3. Snelle blauwe kleuring: Plaats luxol fast blue staining solution A in een oven van 60 °C en verwarm 30 minuten voor. Leg de glaasjes uit stap 3.2 in oplossing A en bedek ze 1 uur met een plastic membraan om te voorkomen dat de plakjes uitdrogen, haal vervolgens de glaasjes eruit en was ze snel met kraanwater.
  4. Achtergronddifferentiatie: Plaats de objectglaasjes uit stap 3.3 2 s in luxol snelle blauwe kleuringsoplossing B (terwijl de kleurstof heet is) en dompel ze direct onder in luxol snelle blauwe kleuringsoplossing C voor differentiatie gedurende 15 s, was met water totdat de myelineschede blauw is en de achtergrond bijna kleurloos is.
  5. Eosin tegenkleuring: Zet de dia's uit stap 3.4 in de oven op 65 °C om te drogen. Als je klaar bent, haal je ze uit de oven en laat je ze afkoelen. Zet de glaasjes gedurende 1 minuut in 95% ethanol en eosine tegenkleuring.
  6. Drogen en afdichten: Plaats de dia's uit stap 3.5 achtereenvolgens in watervrije ethanol 5 min, vervang door verse watervrije ethanol, blijf 5 minuten onderdompelen, vervang opnieuw door verse watervrije ethanol, blijf 5 minuten onderdompelen, xyleen 5 min, vervang door vers xyleen, dompel 5 minuten onder. Was en droog de monsters en sluit ze af met neutrale gom.
  7. Microscooponderzoek: Verzamel en analyseer afbeeldingen met behulp van een rechtopstaande optische microscoop (Materiaaltabel).

4. Analyse van flowcytometrie

  1. Open de buikholte van muizen. Extraheer de milten met een pincet en hak ze met een schaar in kleine stukjes van 1,5-2,5 cm in PBS op ijs. Maal de milt in 10 ml RPMI-1640 met 2% foetaal runderserum (FBS) met behulp van een spuitzuiger van 2,5 ml en duw deze door een celzeef van 70 μm om eencellige suspensie te verkrijgen (Materiaaltabel).
    OPMERKING: De milten zijn geoogst van dezelfde muizen in stap 2.1.
  2. Breng de in stap 4.1 verkregen suspensie over in buisjes van 15 ml en lyseer deze gedurende 10 minuten met behulp van 5 ml lysisbuffer van rode bloedcellen op ijs. Wassen met RPMI-1640 met 2% FBS, centrifugeren op 350 x g gedurende 5 minuten, gooi het supernatant weg en suspendeer cellen met RPMI-1640 met 2% FBS.
  3. Tel de cellen met een automatische cellenteller (Materiaaltabel) en pas de concentratie aan op 1 x 106 cellen/ml.
  4. Pipetteer 100 μL celsuspensie in buisjes van 1,5 ml en incubeer met 1 μL anti-muis CD16/32 antilichaam14 (0,5 mg/ml) gedurende 30 minuten om niet-specifieke kleuring te blokkeren. Wassen met RPMI-1640 en centrifugeren op 350 x g gedurende 5 min, gooi het bovenstaande weg. Resuspendeer de cellen in 100 μl RPMI-1640 met 2% FBS.
  5. Kleuring met antilichamen specifiek voor CD45 (Alexa Fluor 700), CD3 (FITC), CD4 (APC) en CD69 (BV674) voor Teff-cellen15 gedurende 30 minuten, 2 μL voor elk antilichaam. Kleuring met antilichamen specifiek voor CD45 (Alexa Fluor 700), CD3 (FITC), CD4 (APC), CD44 (BV421) en CD62L (PE) voor Tem-cellen16 gedurende 30 minuten, 2 μL voor elk antilichaam. Wassen met RPMI-1640 en centrifugeren op 350 x g gedurende 5 minuten, gooi het bovenstaande weg en suspendeer de cellen opnieuw in 350 μL PBS. Analyseer de celverhouding met behulp van een flowcytometer en de bijbehorende software (Materiaaltabel).

