Methodenartikel

Kwantificering van pulmonale microvasculaire dichtheid bij muizen over lobben

DOI:

10.3791/66681

⸱

3 januari 2025

 ,  ,  , 
1Key Laboratory of Drug-Targeting and Drug Delivery System of the Education Ministry and Sichuan Province, Sichuan Engineering Laboratory for Plant-Sourced Drug and Sichuan Research Center for Drug Precision Industrial Technology, West China School of Pharmacy, Sichuan University, 2Institute for Breast Health Medicine, West China Hospital, Sichuan University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier beschrijven we een eenvoudig en economisch protocol om onbevooroordeelde kwantificering van de pulmonale microvasculaire dichtheid voor longweefsel van hele muizen uit te voeren met behulp van enkelvoudige kleuring van isolectine B4.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De abnormale afwisseling van pulmonale angiogenese is gerelateerd aan microvasculaire disfunctie van de long en is nauw verbonden met de integriteit van de vaatwand, regulering van de bloedstroom en gasuitwisseling. In muizenmodellen vertonen longkwabben significante verschillen in grootte, vorm, locatie en vascularisatie, maar bestaande methoden houden geen rekening met deze variaties bij het kwantificeren van microvasculaire dichtheid. Deze beperking belemmert de uitgebreide studie van microvasculaire disfunctie in de longen en de mogelijke hermodellering van de microvasculatuurcirculatie over verschillende lobben. Ons protocol pakt deze kloof aan door twee sectiemethoden te gebruiken om pulmonale microvasculaire dichtheidsveranderingen te kwantificeren, waarbij gebruik wordt gemaakt van de grootte, vorm en verdeling van luchtwegvertakkingen over verschillende lobben bij muizen. Vervolgens gebruiken we isolectine B4 (IB4) kleuring om microvasculaire endotheelcellen in de longen op verschillende plakjes te labelen, gevolgd door onbevooroordeelde microvasculaire dichtheidsanalyse met behulp van de vrij verkrijgbare software ImageJ. De hier gepresenteerde resultaten benadrukken verschillende gradaties van microvasculaire dichtheidsveranderingen in longlobben bij veroudering, waarbij jonge en oude muizen worden vergeleken. Dit protocol biedt een eenvoudige en kosteneffectieve aanpak voor onbevooroordeelde kwantificering van pulmonale microvasculaire dichtheid, waardoor onderzoek naar zowel fysiologische als pathologische aspecten van longmicrovasculatuur wordt vergemakkelijkt.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Endotheelcellen (EC's) zijn een speciaal type cel dat zich op de binnenbekleding van bloedvaten bevindt, de hele arteriële en veneuze boom bedekt en een cruciale rol speelt bij het handhaven van de stabiliteit van bloedvaten en organen1. De longen zijn sterk gevasculariseerde organen en spelen essentiële fysiologische en pathologische rollen in de longen, zoals het vormen van de vaatwand, het reguleren van de bloedstroom, het vergemakkelijken van gasuitwisseling, het moduleren van ontstekingsreacties, het beheersen van de bloedplaatjesactiviteit, het afscheiden van regulerende stoffen die betrokken zijn bij vasculaire groei, herstel en het handhaven van de stollingsbalans.

