Methodenartikel

Een aangepaste techniek voor het induceren van polycysteus ovariumsyndroom bij muizen

2.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66637

⸱

5 juli 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Obstetrics and Gynecology Hospital, Institute of Reproduction and Development, Fudan University, 2Women's Hospital, Key Laboratory of Reproductive Genetics (Ministry of Education), Zhejiang University School of Medicine, 3International Institutes of Medicine, the Fourth Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 4Research Units of Embryo Original Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences (No. 2019RU056), 5State Key Laboratory of Cardiology

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol introduceert een techniek voor het induceren van modellen met polycysteus ovariumsyndroom (PCOS) bij muizen door middel van gecontroleerde afgifte van letrozol met behulp van minipompen. Onder adequate verdoving werd de minipomp subcutaan geïmplanteerd en PCOS werd met succes geïnduceerd bij de muizen na een bepaalde periode van de afgifte van de minipomp.

Samenvatting

Polycysteus ovariumsyndroom (PCOS) is een van de belangrijkste oorzaken van onvruchtbaarheid bij vrouwen. Diermodellen worden veel gebruikt om de etiologische mechanismen van PCOS te bestuderen en voor de ontwikkeling van gerelateerde geneesmiddelen. Letrozol-geïnduceerde muismodellen repliceren de metabole en reproductieve fenotypes van patiënten met PCOS. De traditionele methode van letrozolbehandeling bij PCOS-muizen vereist een dagelijkse dosering gedurende een bepaalde periode, wat arbeidsintensief kan zijn en aanzienlijke stress bij de muizen kan veroorzaken. Deze studie beschrijft een eenvoudige en effectieve methode voor het induceren van PCOS bij muizen door het implanteren van een gecontroleerde letrozol-afgevende minipomp. Een minipomp die in staat is tot stabiele, continue afgifte van een kwantitatieve hoeveelheid letrozol werd gefabriceerd en subcutaan geïmplanteerd bij muizen onder narcose. Deze studie toonde aan dat het muismodel met succes PCOS-kenmerken nabootste na implantatie van een letrozol-minipomp. De materialen en apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, zijn direct beschikbaar voor de meeste laboratoria en vereisen geen speciaal maatwerk. Gezamenlijk biedt dit artikel een unieke, eenvoudig uit te voeren methode voor het induceren van PCOS bij muizen.

Inleiding

Polycysteus ovariumsyndroom (PCOS) is een van de meest voorkomende aandoeningen bij vrouwen in de vruchtbare leeftijd1. Het treft tot 18% van de vrouwen wereldwijd en is wereldwijd de belangrijkste oorzaak van vrouwelijke onvruchtbaarheid 2,3. PCOS wordt gekenmerkt door een reeks onderling samenhangende reproductieve afwijkingen, waaronder verstoorde gonadotropinesecretie, chronische anovulatie, verhoogde androgeenproductie en polycysteuze ovariummorfologie4. Naast gynaecologische aandoeningen verhoogt PCOS ook het risico op hart- en vaatziekten 5,6. Ondanks tientallen jaren van onderzoek blijft de etiologie van PCOS onduidelijk 7,8.

Om beter inzicht te krijgen in de pathogenese van PCOS en nieuwe therapieën te ontwikkelen, is het creëren van diermodellen die de menselijke fysiologie nauw nabootsen van enorm belang9. Momenteel gerapporteerde knaagdiermodellen van PCOS omvatten modellen die worden geïnduceerd door behandelingen met onder andere testosteron, letrozol en estradiolvaleraat. Testosteron induceert hyperandrogenemie en wordt vaker gebruikt als PCOS-inductor bij ratten10. DHEA is gebruikt om PCOS bij knaagdieren te induceren, waardoor de testosteronniveaus, LH/FSH-verhoudingen (luteïniserend hormoon/follikelstimulerend hormoon) worden verhoogd en onregelmatige oestrische cycli worden veroorzaakt. Estradiolvaleraat (EV) is een langwerkend oestrogeen, en studies met deze methode tonen aan dat de niveaus van geslachtshormonen en gonadotrofinen variëren afhankelijk van de dosis EV die wordt toegediend 12,13,14. Letrozol is een niet-steroïde aromataseremmer15. Behandeling met letrozol induceert niet-cyclische oestrus, verhoogt het gewicht van de eierstokken, het lichaamsgewicht, vergroot de adipocyten, maximaliseert de ontwikkeling van de follikels en verhoogt de testosteronniveaus bij ratten16,17. Met letrozol behandelde muizen vertonen een verhoogd aantal sinusfollikels en hemorragische cysten, evenals verhoogde concentraties LH, FSH, oestradiol en progesteron18,19.