5. Analyse van cytokinen door cytometrische bead array

  1. Gebruik de cytometrische kralenreeks (materiaaltabel) om IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, tumornecrosefactor (TNF)-α en IFN-γ in muizenhersenen te meten, methoden zoals hieronder beschreven.
  2. Verzamel muizenhersenen zoals beschreven in stap 2.1.
  3. Extractie van totaal eiwit: Snijd en weeg 50 mg hersenweefsel (drie hersenen in de controlegroep, EAE-groep in de piekfase en RR-fase). Plaats de hersenen in buisjes van 1,5 ml en voeg 500 μL lysisbuffer toe die PMSF, proteaseremmer en fosfataseremmers bevat.
  4. Snijd de hersenen in kleine stukjes rond 1 mm3, extraheer ze met een ultrasone homogenisator bij 400 W, 5 s AAN en 5 s UIT; Herhaal dit 5x. Plaats de buis 10 minuten op ijs, centrifugeer gedurende 5 minuten op 12000 x g en verzamel het bovenstaande (materiaaltabel).
  5. Bereid de Th1/Th2/Th17-cytokinestandaarden van muizen voor zoals hieronder beschreven.
    1. Open een flesje met gevriesdroogde muis Th1/Th2/Th17-standaarden. Breng de standaarden over in een conische polypropyleen buis van 15 ml. Label de bovenkant van de tube als standaard.
    2. Reconstitueer de standaarden in 2,0 ml analyseverdunningsmiddel. Laat de gereconstitueerde standaard 15 minuten bij kamertemperatuur in evenwicht blijven. Meng het gereconstitueerde eiwit voorzichtig door te pipetteren.
    3. Etiketteer de buisjes van 12 mm x 75 mm en rangschik ze in de volgende volgorde van verdunning: 1:2, 1:4, 1:8, 1:16, 1:32, 1:64, 1:128 en 1:256. Pipetteer 300 μL analyseverdunningsmiddel in elke gelabelde buis.
    4. Seriële verdunningen uitvoeren: Breng 300 μl van de bovenste standaard over in de 1:2 verdunningsbuis en meng grondig door te pipetteren. Ga door met seriële verdunningen door 300 μL over te brengen van de 1:2 buis naar de 1:4 buis en zo verder tot de 1:256 buis. Bereid een buis van 12 x 75 mm voor die alleen het analyseverdunningsmiddel bevat om als negatieve controle van 0 pg/ml te dienen.
      OPMERKING: Meng grondig door te pipetteren. Draaikolken niet om te voorkomen dat de antilichaamkoppeling op de microbeads eraf valt.
    5. Om de Th1/Th2/Th17 cytokine-afvangkralen van de muis te mengen, bereidt u 19 buisjes voor, inclusief standaarden met 3 monsters in elke groep (controlegroep, EAE-groep in piekstadium en RR-stadium) voor het experiment. Draai de vangparelsuspensie krachtig gedurende 5 s voordat u deze mengt. Voeg 190 μL van elke vangparel toe aan een enkele buis en label deze als gemengde opvangkorrels. Draai het kralenmengsel grondig.
      OPMERKING: De antilichaam-geconjugeerde kralen zullen na verloop van tijd uit de suspensie bezinken. Het is noodzakelijk om de injectieflacon te vortexen voordat u een aliquot met kralenophanging neemt.
    6. Om de test uit te voeren, vortex de mix vangkralen. Voeg 50 μL kralen toe aan alle analysebuisjes. Voeg 50 μl Th1/Th2/Th17 cytokinestandaardverdunningen van muizen toe aan de controlebuisjes zoals in tabel 1.
    7. Voeg 50 μL van het Th1/Th2/Th17 PE-detectiereagens van de muis toe aan alle analysebuisjes. Incubeer de analysebuisjes gedurende 2 uur bij kamertemperatuur en bescherm ze tegen licht. Voeg 1 ml wasbuffer toe aan elke analysebuis en centrifugeer gedurende 5 minuten op 200 x g . Zuig het bovenstaande uit elke analysebuis op en gooi het voorzichtig weg.
    8. Voeg 300 μL wasbuffer toe aan elke analysebuis om de parelkorrel opnieuw te suspenderen. Analyseer de cytokinegegevens van muis Th1/Th2/Th17 met behulp van FCAP Array-software (Table of Materials).

  

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Beoordeling van klinische scores
Zoals te zien is in figuur 1, vertoonden de muizen in de controlegroep geen klinische symptomen. De muizen in de EAE-groep, die waren geïmmuniseerd met MOG35-55, vertoonden ongeveer 12 dagen na immunisatie staartverlamming. Op dag 16 bereikten de symptomen volledige verlamming van de achterpoten (gedefinieerd als piekstadium, piek). Daarna werden de symptomen geleidelijk weggenomen. De klinische symptomen ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

MS is de meest voorkomende auto-immuundemyeliniserende ziekte van het CZS, die wereldwijd miljoenen mensen treft17. EAE is het typische diermodel voor het simuleren van de klinisch pathologische kenmerken van MS18. Studies hebben aangetoond dat personen met MS cognitieve stoornissen en andere handicaps ervaren als gevolg van de degeneratie van axonen en neuronen in het CZS 19,20,21....