Longmicrovasculaire endotheelcellen (LMEC's) zijn specifieke endotheelcellen van longweefsel, met name in de microvasculatuur (haarvaten) van de longen, waardoor ze zich onderscheiden van de meer gegeneraliseerde arteriële en veneuze endotheelcellen in de longen. Deze cellen hebben verschillende functies, waaronder het reguleren van de vasculaire tonus, het beheersen van de vasculaire permeabiliteit, het deelnemen aan de regulatie van ontstekingsreacties en het reguleren van trombusvorming. Ze spelen een cruciale rol in de longcirculatie, reguleren de gasuitwisseling en het transport van voedingsstoffen, en zijn betrokken bij verschillende fysiologische en pathologische processen die verband houden met de longen, waarschijnlijk voor veroudering2. Bovendien is de abnormale afwisseling van pulmonale angiogenese gerelateerd aan microvasculaire dysfunctie van delongen 3. Door gebruik te maken van de conventionele endotheelcelmarker CD31 en ruimtelijke lokalisatie (met name de perifere regio's van de longen), observeerden Larissa L. et al. een significante afname van de microvasculaire endotheelceldichtheid bij oudere muizen (18 maanden oud) in vergelijking met hun jongere tegenhangers (4 maanden oud)4. In de context van de longpathologie geassocieerd met astma, Makoto H. et al. toonden een substantiële toename van vaatinductie aan in bronchiale biopsiemonsters gekleurd met anti-collageen IV van astmapatiënten in vergelijking met controlepersonen5. Onlangs, door de introductie van de technieken van transmissie en scanning elektronenmicroscopie, Maximilian A. et al. rapporteerden een opmerkelijke toename van de numerieke dichtheid van kenmerken die verband houden met intussusceptieve en ontkiemende angiogenese bij patiënten die stierven aan Covid-19 of Influenza A (H1N1)6. Het is duidelijk dat de abnormale microvasculaire genese verband houdt met longdisfunctie. Er is momenteel echter geen eenvoudige, economische methode beschikbaar voor het kwantificeren van veranderingen in microvasculaire dichtheid.

In muizenmodellen zijn de longen conventioneel gesegmenteerd in vijf verschillende kwabben: rechter craniale, rechter midden, rechter caudale, linker cranale en linker caudaal. Elke lob vertoont unieke kenmerken in termen van grootte, vorm, locatie en waarschijnlijke vascularisatie, wat bijdraagt aan een efficiënte gasuitwisseling en mogelijk synergetische regulatie van de longcirculatie. Voor zover wij weten, zijn er echter geen methodologieën die de verschillen tussen deze longkwabben verklaren bij het onderzoeken van microvasculaire veranderingen in de longen.

Deze studie presenteert een nieuwe methode voor het doorsnijden van lobben bij muizen, waarbij gebruik wordt gemaakt van IB4, een goed gedefinieerde marker van longmicro-endotheelcellen7, voor onbevooroordeelde kwantitatieve beoordeling van pulmonale microvasculaire dichtheid. Deze innovatieve benadering komt tegemoet aan de behoefte aan een uitgebreider begrip van microvasculaire veranderingen in muizenlongen door rekening te houden met de verschillende eigenschappen van individuele lobben van muizen. Ter illustratie kan bij ouder wordende muizen een significante vermindering van de longziekten worden
Microvasculaire dichtheid wordt specifiek waargenomen in zowel de caudale kwab als de linkerkwab. Het protocol onderstreept het belang van het integreren van lobspecifieke analyses in onderzoeken naar veranderingen in het microvasculaire landschap van muizenlongen. Deze methode biedt met name waardevolle onderzoeksreferenties voor onderzoekers die op zoek zijn naar een uitgebreid begrip van zowel fysiologische als pathologische progressie van longontwikkelingen en laesies, die verder gaan dan angiogenese.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle experimenten werden uitgevoerd volgens de ethische richtlijnen van het Animal Research Committee (nr. K2023023 van de Universiteit van Sichuan).