Momenteel omvatten de belangrijkste methoden voor door letrozol geïnduceerde PCOS-modellering orale toediening en subcutane injectie, die beide herhaalde dagelijkse dosering vereisen 20,21,22. Deze methoden zijn tijdrovend en arbeidsintensief, en de herhaalde toediening veroorzaakt waarschijnlijk aanzienlijke stress bij de dieren23. Hoewel sommige onderzoeken letrozol-pellets 24,25 gebruiken, moeten deze producten op maat worden gemaakt en zijn ze duur. Dit rapport beschrijft een techniek voor het induceren van PCOS bij muizen met behulp van minipompen. Deze methode is eenvoudig, tijdbesparend en maakt gebruik van chirurgische instrumenten en apparatuur die in de meeste laboratoria direct beschikbaar zijn.

Protocol

Alle protocollen voor dierproeven in deze studie zijn goedgekeurd door de Ethische Commissie voor Dieren van de Fudan Universiteit. Vrouwelijke C57BL/6J muizen, 4 weken oud, werden hier gebruikt. De details van de dieren, reagentia en apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Voorbereiding van de minipomp

  1. Neem het letrozolpoeder (50 mg) dat in de originele verpakking is bewaard, centrifugeer het letrozolpoeder in de fles op 300 x g gedurende 5 s (bij kamertemperatuur) en open vervolgens de dop.
  2. Voeg langzaam 625 μL DMSO toe aan het letrozolpoeder met een pipet en meng goed om een stockoplossing te verkrijgen met een concentratie van 8 mg/100 μL, in totaal 625 μL.
    OPMERKING: Als u een andere verpakkingsgrootte letrozolpoeder gebruikt, bereken dan vooraf het benodigde volume DMSO om de voorraadoplossing te configureren. Het letrozolpoeder, DMSO en andere verwante verbindingen moeten van steriele kwaliteit zijn. De pipetpunten, buisjes en andere gerelateerde items moeten voor gebruik steriel of gesteriliseerd zijn.
  3. Tel het aantal benodigde muizen volgens het experimentele ontwerp.
  4. Zuig de totale benodigde hoeveelheid letrozol-bouillonoplossing op met een pipet, afhankelijk van het aantal benodigde muizen, en injecteer deze langzaam in de centrifugebuis.
    OPMERKING: Muizen van 4 weken oud voor een blootstelling van 8 weken werden geselecteerd om het PCOS-muizenmodel te induceren. De totale dosis letrozol is 8 mg voor elke muis, waarvoor twee opeenvolgende pompen moeten worden geïmplanteerd (één pomp wordt gedurende 4 weken vrijgegeven), d.w.z. 4 mg/4 weken per pomp. Zoals vermeld in stap 1.2 is de concentratie van de letrozol-stockoplossing 8 mg/100 μL. Voor de bereiding van de pompen is 50 μL bouillonoplossing nodig voor elke pomp, zoals hieronder berekend: in totaal 4 mg letrozol gedeeld door 8 mg/100 μL.
  5. Zuig een gelijke hoeveelheid PEG300 op, voeg het toe aan de letrozoloplossing en meng goed (het kan op de juiste manier worden gewerveld).
  6. Bereid de oplossing van het controlevoertuig voor de controlegroep (50 μl DMSO + 50 μl PEG300 voor elke pomp zonder letrozol).
  7. Bereid een voldoende aantal steriele centrifugebuisjes voor op basis van het aantal benodigde pompen; Voor elke pomp moet één centrifugebuis van 15 ml worden voorbereid.
  8. Zuig zoutoplossing op met een spuit en voeg 5 ml zoutoplossing toe aan elke centrifugebuis. Sluit vervolgens de centrifugebuisjes af en plaats ze op een buizenrek voor verder gebruik.
  9. Draag een nieuw paar steriele handschoenen, haal de minipompen in de gewenste hoeveelheid eruit en plaats ze op een schoon, steriel aanrecht of container.
  10. Knijp voorzichtig met duim en wijsvinger in de dop die bij het pomphuis past en houd het pomphuis met de andere hand vast.
  11. Prik meerdere keren langzaam in de vulopening van de pomp met de dunne slang die aan de dop is bevestigd (Figuur 1B).
    NOTITIE: Als de vloeistof niet is ontstopt, kan deze na het vullen niet vrij in de buis stromen.
  12. Neem de naald die bij de pomp past en een steriele spuit van 1 ml. Bevestig de naald aan de spuit en maak deze strak (Figuur 1C).
  13. Zuig voorzichtig en langzaam de hierboven geconfigureerde eindoplossing van letrozol op met de nieuw gemonteerde spuit (Figuur 1D).
    OPMERKING: Het opzuigen van de letrozoloplossing moet langzaam en gelijkmatig gebeuren. Snelle aspiratie kan luchtbellen genereren, die de daaropvolgende injectie met geneesmiddeloplossing kunnen beïnvloeden.
  14. Injecteer de letrozoloplossing in de minipomp.
    1. Knijp voorzichtig met één hand in een minipomp zodat deze rechtop staat, en houd met de andere hand de eerder genoemde spuit van 1 ml vast en steek deze langzaam helemaal onderin de pomp (Figuur 1E).
      OPMERKING: Als de naald niet in de bodem van de pomp wordt gestoken, kan de vloeistof in de pomp tijdens de injectie gemakkelijk borrelen, wat de daaropvolgende afgifte van het medicijn door de pomp zal beïnvloeden.
    2. Injecteer vervolgens langzaam de geconfigureerde oplossing; De injectie kan worden opgemerkt wanneer de opening van de pomp licht borrelt.
    3. Injecteer langzamer wanneer het injectievolume de 90 μL nadert. Zodra de pomp volledig gevuld is (ongeveer 100 μL), trekt u de spuit op.
    4. Steek de dop voorzichtig in het pomphuis en maak deze strak; Op dit punt zal er een kleine hoeveelheid oplossing naar buiten komen. Veeg het voorzichtig weg.
  15. Neem de pomp geladen met het medicijn, met de uitlaat naar boven gericht (het uiteinde met de dop), neem de eerder voorbereide centrifugebuis en dompel de pomp volledig onder in steriele zoutoplossing (Figuur 1F). Sluit vervolgens de centrifugebuis af en plaats deze op het buisrek.
    NOTITIE: Zorg ervoor dat de pomp tijdens het hele proces niet wordt verontreinigd.
  16. Nadat alle minipompen zijn gemaakt, plaatst u alle centrifugebuisjes gedurende 48 uur in een thermostaat van 37 °C.