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de Natural Science Foundation van Ningxia (2022AAC03601 en 2023AAC02087) en Research Foundation van Ningxia Medical University (XM2019052). Bedankt voor de steun van het Medical Science and Technology Research Center van de Ningxia Medical University.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anesthesieapparaat verdamperNorvap20-17368
 IsofluraanSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd.792632
70 μm celstrainerXIYAN Co.,Ltd.15-1070
Alexa Fluor 700 anti-muis CD45 AntilichaamBiolegend103128
APC anti-muis CD4 AntilichaamBiolegend100616
Automatische celtellerJiangsu JIMBIO technology Co., LTDJIMBIO iCyta S2
BD* Cytometric Bead Array (CBA) Muis Th1/Th2/Th17 CBA KitBD Biosciences560485
Biotine anti-muis CD16/32 AntilichaamBiolegend101303
Brilliant Violet 510 anti-muis CD69 AntilichaamBiolegend104532
BV786 Rat Anti-Muis CD62L(MEL-14)BD Pharmingen563109
Column Tissue&Cell Proteïne Extractie KitShanghai Epizyme Biomedical Technology Co., LtdPC201Plus
Complete Freund's AdjuvansSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. SLCH4887
DehydratorDIAPATHDonatello
Wegwerpsiring (1 mL)Yikang Group210820
Wegwerpsiring (2,5 mL)Yikang Group210820
Wegwerpsiring (5 mL)Yikang Group210820
VerfmachineDIAPATHGiotto
InbeddingsmachineWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-P5
EthanolSCRC100092683
Fetaal RundserumProcell Life Science&Technology Co.,Ltd.FSP500
FITC Hamster Anti-Muis CD3e(145-2C11)BD Pharmingen553062
FlowcytometerBecton,Dickinson and CompanyFACSCelesta
FlowcytometerBecton,Dickinson and CompanyAccuri C6
Flow Jo softwareBD Biosciences10.8.1
Bevroren platformWuhan Junjie Electronics Co., Ltd JB-L5
GlijplaatjeServicebioG6004
HE-kleurstofoplossingssetServicebioG1003
Hematoxyline-Eosine oplossingServicebioG1002
Hoge snelheid gekoelde centrifugeThermo Fisher ScientificMogafugo8R
BeeldvormingssysteemNikonNIKON DS-U3
Luxol fast blue kleuringskitServicebioG1030
Ms CD44 BV421 IM7BD Pharmingen564970
Mycobacterium tuberculosis H37RABD Pharmingen231141
Myeline oligodendrocyt glycoproteïne (MOG35-55)AnaSpecAS-60130-1
Neutrale gomSCRC10004160
OrganizerKEDEEKD-P
OvenLaboteryGFL-230
Pathologie slicerLeicaRM2016
Pertussis Toxine van Bordetella pertussisSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd.P7208
Fosfaat gebufferde zoutoplossingServicebioG4202
Pipet 0,5-10 μLDLAB Scientific7010101004
Pipet 100-1000 μLDLAB Scientific7010101014
Pipet 20-200 μLDLAB Scientific7010101009
RPMI-1640Procell Life Science&Technology Co.,Ltd.PM150110
Tee klepGuangdong Kanghua Medical Co., LTDA06
WeefselverspreiderZhejiang Kehua Instrument Co.,LtdKD-P
Rechtopstaande optische microscoopNikonNIKON ECLIPSE E100
XyleenSCRC10023418

