Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Ontwikkeling van een goedkope epimysiale elektromyografie-elektrode: een vereenvoudigde workflow voor fabricage en testen

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66744

⸱

12 april 2024

 ,  ,  ,  , 
1School of Kinesiology, University of Michigan, Ann Arbor, 2University of Michigan Medical School

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Ons doel was om een bijgewerkte, gemakkelijk te volgen gids te bieden voor de fabricage en het testen van epimysiale elektromyografie-elektroden. Daartoe geven we instructies voor de inkoop van materialen en een gedetailleerde doorloop van het fabricage- en testproces.

Samenvatting

Elektromyografie (EMG) is een waardevol diagnostisch hulpmiddel voor het opsporen van neuromusculaire afwijkingen. Implanteerbare epimysiale elektroden worden vaak gebruikt om EMG-signalen te meten in preklinische modellen. Hoewel er klassieke bronnen bestaan die de principes van epimysiale elektrodefabricage beschrijven, is er een schaarste aan illustratieve informatie die de elektrodetheorie naar de praktijk vertaalt. Om dit te verhelpen, bieden we een bijgewerkte, gemakkelijk te volgen gids voor het vervaardigen en testen van een goedkope epimysiale elektrode.

Elektroden werden gemaakt door twee platina-iridiumfolies te vouwen en in een voorgesneden siliconenbasis te plaatsen om de contactoppervlakken te vormen. Vervolgens werden gecoate roestvrijstalen draden aan elk contactoppervlak gelast om de elektrodedraden te vormen. Ten slotte werd een siliconenmengsel gebruikt om de elektrode af te dichten. Ex vivo-tests werden uitgevoerd om onze op maat gemaakte elektrode te vergelijken met een industriestandaardelektrode in een zoutoplossingbad, waar hoge niveaus van signaalovereenkomst (sinus [intraclass correlatie - ICC = 0,993], vierkant [ICC = 0,995], driehoek [ICC = 0,958]) en temporale synchronie (sinus [r = 0,987], vierkant [r = 0,990], driehoek [r = 0,931]) werden gevonden in alle golfvormen. Lage niveaus van elektrode-impedantie werden ook gekwantificeerd via elektrochemische impedantiespectroscopie.

Er werd ook een in vivo prestatiebeoordeling uitgevoerd waarbij de vastus lateralis-spier van een rat chirurgisch werd geïnstrumenteerd met de op maat gemaakte elektrode en signalering werd verkregen tijdens het bergopwaarts en bergafwaarts lopen. Zoals verwacht was de piek-EMG-activiteit significant lager tijdens bergafwaarts wandelen (0,008 ± 0,005 mV) dan bergopwaarts (0,031 ± 0,180 mV, p = 0,005), wat de geldigheid van het apparaat ondersteunt. De betrouwbaarheid en biocompatibiliteit van het apparaat werden ook ondersteund door consistente signalering tijdens niveaulopen 14 dagen en 56 dagen na implantatie (respectievelijk 0,01 ± 0,007 mV, 0,012 ± 0,007 mV; p > 0,05) en de afwezigheid van histologische ontsteking. Samen zorgen we voor een bijgewerkte workflow voor de fabricage en het testen van goedkope epimysiale elektroden.

Inleiding

Elektromyografie (EMG) is een krachtig hulpmiddel voor het bestuderen van de elektrische activiteit van spieren. EMG-opnames kunnen vooral nuttig zijn in preklinische diermodellen om de effectiviteit van interventies voor de behandeling van neuromusculaire disfunctie te beoordelen. In deze modellen worden implanteerbare biocompatibele elektroden vaak gebruikt om de neurofysiologische interface tussen motorneuronen en spiervezels te beoordelen. Deze implanteerbare elektroden kunnen gelokaliseerde metingen van spierexcitatie leveren en kunnen divers zijn in termen van configuratie, vorm en materiaal, waarbij het optimale ontwerp uiteindelijk wordt bepaald door de locatie en het beoogde gebruik.

Ondanks hun geschiktheid voor het beoordelen van spierexcitatie in preklinische modellen, kan het gebruik van epimysiale elektroden worden beperkt door de kosten. Als gevolg hiervan gebruiken veel onderzoekers op maat gemaakte epimysiale elektroden die in eigen huis worden geproduceerd. Hoewel er bronnen bestaan waarin de fundamentele overwegingen van de fabricage, het testen en het gebruik van elektrodenworden beschreven 1,2, is er behoefte aan een bijgewerkte instructiegids waarin de inkoop, fabricage en validatie van epimysiale elektroden met behulp van moderne methoden worden beschreven. Geïnformeerd door de fundamentele werken van Loeb en Gans3 en anderen in de elektrodetheorie, presenteren we moderne instructies over de inkoop en fabricage van goedkope epimysiale elektroden en testen we hun prestaties in een reeks ex vivo en in vivo experimenten. Het doel is om een gebruiksvriendelijke gids te bieden voor anderen in de wetenschappelijke gemeenschap om in-house goedkope epimysiale elektroden voor dierlijk gebruik te vinden, te fabriceren en te testen, waardoor de bredere kwantificering van spierexcitatie in preklinische modellen mogelijk wordt.

In dit protocol bieden we een instructiegids voor het verkrijgen, vervaardigen en testen van epimysiale elektroden voor dierlijk gebruik in het moderne elektrofysiologische laboratorium. De elektrodeparameters die voor de fabricage werden gekozen, zoals de vorm, de afmetingen, het contactoppervlak, de afstand tussen de elektroden, de kabellengte, enz., werden geselecteerd om aan onze experimentele behoeften te voldoen en waren vergelijkbaar met een in de handel verkrijgbare epimysiale elektrode volgens de industriestandaard (zie de Tabel met materialen). We moedigen andere groepen aan om deze parameters aan te passen aan hun behoeften, naast het selecteren van een betrouwbare industriestandaard elektrode die past bij hun gebruikssituatie.