2. Voorbereiding op de operatie en anesthesie

  1. Bereid en steriliseer alle benodigde instrumenten op de dag van de operatie, inclusief een tang, hemostaten, chirurgische scharen, naaldhouders en 4-0 resorbeerbare chirurgische hechtingen.
  2. Voordat u het isofluraan-anesthesieapparaat (Figuur 2B) gebruikt, moet u zorgvuldig controleren of de pijpleidingverbinding correct is en ervoor zorgen dat de pijpleiding intact is en niet lekt.
  3. Draai de vuldop los bij de verdamper van het anesthesieapparaat en voeg vervolgens langzaam de verdoving toe.
  4. Houd het anesthesieniveau tussen de boven- en ondergrenzen die op het anesthesieapparaat zijn aangegeven.
  5. Verander de driewegklepschakelaar om ervoor te zorgen dat de luchtstroom van de verdamper van het anesthesieapparaat is aangesloten op de anesthesie-inductiebox.
  6. Open de luchtpomp en de verdamper en pas vervolgens de concentratie isofluraan aan voor anesthesie-inductie (over het algemeen 3%-4%).
  7. Wacht ongeveer 1 minuut totdat de verdoving de inductiebox vult, plaats dan de muis in de inductiebox en wacht tot de anesthesie volledig is (dit proces duurt ongeveer 2-3 minuten).
  8. Controleer of de muizen voldoende verdoofd zijn door de doos voorzichtig te kantelen. Als de muizen worden omgedraaid en geen tekenen vertonen van terugkeer naar de liggende positie, wordt anesthesie geïnduceerd.