1. Voorbereiding van paraffinesecties voor longkwabben van muizen

  1. Verkrijg longweefsel van de muis.
    1. Kies mannelijke C57Bl/6-muizen na 6 weken en 16 maanden om de microvasculaire dichtheid in muizenlongen in verschillende leeftijdsgroepen te beoordelen.
    2. Dien 100 mg/kg pentobarbital-natrium toe via intraperitoneale injectie bij muizen. Euthanaseer de muizen door cervicale dislocatie na anesthesie. Open de borstholte en verkrijg longweefsel.
  2. Bereid paraffinesecties voor.
    1. Fixeer het weefsel door het in een 4% paraformaldehyde-oplossing te plaatsen die 10 keer het volume van het weefsel is om de morfologie en structuur te behouden en degradatie te voorkomen.
      OPMERKING: Er is onlangs een nieuwe methode ontwikkeld om lucht op te blazen tijdens vasculaire perfusie-fixatie in muizenlongen. Van deze methode wordt gemeld dat ze een betere morfologie en locatie van de luchtwegen, alveolaire cellen en interstitium behouden, waardoor ze geschikter zijn voor histologische longstudies. Deze methode wordt aanbevolen voor laboratoria met de bijbehorende apparatuur en verbruiksartikelen met in eigen huis gemaakte instrumenten8.
    2. Snijd de longkwab door om de inbeddingsrichting te bepalen (Figuur 1).
      1. Scheid na 3 uur fixatie de vijf longkwabben (onder directe observatie van de ogen) en bedin de schedel-, midden- en accessoirekwabben van de rechterlong afzonderlijk, met secties die zijn georiënteerd in de richting van de verticale lob-tot-bronchusverbinding.
      2. Snijd de staartkwab van de rechterlong in 2 stukken op 4 mm van links naar rechts in de richting loodrecht op de longkwab-bronchusverbinding, en plaats de plakjes in een wasblok met het snijvlak naar boven.
      3. Maak drie sneden in de linker longkwab. Maak de eerste snede dwars boven de hoofdbronchiale overgang, 2 mm onder de bovenkant. Maak de tweede snede dwars boven de hoofdbronchiale overgang, 5 mm onder de bovenkant. Maak de derde snede aan het einde van de lob, 8 mm onder de bovenkant. Gooi het bovenste stuk weefsel weg en omhul de overige drie stukken in een wasblok met het snijvlak naar boven.
        OPMERKING: Bij het samenvoegen van meerdere longstukken, kan een microscoopveegpapier worden gebruikt om ze in te pakken voordat ze in een tissue-inbeddingsdoos worden geplaatst om het uitdrogingsproces voort te zetten.
      4. Fixeer het weefsel opnieuw in het fixeermiddel gedurende 24 uur.
    3. Plaats het tissueblok in een bakje en spoel het 15 minuten af onder stromend water.
    4. Plaats het weefsel achtereenvolgens in de volgende oplossingen: 65% ethanol gedurende 30 minuten, 75% ethanol gedurende 30 minuten, 85% ethanol gedurende 30 minuten, 95% ethanol I gedurende 60 minuten, 95% ethanol II gedurende 60 minuten, absolute ethanol I gedurende 60 minuten, absolute ethanol II gedurende 60 minuten, 70% ethanol gedurende 120 minuten, 80% ethanol gedurende 120 minuten, 90% ethanol gedurende 120 min, 95% ethanol gedurende 120 min, absolute ethanol I gedurende 120 min en absolute ethanol II gedurende 120 min.
    5. Plaats het weefsel 30 minuten in xyleen I en 30 minuten in xyleen II.
    6. Plaats de tissue gedurende 1 uur in zachte was onder 54 °C, harde was I bij 58 °C gedurende 1 uur en harde was II bij 58 °C gedurende 30 minuten.
    7. Selecteer een geschikte malgrootte, vul deze met een geschikte hoeveelheid vloeibare paraffine en gebruik een pincet om het weefsel in het inbeddingsframe in het midden van de mal in de juiste richting te plaatsen. Plaats de mal en het tissue in het vriesgebied van de inbeddingsmachine en druk het tissue voorzichtig aan met een pincet.
    8. Wanneer de paraffine iets witter begint te worden, plaatst u snel het onbedekte inbeddingsframe op de mal en voert u de tweede wasinjectie uit, waarbij u de gaten aan de onderkant van het inbeddingsframe afdicht. Breng de hele vorm over naar de vriestafel om te vormen.
    9. Nadat u het wasblok op de snijmachine hebt bevestigd en het gladde en vlakke snijoppervlak door ruw en fijn bijsnijden hebt onthuld, draait u aan de wielslinger van de microtoom om plakjes met een dikte van 4 μm te snijden.
    10. Plaats de verwijderde secties soepel en in opeenvolgende volgorde op het wateroppervlak. Zodra de secties volledig zijn uitgeschoven, scheidt u de gebroken stukken op de kruispunten tussen elke sectie.
    11. Kantel een glasplaatje onder het gedeelte en til het glaasje bij contact langzaam en gelijkmatig in een verticale beweging uit het wateroppervlak. De secties hechten zich aan het glasplaatje.

