We beschrijven hier methoden voor het induceren en analyseren van olfactorische ervaring-afhankelijke remodellering van synaptische glomeruli van de antennekwab in de juveniele hersenen van Drosophila .
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Ervaringsafhankelijke hermodellering van juveniele reukbare sensorische neuronen Synaptische connectiviteit van de hersenen in een kritieke periode in het vroege leven
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Olfactorische sensorische ervaring in het vroege leven induceert dramatische synaptische glomeruli-remodellering in de juveniele hersenen van Drosophila , die ervaringsdosisafhankelijk, tijdelijk beperkt en alleen tijdelijk omkeerbaar is in een korte, goed gedefinieerde kritieke periode. De directionaliteit van de remodellering van de synaptische connectiviteit van het hersencircuit wordt bepaald door de specifieke geurstof die inwerkt op de respondentreceptorklasse van olfactorische sensorische neuronen. Over het algemeen brengt elke neuronklasse slechts één geurreceptor tot expressie en innerveert een enkele olfactorische synaptische glomerulus. In het genetische model van Drosophila is het volledige scala aan olfactorische glomeruli nauwkeurig in kaart gebracht op basis van de respons op geurstoffen en gedragsoutput. Ethylbutyraat (EB) geurstof activeert Or42a-receptorneuronen die de VM7-glomerulus innerveren. Tijdens de kritieke periode in het vroege leven stimuleert EB-ervaring dosisafhankelijke synapseliminatie in de Or42a olfactorische sensorische neuronen. Getimede perioden van gedoseerde blootstelling aan EB-geurant maken onderzoek mogelijk naar ervaringsafhankelijk snoeien van circuitconnectiviteit in juveniele hersenen. Confocale microscopiebeeldvorming van synaptische glomeruli van de antennekwab wordt gedaan met Or42a-receptorgestuurde transgene markers die kwantificering van het synapsaantal en het innervatievolume bieden. De geavanceerde genetische toolkit van Drosophila maakt de systematische ontleding mogelijk van de cellulaire en moleculaire mechanismen die de hermodellering van het hersencircuit mediëren.
Inleiding
De hermodellering van juveniele hersencircuits tijdens het vroege leven vertegenwoordigt de laatste kans voor grootschalige synaptische connectiviteitsveranderingen om overeen te komen met de zeer variabele, onvoorspelbare omgeving waarin een dier wordt geboren. Als de meest voorkomende groep dieren delen insecten dit evolutionair geconserveerde, fundamentele mechanisme voor het hermodelleren van kritieke perioden1. Kritieke perioden beginnen met het begin van sensorische input, vertonen omkeerbare circuitveranderingen om de connectiviteit te optimaliseren en sluiten vervolgens wanneer stabilisatiekrachten zich verzetten tegen verdere hermodellering2. Insecten zijn vooral afhankelijk van olfactorische sensorische informatie en vertonen een goed gedefinieerde olfactorische kritieke periode. Drosophila biedt een uitstekend genetisch model om deze ervaringsafhankelijke kritieke periode in het juveniele brein te onderzoeken. Geurervaring gedurende de eerste paar dagen na de eclosie zorgt voor opvallende veranderingen in de circuitconnectiviteit in individueel geïdentificeerde synaptische glomeruli 3,4. De richting van de verbouwing is afhankelijk van de specifieke input geurbeleving. Sommige geurstoffen veroorzaken een toename van het synaptische glomerulusvolume gedurende een paar dagen na eclosie (dpe)3,5,6,7, terwijl andere geurstoffen een snelle eliminatie van synapsen veroorzaken tijdens de kritieke periode van 0-2 dpe, wat resulteert in een verminderd innervatievolume 8,9,10. In het bijzonder stimuleert de ervaring met ethylbutyraat (EB) geurstof dosisafhankelijke synaptische snoei van de Or42a-olfactorische receptorneuronen alleen tijdens deze kritieke periode in het vroege leven8. De eliminatie van de synaps is volledig omkeerbaar door de input van EB-geurstoffen binnen de kritieke periode te moduleren, maar wordt permanent na het sluiten van de kritieke periode. Deze olfactorische ervaringsafhankelijke synaptische snoei biedt een waardevol experimenteel systeem om de tijdelijk beperkte mechanismen op te helderen die ten grondslag liggen aan de hermodellering van het juveniele hersencircuit.