3. Implantatie van de letrozol minipomp

  1. Zet een chirurgisch masker en steriele handschoenen op.
  2. Haal de voorverdoofde muizen uit de inductiedoos en breng de ontharingscrème aan op de rug van de muizen en wacht vervolgens 1 minuut. Veeg de ontharingscrème en het haar voorzichtig af met nat gaasje.
  3. Verander tegelijkertijd de driewegklepschakelaar om ervoor te zorgen dat de luchtstroom van de verdamper van het anesthesieapparaat is aangesloten op het anesthesiemasker en pas de onderhoudsconcentratie aan (meestal 2%).
  4. Houd na het ontharen de muis vast met de dominante hand en plaats zijn kop/neus in het anesthesiemasker.
  5. Controleer de diepte van de anesthesie door de reflex van het pedaal terug te trekken.
    OPMERKING: Alle procedures met anesthesie moeten worden uitgevoerd met behulp van gasfilters die zijn uitgerust met actieve kooltabletten, en de procedure moet worden uitgevoerd in een zuurkast.
  6. Zet de muis vast in buikligging op de operatieplaat en breng oogsmeermiddel aan op beide ogen.
  7. Breng driemaal povidonjodium-wattenstaafjes aan op de blootgestelde huid (Figuur 2C). Injecteer vervolgens meloxicam subcutaan in een dosis van 2 mg/kg.
  8. Bevestig de verdovingsdiepte door opnieuw in de teen te knijpen. Vervolgens, op de middellijn van de achterkant van de nek, waarbij u de huid aan de haarloze kant begunstigt, pakt u de huid op met een tang en maakt u een incisie van ongeveer 0,5 cm zijdelings met een scalpel of chirurgische schaar (Figuur 2D).
  9. Open vervolgens de epidermis onder de incisie en krijg er toegang toe met een hemostaat of naaldhouder om de huid vrij te maken, zodat er ruimte ontstaat voor een minipomp (ongeveer 2 cm afstand van de incisie) (Figuur 2E).
  10. Haal de pomp met een steriele pincet uit de zoutoplossing in de centrifugebuis, met het open uiteinde van de pomp naar beneden gericht, en zorg ervoor dat u de pomp subcutaan in de muizen kunt inbrengen (Figuur 2F).
  11. Klem één kant van de huidincisie met een tang vast en duw de pomp in de onderhuidse ruimte. Er mag geen weerstand zijn bij het betreden van de pomp. Eenmaal binnen, gebruik je de vingers om de pomp zo ver mogelijk lichtjes en voorzichtig naar binnen te knijpen (Figuur 1G).
  12. Hecht de incisieplaats voorzichtig met behulp van 4-0 chirurgische hechtingen (Figuur 2H).
    NOTITIE: Zorg ervoor dat u het onderhuidse pomplichaam niet beschadigt tijdens het hechten.
  13. Desinfecteer na het hechten de huid op de plaats van de operatie twee keer met jodoforewattenstaafjes.

4. Herstel van dieren

  1. Breng de muizen na de operatie voorzichtig over van de matras die tijdens de anesthesie wordt gebruikt naar een droge, schone matras. Zorg ervoor dat de muizen zich in een warme en rustige omgeving bevinden.
  2. Houd de omstandigheden van de muizen nauwlettend in de gaten, zoals de diepte en frequentie van hun ademhalingen.
  3. Observeer het gedrag van de muizen als hun mobiliteit begint terug te keren. Zorg er ten slotte voor dat ze kunnen staan en lopen zonder duidelijk abnormaal gedrag zoals duizeligheid of ongecoördineerde bewegingen.
  4. Nadat de muizen zijn hersteld, brengt u ze voorzichtig over naar vooraf voorbereide kooien. Leg steriele gelei en voedsel op de bodem van de kooi zodat de muizen zich kunnen voeden.
    OPMERKING: Het uitrekken van de operatieplaats kan voorkomen dat de muizen gemakkelijk kunnen drinken en eten tijdens de vroege postoperatieve periode, dus plaats gelei en voedsel op de bodem van de kooi.
  5. Injecteer meloxicam subcutaan in een dosis van 2 mg/kg (elke 24 uur gedurende de eerste 3 dagen na de operatie). Test na 8 weken behandeling met letrozol (d.w.z. twee opeenvolgende implantaties van minipompen) de muizenmodellen.