2. Immunofluorescentiekleuring voor detectie van pulmonale microvasculatuur

  1. Leg de in paraffine ingebedde plakjes 60 minuten in een oven van 65 °C.
  2. Leg de plakjes op een glaasjesrek en voer de volgende stappen uit in kleurpotten: dompel xyleen 1, xyleen 2 en xyleen 3 elk 15 minuten onder, gevolgd door onderdompeling in xyleen/ethanol (1:1) gedurende 5 minuten, 100% ethanol #1, 100% ethanol #2, 85% ethanol, 75% ethanol en gedestilleerd water gedurende elk 5 minuten.
  3. Verdun de gemodificeerde oplossing voor het ophalen van natriumcitraatantigeen 50-voudig met gedeïoniseerd water. Verwarm de magnetron voor op hoog vermogen tot het kookt en plaats het glaasje in het antigeenextract. Laat het glaasje 15 minuten koken in het antigeenextract en koel vervolgens op natuurlijke wijze af tot kamertemperatuur.
  4. Was de glaasjes twee keer met PBS gedurende 5 minuten elk. Permeabiliseer met 0,25% Triton tweemaal gedurende 10 minuten elk.
  5. Omcirkel het weefsel met een immunohistochemiepen en incubeer die met 5% BSA bij kamertemperatuur (RT) gedurende 1 uur. Was de glaasjes één keer met PBS gedurende 5 minuten.
  6. Voer Alexa-647 Fluor geconjugeerde IB4 - en DAPI-kleuring uit.
    1. Bewaar de IB4 op ijs en verdun deze 1:50 met 1% BSA. Verwijder overtollig water rond de cirkel, voeg 50-100 μL van het verdunde IB4 toe aan elk weefselgedeelte en incubeer een nacht bij 4 °C (voer vanaf deze stap alle procedures in het donker uit).
    2. Was de glaasjes drie keer met PBS gedurende elk 5 minuten. Permeabiliseren met 0,25% Triton gedurende 10 min.
  7. Verdun DAPI (10 μg/ml) met PBS in een verhouding van 1:10 en voeg 50-100 μl toe aan elk weefselgedeelte bij RT gedurende 5 minuten.
  8. Was de glaasjes drie keer met PBS gedurende elk 5 minuten.
  9. Breng een druppel anti-fade montagemedium aan op de dia's en vermijd blootstelling aan licht. Laat het objectglaasje aan de lucht drogen en observeer en leg vervolgens beelden vast van de kern en doelsignalen onder een fluorescentiemicroscoop.