Referenties

  1. Swanberg, K., et al. Multiple sclerosis diagnosis and phenotype identification by multivariate classification of in vivo frontal cortex metabolite profiles. Sci Rep. 12 (1), 13888(2022).
  2. Zahoor, I., et al. An emerging potential of metabolomics in multiple sclerosis: a comprehensive overview. Cell Mol Life Sci. 78 (7), 3181-3203 (2021).
  3. Vitturi, B., et al. Spatial and temporal distribution of the prevalence of unemployment and early retirement in people with multiple sclerosis: A systematic review with meta-analysis. PloS one. 17 (7), 0272156(2022).
  4. Brambilla, R. The contribution of astrocytes to the neuroinflammatory response in multiple sclerosis and experimental autoimmune encephalomyelitis. Acta neuropathologica. 137 (5), 757-783 (2019).
  5. Niedźwiedzka-Rystwej, P., Tokarz-Deptuła, B., Deptuła, W. Characteristics of T lymphocyte subpopulations. Postepy Hig Med Dosw. 67, 371-379 (2013).
  6. Loos, J., et al. Functional characteristics of Th1, Th17, and ex-Th17 cells in EAE revealed by intravital two-photon microscopy. J neuroinflammation. 17 (1), 357(2020).
  7. Prajeeth, C., et al. Effectors of Th1 and Th17 cells act on astrocytes and augment their neuroinflammatory properties. J neuroinflammation. 14 (1), 204(2017).
  8. Nielsen Birgitte, R., et al. Characterization of naïve, memory and effector T cells in progressive multiple sclerosis. J Neuroimmunol. 310, 17-25 (2017).
  9. Xie, L., et al. The role of CD4+ T cells in tumor and chronic viral immune responses. Med Comm. 4 (5), e390(2023).
  10. Sun, L., et al. T cells in health and disease. Signal Transduct Target Ther. 8 (1), 235(2023).
  11. Kawabe, T., et al. Memory-phenotype CD4+ T cells spontaneously generated under steady-state conditions exert innate TH1-like effector function. Sci Immunol. 2 (12), (2017).
  12. Moon, J., et al. A study of experimental autoimmune encephalomyelitis in dogs as a disease model for canine necrotizing encephalitis. J Vet Sci. 16 (2), 203-211 (2015).
  13. Pérez-Nievas, B., et al. Chronic immobilisation stress ameliorates clinical score and neuroinflammation in a MOG-induced EAE in Dark Agouti rats: mechanisms implicated. J neuroinflammation. 7, 60(2010).
  14. Zheng, J., et al. Prostaglandin D2 signaling in dendritic cells is critical for the development of EAE. J Autoimmun. 114, 102508(2020).
  15. Adamczyk, M., et al. The expression of activation markers CD25 and CD69 increases during biologic treatment of Psoriasis. J Clin Med. 12 (20), 6573(2023).
  16. Meng, R., et al. Echinococcus multilocularisIndoleamine 2,3-dioxygenase 1 signaling orchestrates immune tolerance in -infected mice. Front Immunol. 13, 1032280(2022).
  17. Sheinin, M., et al. Suppression of experimental autoimmune Encephalomyelitis in mice by β-Hydroxy β-Methylbutyrate, a body-building supplement in humans. J Immunol. 211 (2), 187-198 (2023).
  18. Ghareghani, M., et al. Hormones in experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) animal models. Transl Neurosci. 12 (1), 164-189 (2021).
  19. Pérez-Miralles, F., et al. Clinical impact of early brain atrophy in clinically isolated syndromes. Mult Scler. 19 (14), 1878-1886 (2013).
  20. Nygaard, G., et al. Cortical thickness and surface area relate to specific symptoms in early relapsing-remitting multiple sclerosis. Mult Scler. 21 (4), 402-414 (2015).
  21. Biberacher, V., et al. Atrophy and structural variability of the upper cervical cord in early multiple sclerosis. Mult Scler. 21 (7), 875-884 (2015).
  22. Ma, Y., et al. Epsilon toxin-producing Clostridium perfringens colonize the multiple sclerosis gut microbiome overcoming CNS immune privilege. J Clin Invest. 133 (9), e163239(2023).
  23. Cibrián, D., Sánchez, M. CD69: from activation marker to metabolic gatekeeper. Eur J Immunol. 47 (6), 946-953 (2017).
  24. Clarkson Benjamin, D., et al. Preservation of antigen-specific responses in cryopreserved CD4 and CD8 T cells expanded with IL-2 and IL-7. J Transl Autoimmun. 5, 100173(2022).
  25. Raeber Miro, E., et al. The role of cytokines in T-cell memory in health and disease. Immunol Rev. 283 (1), 176-193 (2018).
  26. Ville, S., et al. Co-stimulatory blockade of the CD28/CD80-86/CTLA-4 balance in transplantation: Impact on memory T cells. Front Immunol. 6, 411(2015).
  27. Natalini, A., et al. OMIP-079: Cell cycle of CD4+ and CD8+ naïve/memory T cell subsets, and of Treg cells from mouse spleen. Cytometry A. 99 (12), 1171-1175 (2021).
  28. Joffre, O., et al. Cross-presentation by dendritic cells. Nat Rev Immunol. 12 (8), 557-569 (2012).
  29. Montes, M., et al. Oligoclonal myelin-reactive T-cell infiltrates derived from multiple sclerosis lesions are enriched in Th17 cells. Clin Immunol. 130 (2), 133-144 (2009).
  30. Feruglio, S., Kvale, D., Dyrhol, R. T. Cell responses and regulation and the impact of in vitro IL-10 and TGF-β modulation during treatment of active tuberculosis. Scand J Immunol. 85 (2), 138-146 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

CD4 T-cellenmodel voor multiple scleroserelapsing-remitting EAEinfiltratie van immuuncellencentraal zenuwstelseldemyelinisatieanalyseeffector memory T-cellenTh1 Th17-cellenregulatoire T-cellen

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.