Resultaten

Het experimentele protocol en enkele kritieke stappen zijn weergegeven in figuur 1 en figuur 2. Serumtestosteronspiegels worden weergegeven in figuur 3A. Met letrozol mini-pomp behandelde muizen (hierna LTZ-muizen genoemd) vertoonden significant verhoogde serumtestosteronspiegels in vergelijking met vrouwelijke controlemuizen. Ondertussen toonde histologische analyse van eierstokken aan dat LTZ-muizen polycysteuze eierstokken vertoonden met een significante vermindering van het aantal corpora lutea (Figuur 3B,C), wat wijst op anovulatie. Bovendien vertoonden LTZ-muizen een significante oestrische acycliciteit in vergelijking met vrouwelijke controlemuizen (Figuur 3D). Uit de evaluatie van het lichaamsgewicht bleek dat LTZ-muizen zwaarder waren dan controlemuizen (Figuur 3E). Glucosetolerantietestresultaten en AUC-berekeningen toonden aan dat LTZ-muizen glucose-intolerantie ontwikkelden in vergelijking met controlemuizen (Figuur 3F,G). Serumlipidentest gaf aan dat LTZ-muizen een verandering in het serumlipidenprofiel vertoonden in vergelijking met controlemuizen (Figuur 3H).

figure-results-1
Afbeelding 1: Materialen en kritieke stappen voor het voorbereiden van de minipomp. (A) Schematische illustratie van de bereiding van letrozol-minipompen. (B) De minipomp werd gedeblokkeerd door een dunne buis die aan de dop was bevestigd. (C) Een naald die overeenkomt met de pomp was bevestigd aan het naalduiteinde van een spuit van 1 ml. (D) De oplossing van letrozol werd langzaam opgezogen zonder te borrelen. (E) Letrozol-oplossing werd langzaam vanaf de bodem van de pomp geïnjecteerd. (F) De gevulde pompen werden afgedekt en opgeslagen in zoutoplossing met het uiteinde van de dop naar boven. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Materialen en kritieke stappen van het implanteren van de pompen in de muizen voor PCOS-inductie. (A) Schematische illustratie van de implantatie van letrozol minipompen. (B) Anesthesieapparatuur: luchtpomp, anesthesieapparaat, inductiebox en gasfilters. (C) Verdoofde muizen werden gefixeerd en gesteriliseerd. (D) Een snede van 0,5 cm nabij de dorsale middellijn. (E) De huid werd vrijgemaakt om ruimte te maken voor het inbrengen van een minipomp. (F) Een minipomp werd met een schone en steriele tang uit de zoutoplossing geknipt. (G) De minipomp werd geïmplanteerd onder de eerder bevrijde huid. (H) De huid werd gesloten met 4-0 hechtingen. (I) De geïmplanteerde muis mocht herstellen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Karakterisering van reproductieve en metabole fenotypes in de letrozol mini-pomp geïmplanteerde muismodellen. (A) De plasmatestosteronspiegels in de met LTZ behandelde muizen waren significant hoger dan die in de controlemuizen (n = 9 dieren per groep). (B) Histologische analyse van de eierstokken. De pijl geeft corpora lutea aan. Schaalverdeling: 1 mm. (C) Aantal corpora lutea in de aangegeven groepen (n = 9 dieren per groep). (D) LTZ-muizen vertoonden acycliciteit in vergelijking met vrouwelijke controlemuizen. (E) Het lichaamsgewicht in de aangegeven groepen (n = 10 dieren per groep). (F,G) Glucosetolerantietestresultaten in aangegeven groepen (n = 8 dieren per groep). (H) Serumlipidengehalten in de aangegeven groepen (n = 8 dieren per groep). Gegevens worden uitgedrukt als gemiddelde ± SEM. AUC geeft de oppervlakte onder de curve aan; E, oestrus stadium; LDL-C, lipoproteïne-cholesterol met lage dichtheid; HDL-C, lipoproteïne-cholesterol met hoge dichtheid; P, pro-oestrus stadium; M/D, metestrus/diestrus stadium; TC, totaal cholesterol; en TG, triglyceriden. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

Dit rapport demonstreert een eenvoudig protocol voor het induceren van PCOS bij muizen met behulp van gemakkelijk toegankelijke materialen. Het PCOS-model van muizen is essentieel voor het verkennen van PCOS-mechanismen en het screenen van geneesmiddelen26. Van de beschikbare methoden voor het induceren van PCOS-modellen bij muizen is letrozol-inductie een van de meest gebruikte. Het gebruik van letrozol kan een hyperandrogene aandoening ontwikkelen en in stand houden door de omzetting van testosteron in estradiol te remmen of door de testosteronsynthese te verhogen27. Het door letrozol geïnduceerde muismodel vertoont metabole en reproductieve overeenkomsten met patiënten met PCOS28. Conventionele technieken voor behandeling met letrozol in het PCOS-model van muizen vereisen echter dagelijkse orale voeding of injectie van het letrozolgeneesmiddel bij muizen gedurende 21 dagen of langer29,30. Langdurige continue toewijzing van geneesmiddelen met getimede dosering van voeding of injectie is tijdrovend en arbeidsintensief, en herhaalde toediening van geneesmiddelen kan notoir stressvol zijn voor muizen, waardoor niet-experimentele factoren worden geïntroduceerd die de modelresultaten beïnvloeden23,31. Hoewel sommige PCOS-onderzoeken bij ratten en muizen implanteerbare letrozolpellets28,32 gebruiken, moeten de gebruikte producten worden aangepast en zijn ze mogelijk niet tijdig beschikbaar. De huidige studie stelt een techniek voor om letrozol-minipompen te implanteren om PCOS bij muizen te induceren. De methode is eenvoudig, tijdbesparend en maakt gebruik van chirurgische instrumenten en apparatuur die in de meeste laboratoria beschikbaar zijn.