3. Kwantificering van de pulmonale microvasculaire dichtheid

  1. Verkrijg afbeeldingen.
    1. Observeer longmicrovasculaire dichtheidssignalen en DAPI-signalen onder een 10x objectief voor elke longkwab in zowel de jonge als de oude leeftijdsgroepen.
    2. Standaardiseer de intensiteit van de lichtbron en de belichtingstijd voor elk kanaal op basis van de waarnemingsresultaten. Leg de tweekanaalsbeelden vast die het hele gebied van elke longkwab bestrijken. Sla de afbeelding op in ND2-formaat met twee kanalen (Afbeelding 2).
  2. Kwantificeer met behulp van afbeelding J (aanvullende figuur 1).
    1. Start de ImageJ-software.
    2. Importeer de aangegeven afbeeldingen naar ImageJ, ga vervolgens verder met laden en selecteer ze. Splits de kanalen dienovereenkomstig. Laad een bestand in ND2-indeling voor zowel DAPI- als IB4-kanalen .
    3. Navigeer om de schaal te analyseren > in te stellen > de afbeeldingsparameters te configureren als 0.48 μm/pixel (afhankelijk van de fotografieparameters) > Global > OK.
    4. Stel hetzelfde weergavebereik in om het effect van de beeldpresentatie aan te passen. Selecteer Afbeelding> pas > helderheid/contrast aan > instellen. Stel het weergavebereik voor elk van de twee kanalen afzonderlijk in, IB4: 0-10000; DAPI: 0-20000.
    5. Om de invloed van achtergrondsignalen te elimineren, gaat u verder met de volgende stappen: Klik op Verwerken > Wiskunde > Aftrekken; Trek het achtergrondsignaal af op basis van de signaalwaarden die zijn gedetecteerd door de toverstaf op de achtergrond, IB4: 3000; DAPI: 300.
    6. Als u de drempelwaarde wilt selecteren die het beste overeenkomt met de originele afbeelding, gaat u naar Afbeelding > dupliceren.
    7. Selecteer zowel de originele als de dubbele afbeelding > Type > 8-bits.
    8. Selecteer een geschikte drempelwaarde om de microvasculatuur van de longen nauwkeurig te identificeren. Klik op Afbeelding > Pas > drempel > intermodi aan (kies de meest realistische drempel ten opzichte van het originele diagram), vink > Donkere achtergrond aan > Toepassen.
    9. Elimineer IB4-positieve signalen van grote bloedvaten in de muizenlong, inclusief slagaders en aders: Gebruik de Toverstaf om grotere bloedvaten te selecteren in vergelijking met de gedupliceerde afbeelding en klik vervolgens op Verwijderen (herhaal dat totdat de IB4-positieve signalen in de endotheelcellen van grotere bloedvaten zijn verwijderd).
      OPMERKING: IB 4-kleuringssignalen worden gedetecteerd in endotheelcellen van slagaders en aders in de muizenlong. Om een specifiek onderzoek van het voorkomen van pulmonale microvasculatuur te bereiken, wordt aanbevolen om de signaalhaarden in endotheelcellen van grotere bloedvaten uniform te verwijderen.
    10. Tel het aantal doelsignalen, klik op Metingen analyseren > instellen en vink Gebied, Limiet tot drempel en Label weergeven aan. Selecteer vervolgens Deeltjes analyseren en stel Grootte in: 0-oneindig; Circulariteit: 0.00-1.00; Show: overdreven maskers; vink Samenvatten aan en klik op OK.
    11. Kies Resultaten samenvatten > bestand > Opslaan als.
  3. Data-analyse en statistiek
    1. Match en organiseer het aantal IB4-positieve foci en DAPI-positieve foci in dezelfde afbeelding in een uniforme tabel.
    2. Vat het totale aantal IB4-positieve foci en DAPI-positieve foci samen voor elke kwab in de aangegeven jonge of leeftijdsgroepen.
      1. Bereken het percentage IB4-positieve foci (%) door het totale aantal IB4-positieve foci te delen door het totale aantal DAPI-kleuringsfoci in elke lob door verschillende groepen. Presenteer het aantal positieve IB4-foci , het aantal DAPI-kleuringsfoci en het percentage IB4-positieve foci (%) zoals weergegeven in figuur 3A.