Hier presenteren we een gedetailleerd protocol dat wordt gebruikt om EB-ervaringsafhankelijk synaptisch snoeien van Or42a-receptor olfactorische sensorische neuronen tijdens de kritieke periode in het vroege leven te induceren en te analyseren. We laten zien dat Or42a synaptische terminals in de antennekwab VM7 glomerulus specifiek kunnen worden gelabeld door transgeen een membraan-tethered mCD8::GFP-marker aan te sturen, ofwel direct gefuseerd met de Or42a-promotor (Or42a-mCD8::GFP)11 of met behulp van het Gal4/UAS binaire expressiesysteem (Or42a-Gal4 die UAS-mCD8::GFP aanstuurt)12. Individuele Or42a-neuronsynapsen kunnen op dezelfde manier worden gelabeld met behulp van gerichte transgene expressie van presynaptische actieve zonemarkers die zijn gefuseerd met een reeks fluorescerende tags (bijv. Bruchpilot::RFP)8 of een elektronendicht signaal voor ultrastructurele synapsanalyses (bijv. miniSOG-mCherry)8. Or42a synaptische terminals kunnen worden afgebeeld met een combinatie van laserscanning confocale microscopie en transmissie-elektronenmicroscopie. We laten zien dat Or42a synaptisch glomeruli snoeien EB-dosisafhankelijk is, schaalbaar naar de concentratie van de getimede geurervaring. Het percentage EB-odorant opgelost in minerale olie dat als vehikel wordt gebruikt, kan worden gevarieerd, evenals de getimede duur van de blootstelling aan geurstof bij dieren in een ontwikkelingsfase. Ten slotte tonen we de methoden die worden gebruikt om de mate van synaptische glomeruli-snoei te analyseren door de intensiteit en het volume van de VM7-innervatiefluorescentie te meten. Het aantal synapsen kan ook worden gekwantificeerd door gelabelde synaptische puncta te tellen en door synaptische ultrastructuurparameters te meten met behulp van transmissie-elektronenmicroscopie8. Over het algemeen is het hier getoonde protocol een krachtige benadering die de systematische dissectie mogelijk maakt van zowel cellulaire als moleculaire mechanismen die het trimmen van de synaptische connectiviteit van het olfactorische circuit van Drosophila mediëren tijdens een juveniele kritieke periode. De algemene opstelling voor blootstelling aan geur die in deze studie wordt beschreven, is in eerdere onderzoeken gebruikt met behulp van andere geuren en het testen van andere glomeruli 3,7.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
1. Blootstelling aan geurstoffen
- Sorteer met een fijn penseel 40-50 dieren in een ontwikkelingsfase als donkere poppen van faraat (90+ uur na de verpopping bij 25 °C) in flesjes van 25 mm x 95 mm polystyreen Drosophila met standaard maïsmeelmelassevoer (Figuur 1A).
- Plaats fijn roestvrijstalen gaas over het uiteinde van de Drosophila-flesjes om de vliegen in bedwang te houden en tegelijkertijd een goede luchtstroom mogelijk te maken. Bevestig de gaasdoppen met geplakte transparante film aan de zijkant van de Drosophila-injectieflacons .
- Plaats 1 ml 1 ml 100% minerale olie in een microcentrifugebuisje van 1,5 ml (voertuigbesturing) of los het ethylbutyraat (EB) odorant op in minerale olie in een ander buisje om de gewenste concentratie te verkrijgen (bijv. 15% (150 μL) of 25% (250 μL)).
- Plaats de voertuigcontrole- of odorant-microcentrifugebuisjes rechtop in een luchtdichte Glasslock-container van 3700 ml. Veranker de buisjes met tape stevig in het midden van de geurkamers samen met de Drosophila-injectieflacons (Figuur 1B).
- Plaats de verzegelde voertuigcontrole- en EB-geurkamers met de gefaseerde Drosophila pharate-poppenflesjes in een bevochtigde (70%), temperatuurgecontroleerde (25 °C) incubator op een licht/donkercyclus van 12 uur/12 uur.