Kritieke stappen en probleemoplossing
Het is essentieel om een paar belangrijke stappen op te merken om optimale resultaten te bereiken bij het beoefenen van deze methode. Ontstop eerst de pomp met behulp van de dunne slang die aan de bijpassende dop is bevestigd voor gebruik. Eerdere ervaringen geven aan dat een verstopte pomp het laden en afgeven van medicijnen kan verstoren. Bovendien moet elke stap in het configureren van de letrozoloplossing met zorg worden uitgevoerd om ervoor te zorgen dat de uiteindelijke oplossing precies de gewenste concentratie heeft. Tijdens het montageproces van de pomp moet erop worden gelet dat verontreiniging wordt voorkomen. Bovendien zijn zorgvuldige aanpassingen nodig voor en tijdens de anesthesie om een adequate anesthesie voor de experimentele muizen te garanderen en om de nadelige effecten van anesthesie op de geopereerde muizen te minimaliseren.

Voordelen en beperkingen
De methode die in deze studie wordt beschreven, biedt verschillende voordelen: (1) het bespaart tijd en zorgt voor een continue afgifte van letrozol na implantatie van de pomp; (2) het vermijdt de stress van herhaalde toediening van geneesmiddelen aan proefdieren en minimaliseert de invloed van niet-experimentele factoren op modelleringsresultaten; (3) de benodigde materialen, chirurgische instrumenten en apparatuur zijn algemeen beschikbaar in de meeste laboratoria; (4) de methode induceert effectief PCOS-fenotypes bij muizen. Deze methode heeft echter ook beperkingen: (1) de anesthesie en chirurgische ingreep die nodig zijn voor de implantatie van een minipomp kunnen irritatie veroorzaken bij de muizen en de aanwezigheid van de minipomp onder de huid kan hun activiteit verstoren; (2) De doeltreffendheid van deze modelleringsmethode kan worden beïnvloed door vervuiling of schade aan het pomplichaam tijdens het proces. Op basis van de ervaring van de auteurs kan een nauwgezette uitvoering van de protocolstappen leiden tot een hoog slagingspercentage bij het induceren van het PCOS-muismodel.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De studie werd ondersteund door het National Key Research and Development Program of China (subsidies 2021YFC2700701), de National Natural Science Foundation of China (subsidies 82088102, 82071731, 82171613, 8227034, 81601238), Chinese Academie voor Medische Wetenschappen Innovatiefonds voor Medische Wetenschappen (subsidie 2019-I2M-5-064), de Wetenschaps- en Technologiecommissie van de gemeente Shanghai (subsidies 21Y11907600), Shanghai Municipal Commission of Health and Family Planning (subsidie 20215Y0216), Samenwerkingsprogramma voor innovatie van de gemeentelijke gezondheidscommissie van Shanghai (subsidie 2020CXJQ01), klinisch onderzoeksplan van het Shanghai Hospital Development Center (subsidie SHDC2020CR1008A), Shanghai Clinical Research Center voor gynaecologische ziekten (subsidie 22MC1940200), Shanghai Urogenital System Diseases Research Center (subsidie 2022ZZ01012), Shanghai Frontiers Science Research Base of Reproduction and Development, The Science and Technology Commission van de gemeente Quzhou (subsidie 2022K54), Open Fund Project van Key Laboratory of Reproductive Genetics, Ministerie van Onderwijs, Zhejiang University (subsidie KY2022035), en Open Fund Project van Guangdong Academy of Medical Sciences (subsidie YKY-KF202202).