    3. Start de software voor gegevensanalyse en maak een nieuwe kolomtabel.
      OPMERKING: GraphPad Prism 9 is hier gebruikt voor statistische analyse.
    4. Noem ze achtereenvolgens van Groep A tot Groep J als "Jonge schedelkwab", "Oude schedelkwab", "Jonge middenkwab", "Oude middenkwab", "Jonge staartkwab", "Oude staartkwab", "Jonge accessoirekwab", "Oude accessoirekwab", "Jonge linkerkwab", "Oude linkerkwab". Voer vervolgens de overeenkomstige positieve punten van IB4 (%) in de tabel in (aanvullende tabel 1).
    5. Gebruik ongepaarde t-tests voor paarsgewijze vergelijking om significante verschillen in de overeenkomstige regio's tussen de twee leeftijdsgroepen te beoordelen. Voer in totaal vijf vergelijkingen uit voor vijf lobben.
    6. Maak een grafiek voor de visualisatie van de resultaten (Figuur 3B). Kies voor een staafdiagram en neem statistische analyse op in de figuur.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om onderscheid te maken tussen de laesies in de hoofdbronchiën en kleine luchtwegtakken, is het van cruciaal belang ervoor te zorgen dat de continue structuur van laesies in deze twee soorten luchtwegen wordt waargenomen. Dit kan worden bereikt door de snij- en inbeddingsprocedures te volgen die in figuur 1 worden beschreven. Gezien de talrijke longlobben bij muizen, die in verschillende richtingen zijn georiënteerd en een gaasachtige structuur hebben, zijn ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De studie van pulmonale microvasculaire dichtheid heeft belangrijke implicaties voor het begrijpen van pulmonale fysiologische processen en ook voor het definiëren van biomarker(s) voor aandoeningen van de luchtwegen. De longcirculatie heeft een groot capillair oppervlak dat wordt omhuld door een dunne laag endotheelcellen. De harmonieuze nevenschikking van deze cellen en alveolaire epitheelcellen leidt tot een fragiel alveolair-capillair membraan dat speciaal is ontworpen om het ingewik...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen tegenstrijdige belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs spreken hun dankbaarheid uit voor de onschatbare steun die ze hebben ontvangen van het openbare experimentele platform van de West China School of Pharmacy. Speciale waardering gaat uit naar Wendong Wang voor het verstrekken van kritisch en zeer waardevol advies over pathologie. Dit onderzoek is mogelijk gemaakt door de financiering van de afdeling Wetenschap en Technologie van de provincie Sichuan (subsidies 2023NSFSC0130 en 2023NSFSC1992) en "de Fundamentele Onderzoeksfondsen voor de Centrale Universiteiten" aan TJ.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4% ParaformaldehydeBiosharpBL539AWeefsel Fixatie
4',6-diamidino-2-phenylindoleMCEHY-D0814Kleurstoffen voor Nucleïnezuren
Alexa-647 Fluor Geconjugeerd Isolectin B4ThermoI32450Binden Microvaten
Anti-fluorescent Tablet SealerAbcamAB104135Staal Fixatie
Antigen Reparatie VloeistofBiosharpBL151AReparatie van Antigenische Sites
Biopsie CassetteActivFlo39LC-500-1Fixeren en Positioneren Weefselmonsters
Bovine Serum AlbumineSigmaB2064-50GSealing Solution
Cold PlateLeicaHistoCore Arcadia H Freezen Samples
Constant Temperature Electric DroogovenTaisite101-0ABHoge Temperatuur Reparatie
Disposable Microtome BladLeica14035838383Snijden Weefselmonsters om Secties te Bereiden
InbeddingsvormenShitai26155166627Fixeren Weefselmonsters
EthanolKelongCAS 64-17-5Weefsel Dehydratie Oplossing
Verwarmde Paraffine Inbedding StationLeicaEG1150Inbedding Weefselmonsters in Paraffine