- Verwijder de nieuw gesloten vliegen na 4 uur blootstelling aan de geurkamer en breng snel 20-25 vliegen over in verse Drosophila-injectieflacons in kamers met vers gemaakte geurstof (Figuur 1A,B). Gooi de niet-gesloten poppen weg.
- Houd de vliegen in totaal 24 uur in hun afgesloten geurkamers in de couveuses. Voor een langere dosering van geurstof, brengt u vliegen elke 24 uur snel over naar nieuwe Drosophila-injectieflacons in vers gemaakte geurkamers.
- Verdoof de vliegen in een ontwikkelingsfase door ze gedurende 1 minuut onder te dompelen in een schaal met 70% ethanol ter voorbereiding op onmiddellijke hersendissectie en verwerking van immunocytochemie.
2. Ontleding van de hersenen
- Markeer flacons als voertuigcontrole (alleen 100% minerale olie) of EB blootgesteld (% EB) door ze te labelen en deze aanduidingen te behouden voor de gehele duur van hersendissectie en daaropvolgende verwerking. Verwerk 10-20 dieren voor elk genotype/geurstofaandoening.
- Breng met een tang een enkele verdoofde vlieg over in een schaaltje met vers gemaakte fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)13. Dompel de vlieg onder in PBS en ga door met volledige hersendissectie met de vlieg volledig ondergedompeld.
- Plaats met een fijne (#5) geslepen tang in beide handen de vlieg met de buikzijde naar boven en pak met de ene pincet de bovenste thorax vast en met de andere pincet de kop onder de slurf. Zorg ervoor dat u niet in de hersenen doordringt.
- Verwijder het hoofd van de rest van het lichaam door met beide handen voorzichtig in tegengestelde richting te trekken. Het hoofd moet gemakkelijk loskomen van de thorax; laat de geïsoleerde kop over voor dissectie (Figuur 1C).
- Schuif de pincet die eerder werd gebruikt om de thorax vast te pakken onder de andere kant van de proboscis. Begin de cuticula van het exoskelet voorzichtig in tegengestelde richtingen te trekken, zodat deze tussen de ogen scheurt om de hersenen te onthullen.
- Bij het trekken kunnen de optische kwabben van de hersenen samen met het exoskelet loskomen. Om dit te voorkomen, trekt u langzaam en gestaag met de twee tangen terwijl u de cuticula van het exoskelet verwijdert (Figuur 1C, midden).
- Ga door met het verwijderen van de nagelriem van het exoskelet van het hoofd. Zorg ervoor dat alle onderdelen van het exoskelet zijn verwijderd. Verwijder alle weefsels die aan de hersenen zijn bevestigd, inclusief het vetlichaam en eventuele uitstekende luchtpijp.
- Om plakken te voorkomen, spoelt u een P20 pipetpunt af met PBS + 0,2% Triton-X 100 (PBST). Breng onmiddellijk na de dissectie de hersenen over in de fixeeroplossing (4% paraformaldehyde (PFA) + 4% sucrose) in een afgesloten buisje (Figuur 1C,D).
3. Immunocytochemie van de hersenen
- Fixeer de hersenen gedurende 30 minuten op kamertemperatuur (RT) met end-over-end rotatie. Terwijl u de hersenen in de buis houdt, pipet u het gevaarlijke fixeermiddel af en voert u het op de juiste manier weg. Was de vaste hersenen snel 3x met PBS (Figuur 1D).
- Hersenen zitten vaak vast in de dop van de buisjes na rotatie. Om onbedoeld verlies van hersenen te voorkomen, wat een constant gevaar is bij alle transfers, gebruikt u een dissectiemicroscoop tijdens het pipetteren van vloeistoffen.
- Ter voorbereiding op de etikettering van antilichamen, blokkeert u de vaste hersenen gedurende 1 uur bij RT in PBST + 1% runderserumalbumine (BSA) + 0,5% normaal geitenserum (NGS) met constante end-over-end-rotatie (Figuur 1D).
- Verwijder de blokkade en incubeer de hersenen met het geselecteerde primaire antilichaam op de juiste manier verdund in PBST + 0,2% BSA + 0,1% NGS. Incubeer de hersenen 's nachts (14-16 uur) bij 4 °C met constante rotatie.