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
SyringeBofeng BiotechBD3008411ML (steriele)
Centrifugation tubeBiological Hope1850-K15ML (steriele)
PipetteEppendorf3123000268-A100μL-1000μL (steriele)
PipetteTopPette701010100810μL-100μL (steriele)
Letrozole powderSigmaL6545-50MGPrimaire werkzame stoffen (steriele)
PEG(Poly(ethyleenglycol))SolarbioP8250Gebruikt voor oplossing (steriele)
Steriele fysiologische zoutoplossingBiosharpBL158AMini-pomp opslag
Osmotische pompenALZET1004Letrozole opslag en langdurige afgifte (steriele)
DimethylsulfoxideBiosharpBS087Gebruikt voor oplossing (steriele)
Kleine dieren anesthesiemachineRWD R500IPGebruikt voor anesthesie
Isoflurane RWD20071302Gebruikt voor anesthesie
HemostatenBiosharpBS-HF-S-125Chirurgisch instrument
SchaarBiosharpBS-SOR-S-100PChirurgisch instrument
NaaldhouderShangHaiJZJ32010Chirurgisch instrument
PincetRWD F12028Chirurgisch instrument
Naald en de 4-0 absorbeerbare hechtingJINGHUANCR413Chirurgisch instrument
Povidon-jodium wattenschijfjesSingleLadyGB26368-2010Huiddesinfectie
HarsenroomZIKER BIOTECHNOLOGYZK-L2701 Ontharingsmiddel voor laboratoriumdieren
Nitril handschoenenBiosharpBC040-LGebruikt voor aseptische operatie
Steriele gaasjesZHENDEBA69087Gebruikt voor het afvegen van vloeistoffen
C57BL/6J MuizenShanghai Model Organisms CenterN/ALeeftijd: 4 weken
Huidige oogsmeerBAITESHF021153Gebruikt voor muisoogsmeer
Meloxicam-injectieMEIDAJIAR21064-21Gebruikt voor muis pijnstilling (steriele)