HistoCore WaterbadLeicaHI1220Vlakmaken en Fixeren Weefselmonsters
ImageJ (Fiji) NIH1.54fKwantitatief Gereedschap
Immunohistochemie PenBiosharpBC004Water-blocking Agent
Medische PincettenShanghai Medical EquipmentN/AGrijpen, Manipulaten, of Verplaatsen weefselmonsters
MicroscoopNikonTs2Beeldvormingsapparaat
BevestigingsmediaJiangyuanSmaakloosFixeren en Behouden Weefselsecties
Paraffine WaxSCHLEDEN80200-0014Fixeren Weefselstructuur
PBSBeyotimeC0221AWasbuffer
Pentobarbital SodiumBeijing Chemical Reagent CompanyQ/H82-F158-2002Anesthetic
Roterende MicrotomeBiobaseBk-2258Preparing Slices
Steriele SchaarShanghai Medical EquipmentN/ASegmenteren Weefselmonsters
Chirurgisch ScalpelShanghai Medical EquipmentN/ASnijden Weefselmonsters
Triton SolarbioT8200Permeabiliseringsoplossing
Wash-Free SlidePLATINUM PROPRO-04Fixeren Samples voor Kleuring
XyleenSUMXK13-011-00031Weefsel Ontwassingsoplossing
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jia, T., et al. Fgf-2 promotes angiogenesis through a srsf1/srsf3/srpk1-dependent axis that controls vegfr1 splicing in endothelial cells. BMC Biol. 19 (1), 173(2021).
  2. Schneider, J. L., et al. The aging lung: Physiology, disease, and immunity. Cell. 184 (8), 1990-2019 (2021).
  3. Rafii, S., Butler, J. M., Ding, B. S. Angiocrine functions of organ-specific endothelial cells. Nature. 529 (7586), 316-325 (2016).
  4. Lipskaia, L., et al. Induction of telomerase in p21-positive cells counteracts capillaries rarefaction in aging mice lung. bioRxiv. , (2022).
  5. Hoshino, M., Takahashi, M., Aoike, N. Expression of vascular endothelial growth factor, basic fibroblast growth factor, and angiogenin immunoreactivity in asthmatic airways and its relationship to angiogenesis. J Allergy Clin Immunol. 107 (2), 295-301 (2001).
  6. Ackermann, M., et al. Pulmonary vascular endothelialitis, thrombosis, and angiogenesis in covid-19. New Engl J Med. 383 (2), 120-128 (2020).
  7. Wertheim, B. M., et al. Isolating pulmonary microvascular endothelial cells ex vivo: Implications for pulmonary arterial hypertension, and a caution on the use of commercial biomaterials. PLoS One. 14 (2), e0211909(2019).
  8. Thomas, S. M., Bednarek, J., Janssen, W. J., Hume, P. S. Air-inflation of murine lungs with vascular perfusion-fixation. J Vis Exp. (168), e62215(2021).
  9. Ramasamy, S. K., Kusumbe, A. P., Adams, R. H. Regulation of tissue morphogenesis by endothelial cell-derived signals. Trends Cell Biol. 25 (3), 148-157 (2015).
  10. Amersfoort, J., Eelen, G., Carmeliet, P. Immunomodulation by endothelial cells - partnering up with the immune system. Nat Rev Immunol. 22 (9), 576-588 (2022).
  11. Niethamer, T. K., et al. Defining the role of pulmonary endothelial cell heterogeneity in the response to acute lung injury. eLife. 9, e53072(2020).
  12. Corliss, B. A., Mathews, C., Doty, R., Rohde, G., Peirce, S. M. Methods to label, image, and analyze the complex structural architectures of microvascular networks. Microcirculation. 26 (5), e12520(2019).
  13. Phillips, M. R., et al. A method for evaluating the murine pulmonary vasculature using micro-computed tomography. J Surg Res. 207, 115-122 (2017).
  14. Chadwick, E. A., et al. Vessel network extraction and analysis of mouse pulmonary vasculature via x-ray micro-computed tomographic imaging. PLoS Comput Biol. 17 (4), e1008930(2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

longlobuliisolectine B4 kleuringImageJ analysemicrovasculaire endotheelcellenweefselcoupesverouderde muizenlongvasculaire remodelleringlongmicrovasculatuurpulmonale angiogenese

Gerelateerde artikelen