OPMERKING: Voorbeeld van gebruikte antilichamen: anti-CadN van ratten (verdunning 1:50)14 om synaptische glomeruli te labelen en anti-GFP van kip (1:1000)8 om Or42a-mCD8::GFP te labelen (Figuur 1D). - Pipette het primaire antilichaam af. Was de hersenen 3x gedurende 20 minuten met PBST. Incubeer hersenen met secundaire antilichamen verdund in PBST met 0,2% BSA + 0,1% NGS gedurende 2 uur bij RT met constante rotatie.
OPMERKING: U kunt de hersenen ook 's nachts (14-16 uur) bij 4 °C incuberen. Verdunde antilichamen in PBST met 0,2% BSA + 0,1% NGS; Secundaire antilichamen die hier worden gebruikt: 488 Goat Anti-Chicken (1:250) en 546 Goat Anti-Rat (1:250). - Pipette de secundaire antilichamen af. Was de hersenen 3x gedurende 20 minuten met PBST. Eindig door de hersenen 20 minuten te wassen met PBS (Figuur 1D).
- Bereid glazen objectglaasjes (75 mm x 25 mm) voor door twee dunne stroken dubbelzijdig plakband op het objectglaasje ~25 mm uit elkaar te plaatsen. Dit biedt een afstandhouder om te voorkomen dat de hersenen worden verpletterd.
- Pipetteer ~10-15 μL montagemedium tussen de twee stroken tape om de hersenen te monteren. Met een P20-pipetpunt die is voorgespoeld met PBST, brengt u de gelabelde hersenen over op het microscoopglaasje (Figuur 1E).
- Zodra de hersenen zijn overgebracht, gebruik je een fijn penseel om ze uit te lijnen, waarbij je ervoor zorgt dat de antennelobben naar boven wijzen. Zoek naar de kant met de gebogen bult, die de antennelobben zal bevatten.
- Zodra de hersenen goed georiënteerd zijn, bedek je ze met een glazen dekglaasje (nr. 1.5H) en zorg je ervoor dat het dekglaasje stevig op de tape zit. Vul vervolgens de zijkanten van het dekglaasje in met extra montagemedium (Figuur 1E).
- Verzegel de randen van het dekglaasje met doorzichtige nagellak. Laat het objectglaasje goed drogen en bewaar het vervolgens in de koelkast voor latere beeldvorming.
4. Confocale beeldvorming
- Blind alle hersenglaasjes voor zowel genotype- als ervaringsomstandigheden voorafgaand aan beeldvorming door het glaasje te markeren met een gecodeerd label voor latere decodering.
- Gebruik een confocale laserscanmicroscoop met een 63x olie-immersieobjectief. We gebruiken een Zeiss 510 META-microscoop in alle hier getoonde afbeeldingen (Figuur 1F).
- Gebruik geschikte laserlijnen voor de gebruikte fluoroforen. Gebruik hier een Argon 488- en HeNe 543-laser voor de synaptische glomeruli van de antennekwab en Or42a olfactorische sensorische neuronbeeldvorming (Figuur 2).
- Bepaal de optimale versterking en offset voor beide kanalen, waarbij u idealiter de versterking voor beide kanalen <750 en offset ≈0 houdt. Dit wordt gedaan om ervoor te zorgen dat de signaal-ruisverhouding optimaal is en tegelijkertijd de achtergrond wordt beperkt.
- Plaats beeldvorming in het midden van de hersenen. Bij beeldvorming bevinden de VM7-glomeruli zich proximaal van het gat in het midden van de hersenen na verwijdering van de slokdarm tijdens dissectie (Figuur 2A).
OPMERKING: De VM7-glomeruli zullen zich altijd dicht bij de opening van de slokdarm bevinden. De exacte locatie en grootte variëren echter enigszins, afhankelijk van hersendissectie en toenemende verschillen, dus houd hier rekening mee bij het maken van beeldvorming. - Selecteer de beeldresolutie en de dikte van de optische plak. Hier wordt een resolutie van 1024 x 1024 gebruikt met een Z-stack plakdikte van 0,37 μm.