Referenties

  1. Dapas, M., Dunaif, A. Deconstructing a syndrome: Genomic insights into PCOS causal mechanisms and classification. Endocr Rev. 43 (6), 927-965 (2022).
  2. Teede, H., et al. Anti-müllerian hormone in PCOS: A review informing international guidelines. Trends Endocrinol Metab. 30 (7), 467-478 (2019).
  3. Joham, A. E., et al. Polycystic ovary syndrome. Lancet Diabetes Endocrinol. 10 (9), 668-680 (2022).
  4. Pan, J. X., et al. Aberrant expression and DNA methylation of lipid metabolism genes in PCOS: A new insight into its pathogenesis. Clin Epigenetics. 10, 6(2018).
  5. Gao, L., et al. Calcitriol attenuates cardiac remodeling and dysfunction in a murine model of polycystic ovary syndrome. Endocrine. 52 (2), 363-373 (2016).
  6. Gao, L., et al. Polycystic ovary syndrome fuels cardiovascular inflammation and aggravates ischemic cardiac injury. Circulation. 148 (24), 1958-1973 (2023).
  7. Rosenfield, R. L., Ehrmann, D. A. The pathogenesis of polycystic ovary syndrome (PCOS): The hypothesis of PCOS as functional ovarian hyperandrogenism revisited. Endocr Rev. 37 (5), 467-520 (2016).
  8. Wang, F., et al. Alternative splicing of the androgen receptor in polycystic ovary syndrome. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (15), 4743-4748 (2015).
  9. Noroozzadeh, M., Behboudi-Gandevani, S., Zadeh-Vakili, A., Ramezani Tehrani, F. Hormone-induced rat model of polycystic ovary syndrome: A systematic review. Life Sci. 191, 259-272 (2017).
  10. Tyndall, V., et al. Effect of androgen treatment during foetal and/or neonatal life on ovarian function in prepubertal and adult rats. Reproduction. 143 (1), 21-33 (2012).
  11. Jang, M., et al. Oriental medicine Kyung-ok-ko prevents and alleviates dehydroepiandrosterone-induced polycystic ovarian syndrome in rats. PLoS One. 9 (2), e87623(2014).
  12. Brawer, J. R., Munoz, M., Farookhi, R. Development of the polycystic ovarian condition (PCO) in the estradiol valerate-treated rat. Biol Reprod. 35 (3), 647-655 (1986).
  13. Mirabolghasemi, G., Kamyab, Z. Changes of the uterine tissue in rats with polycystic ovary syndrome induced by estradiol valerate. Int J Fertil Steril. 11 (1), 47-55 (2017).
  14. Li, X., et al. Amitriptyline plays important roles in modifying the ovarian morphology and improving its functions in rats with estradiol valerate-induced polycystic ovary. Arch Pharm Res. 42 (4), 344-358 (2019).
  15. Mamounas, E. P., et al. Use of letrozole after aromatase inhibitor-based therapy in postmenopausal breast cancer (NRG oncology/NSABP B-42): A randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 3 trial. Lancet Oncol. 20 (1), 88-99 (2019).
  16. Deveci, H. S., et al. Histological evaluation of rat larynx in experimental polycystic ovary syndrome model. Eur Arch Otorhinolaryngol. 269 (8), 1945-1950 (2012).
  17. Du, D. F., Li, X. L., Fang, F., Du, M. R. Expression of anti-müllerian hormone in letrozole rat model of polycystic ovary syndrome. Gynecol Endocrinol. 30 (12), 885-889 (2014).
  18. Kelley, S. T., Skarra, D. V., Rivera, A. J., Thackray, V. G. The gut microbiome is altered in a letrozole-induced mouse model of polycystic ovary syndrome. PLoS One. 11 (1), e0146509(2016).
  19. Arroyo, P., Ho, B. S., Sau, L., Kelley, S. T., Thackray, V. G. Letrozole treatment of pubertal female mice results in activational effects on reproduction, metabolism and the gut microbiome. PLoS One. 14 (9), e0223274(2019).
  20. Pyun, B. J., et al. Tetragonia tetragonioides (pall.) Kuntze regulates androgen production in a letrozole-induced polycystic ovary syndrome model. Molecules. 23 (5), 1173(2018).
  21. Patel, R., Shah, G. Insulin sensitizers modulate GNRH receptor expression in PCOS rats. Arch Med Res. 49 (3), 154-163 (2018).
  22. Chaudhari, N., Dawalbhakta, M., Nampoothiri, L. GNRH dysregulation in polycystic ovarian syndrome (PCOS) is a manifestation of an altered neurotransmitter profile. Reprod Biol Endocrinol. 16 (1), 37(2018).
  23. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  24. Lee, Y. H., et al. Welsh onion root (Allium fistulosum) restores ovarian functions from letrozole induced-polycystic ovary syndrome. Nutrients. 10 (10), 1430(2018).
  25. Yang, H., et al. Traditional medicine (mahuang-tang) improves ovarian dysfunction and the regulation of steroidogenic genes in letrozole-induced PCOS rats. J Ethnopharmacol. 248, 112300(2020).
  26. Corrie, L., et al. Recent updates on animal models for understanding the etiopathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Life Sci. 280, 119753(2021).
  27. Corbin, C. J., Trant, J. M., Walters, K. W., Conley, A. J. Changes in testosterone metabolism associated with the evolution of placental and gonadal isozymes of porcine aromatase cytochrome p450. Endocrinology. 140 (11), 5202-5210 (1999).
  28. Ryan, G. E., Malik, S., Mellon, P. L. Antiandrogen treatment ameliorates reproductive and metabolic phenotypes in the letrozole-induced mouse model of PCOS. Endocrinology. 159 (4), 1734-1747 (2018).
  29. Bhattarai, P., Rijal, S., Bhattarai, J. P., Cho, D. H., Han, S. K. Suppression of neurotransmission on gonadotropin-releasing hormone neurons in letrozole-induced polycystic ovary syndrome: A mouse model. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 1059255(2022).
  30. Annie, L., Gurusubramanian, G., Roy, V. K. Inhibition of visfatin by fk866 mitigates pathogenesis of cystic ovary in letrozole-induced hyperandrogenised mice. Life Sci. 276, 119409(2021).
  31. Mcdonald, L. T., et al. Early blood profile of C57BL/6 mice exposed to chronic unpredictable stress. Front Psychiatry. 10, 230(2019).
  32. Torres, P. J., et al. Exposure to a healthy gut microbiome protects against reproductive and metabolic dysregulation in a PCOS mouse model. Endocrinology. 160 (5), 1193-1204 (2019).

Herprints en machtigingen

Tags

PCOS-muismodelLetrozol-minipompgecontroleerde afgifte van geneesmiddelensubcutane implantatieserumtestosteronglucosintolerantieovariale histologiemetabole stoornissencardiovasculaire ziekten
Een aangepaste techniek voor het induceren van polycysteus ovariumsyndroom bij muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.