- Neem een volledige confocale Z-stack-projectie door de antennekwab, zodat de volledige Or42a-neuroninnervatie van de VM7-glomeruli wordt vastgelegd.
5. Synaptische metingen
- Laad de afbeelding met genotype/aandoening in Fiji (1.54f). Splits de laserlijnkanalen door te klikken op Afbeelding > Kleur > Kanalen splitsen.
- Bepaal in het or42a olfactorische sensorische kanaal welke plakjes de Or42a-innervatie bevatten door door het geheel van de Z-stack te scrollen en te identificeren waar de fluorescentie begint en eindigt.
- Maak een projectie van somsegmenten met alleen segmenten die Or42a-neuroninnervatie bevatten door op Afbeelding > stapels te klikken > Z Project > Sum Slices en het gewenste bereik in te voeren.
- Klik in Fiji op de Lasso-tool op de bovenste balk om de omtrek van de Or42a-neuroninnervatie in de VM7-glomerulus te traceren, waarbij elke glomerulus aan de hersenzijde onafhankelijk wordt behandeld (Figuur 3).
- Vermenigvuldig de omtrek met het aantal plakjes van de Z-stapel en de dikte van elke plak om het VM7 synaptische glomerulus-innervatievolume te verkrijgen. Om het synapsgetal te kwantificeren, kan de tool voor het vinden van maxima worden gebruikt samen met de macro voor het vinden van maxima stapels om synapspuncta te tellen in het geschetste gebied 8,15.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Figuur 1 toont de workflow voor de olfactorische ervaringsafhankelijke kritieke periode, blootstelling aan geurstoffen en beeldvormingsmethoden van de hersenen. Het protocol begint met het matchen van de leeftijd van donkere pharaaatpoppen direct voor de eclosie (Figuur 1A). De poppen worden gedurende 4 uur in geurkamers geplaatst en vervolgens worden pas gesloten volwassenen in verse flesjes gedraaid in de voertuigbesturing of ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Het hier gepresenteerde protocol voor blootstelling aan geurstof en beeldvorming van de hersenen kan worden gebruikt om ervaringsafhankelijke olfactorische sensorische neuron synaptische glomeruli-snoei tijdens een kritieke periode in het vroege leven op betrouwbare wijze te induceren en te kwantificeren. Eerdere studies die dit behandelingsparadigma gebruikten om de remodellering van het olfactorische circuit te onderzoeken, begonnen met blootstelling aan geurstof op de2e dag...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat er geen tegenstrijdige belangen zijn.
Dankbetuigingen
We danken de andere leden van het Broadie Lab voor hun waardevolle inbreng. Figuren werden gemaakt met behulp van BioRender.com. Dit werk werd ondersteund door subsidies van het National Institute of Health MH084989 en NS131557 aan K.B.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Voor geurblootstelling | |||
| Drosophila flesjes | Genesee Scientific | 32-110 | |
| Ethylbutyraat | Sigma Aldrich | E15701 | |
| Microcentrifugebuizen | Fisher Scientific | 05-408-129 | |
| Mineraal olie | Sigma Aldrich | M3516 | |
| Geurkamers | Glasslock | ||
| Schilderpenselen | Winsor & Newton | Serie 233 | |
| Parafilm | Thermofisher | S37440 | |
| Gaasdraad | Scienceware | 378460000 | |
| Hersendissectie | |||
| Ethanol, 190 proof | Decon Labs | 2801 | Verdund tot 70% |
| Pincetten | Fine Science Tools | 11251-30 | Dumont #5 |
| Paraformaldehyde | Electron Microscope Sciences | 157-8 | Verdund tot 4% |
| Petrischalen | Fisher Scientific | 08-757-100B | |
| Fosfaat-gebufferde zoutoplossing | Thermo Fisher Scientific | 70011-044 | Verdund tot 1x |
| Sucrose | Fisher Scientific | BP220-1 | |
| Sylgard | Electron Microscope Sciences | 24236-10 | |
| Triton-X 100 | Fisher Scientific | BP151-100 | |
| Hersenimmunocytochemie | |||
| 488 geit anti-kip | Invitrogen | A11039 | |
| 546 geit anti-rat | Invitrogen | A11081 | |
| Rundserum albumine | Sigma Aldrich | A9647 | |
| Kip anti-GFP | Abcam | 13970 | |
| Dekglasjes | Avantor | 48366-067 | 25 x 25 mm |
| Dubbelzijdig plakband | Scotch | 34-8724-5228-8 | |
| Fluoromount-G | Electron Microscope Sciences | 17984-25 | |
| Microscoopglaasjes | Fisher Scientific | 12-544-2 | 75 x 25 mm |
| Nagellak | Sally Hansen | 109 | Xtreme Wear, Invisible |
| Normaal geitenserum | Sigma Aldrich | G9023 | |
| Rat anti-CadN | Developmental Studies Hybridoma Bank | AB_528121 | |
| Confocal/Analyse | |||
| Elke computer/laptop | |||
| Confocal microscoop | Carl Zeiss | Zeiss 510 META | |
| Fiji software | Fiji | Versie 2.14.0/1.54f |
Referenties
- English, S., Barreaux, A. M. The evolution of sensitive periods in development: insights from insects. Curr Opinion Behav Sci. 36, 71-78 (2020).
- Fabian, B., Sachse, S. Experience-dependent plasticity in the olfactory system of Drosophila melanogaster and other insects. Fron Cell Neurosci. 17, 1130091(2023).
- Devaud, J. M., Acebes, A., Ferrús, A. Odor exposure causes central adaptation and morphological changes in selected olfactory glomeruli in Drosophila. J Neurosci. 21 (16), 6274-6282 (2001).
- Devaud, J. M., Acebes, A., Ramaswami, M., Ferrús, A. Structural and functional changes in the olfactory pathway of adult Drosophila take place at a critical age. J Neurobiol. 56 (1), 13-23 (2003).
- Sachse, S., et al. Activity-dependent plasticity in an olfactory circuit. Neuron. 56 (5), 838-850 (2007).
- Das, S., et al. Plasticity of local GABAergic interneurons drives olfactory habituation. Pro Natl Acad Sci U S A. 108 (36), E646-E654 (2011).
- Kidd, S., Struhl, G., Lieber, T. Notch is required in adult Drosophila sensory neurons for morphological and functional plasticity of the olfactory circuit. PLoS Genet. 11 (5), e1005244(2015).
- Golovin, R. M., Vest, J., Vita, D. J., Broadie, K. Activity-dependent remodeling of Drosophila olfactory sensory neuron brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 39 (16), 2995-3012 (2019).
- Golovin, R. M., Vest, J., Broadie, K. Neuron-specific FMRP roles in experience-dependent remodeling of olfactory brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 41 (6), 1218-1241 (2021).
- Chodankar, A., Sadanandappa, M. K., Raghavan, K. V., Ramaswami, M. Glomerulus-selective regulation of a critical period for interneuron plasticity in the drosophila antennal lobe. J Neurosci. 40 (29), 5549-5560 (2020).
- Stephan, D., et al. Drosophila Psidin regulates olfactory neuron number and axon targeting through two distinct molecular mechanisms. J Neurosci. 32 (46), 16080(2012).
- Doll, C. A., Broadie, K. Activity-dependent FMRP requirements in development of the neural circuitry of learning and memory. Development. 142 (7), 1346-1356 (2015).
- Tito, A. J., Cheema, S., Jiang, M., Zhang, S. A simple one-step dissection protocol for whole-mount preparation of adult Drosophila brains. J Vis Exp. (118), e55128(2016).
- Okumura, M., Kato, T., Miura, M., Chihara, T. Hierarchical axon targeting of Drosophila olfactory receptor neurons specified by the proneural transcription factors Atonal and Amos. Genes to Cells. 21 (1), 53-64 (2016).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Vita, D. J., Meier, C. J., Broadie, K. Neuronal fragile X mental retardation protein activates glial insulin receptor mediated PDF-Tri neuron developmental clearance. Nat Comm. 12 (1), 1160(2021).
- Gugel, Z. V., Maurais, E. G., Hong, E. J. Chronic exposure to odors at naturally occurring concentrations triggers limited plasticity in early stages of Drosophila olfactory processing. eLife. 12, 85443(2023).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