In een poging om lezers een relatief snel gevoel van elektrodeprestaties te geven, geven we ook een voorbeeld van een ex vivo testprotocol met de mogelijkheid om de elektrode-impedantie te meten. Daarnaast geven we een voorbeeld van een beoordeling van de elektrodeprestaties in vivo. Het ex vivo-experiment vergeleek de op maat gemaakte elektrode met een industriestandaard in een zoutbad om stabiele fysiologische omstandigheden na te bootsen. De impedantie werd ook ex vivo beoordeeld via elektrochemische impedantiespectroscopie (EIS). Het in vivo experiment bestond uit de chirurgische implantatie van de op maat gemaakte elektrode in de vastus lateralis (VL) spier van een 16 weken oude vrouwelijke Long Evans-rat (HsdBlu: LE, Envigo) om het EMG-signaal te meten tijdens omstandigheden waarvan bekend is dat ze een hoog of laag signaal opwekken (bergopwaarts, bergafwaarts lopen). Om de betrouwbaarheid van de op maat gemaakte elektrode te beoordelen, werd EMG-signalering verkregen tijdens het lopen op niveau na volledig chirurgisch herstel en voorafgaand aan het offer (respectievelijk 14 dagen en 56 dagen na implantatie). Hematoxyline-eosine (H&E) kleuring werd uitgevoerd op de geïnstrumenteerde spier om de biocompatibiliteit van de op maat gemaakte elektrode te beoordelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De in vivo procedure werd uitgevoerd onder goedkeuring van de Institutional Animal Care & Use Committee van de Universiteit van Michigan (IACUC approval #PRO00010765) en in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health voor de verzorging en het gebruik van proefdieren.

1. Inkoop en fabricage van elektroden

OPMERKING: Afbeelding 1 biedt een samenvatting op hoog niveau van alle belangrijke fabricagestappen met een QR-link die aanvullende visuele instructies geeft.

  1. Koop biocompatibele elektrodematerialen rechtstreeks van de fabrikant in bulk voor fabricage. Zie de Materiaaltabel, die alle elektrodecomponenten en details over de herkomst bevat.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat de siliconenbasis, siliconenkit en platina-iridium contactfolies biocompatibel zijn om een nadelige immuunrespons te voorkomen en chronische implantatie mogelijk te maken. Om de economische voordelen van interne fabricage te ondersteunen, presenteren we een gedetailleerde kostenanalyse van de op maat gemaakte epimysiale elektrode in vergelijking met de industriestandaard (Materiaaltabel).
  2. Bereid de snij- en vouwmal voor (aanvullende vijl 1, aanvullende vijl 2). Gebruik geselecteerde 3D-printsoftware om snij- en vouwmallen te ontwerpen voor de batchproductie van identieke epimysiale elektroden.
    1. Ontwerp de snijmal zo dat de perforaties van de siliconenbasis consistent zijn en op afstand staan voor een gelijk contactoppervlak en een gelijke afstand tussen de elektroden en de afstand tussen de elektroden.
    2. Maak de inklapbare mal om de platina-iridium contactvlakken te vouwen en vereenvoudig de plaatsing van de folies in de siliconenbasis.
      OPMERKING: Gcode-bestanden worden meegeleverd; Wijzig de afmetingen en specificaties van de snij- en vouwmal om aan experimentele behoeften te voldoen.
  3. Perforeer de siliconenbasis. Plaats de siliconen basis op de snijmal en plak deze vast. Perforeer de siliconen met behulp van de geleiders in de snijmal met behulp van een X-acto-mes voor het plaatsen van de contactfolies.
  4. Steek de folies in de siliconenbasis om de contactvlakken te vormen. Vouw de biocompatibele, voorgesneden platina-iridium contactfolies (1,25 mm x 5 mm) met behulp van de inklapbare mal in een U-vorm. Leid vervolgens de armen van de gevouwen folies in de geperforeerde sleuven in de siliconenbasis om de contactvlakken van de elektrode te construeren. Plaats op deze manier alle 12 folies in de siliconenbasis; Laat een enkele kolom open tussen de elektroden om de juiste afstand te garanderen.
    OPMERKING: Deze configuratie maakt de fabricage van 6 bipolaire epimysiale elektroden mogelijk; Het bewerken van de snijmal kan de capaciteit indien nodig uitbreiden.
  5. Verwijder de siliconenbasis van de snijmal. Plaats een stuk chirurgische tape over de contactvlakken om de folies op hun plaats te houden. Verwijder vervolgens de siliconenbasis van de snijmal, draai deze om zodat de armen van de U-vormige folie zichtbaar zijn en vouw een arm van de U-vormige folie gelijk met de siliconenbasis.
  6. Sluit de elektrodekabels aan. Bereid een met perfluoralkoxy (PFA) gecoate roestvrijstalen draad voor door deze op de gewenste lengte te knippen. Verklein vervolgens het ene uiteinde van de roestvrijstalen draad ~ 1 cm met behulp van een in de handel verkrijgbare aansteker. Plaats het ontblote uiteinde van de roestvrijstalen draad aan de binnenkant van de uitgevouwen arm van de folie. Las de roestvrijstalen draad aan de arm van de folie met behulp van een Micro TIG-lasapparaat (pulsbreedte = 0, lasenergie = 25).
  7. Inspecteer de lood-folie-interface. Test de draad-folieverbinding door spanning uit te oefenen op de roestvrijstalen draad. Als de verbinding standhoudt, vouwt u de arm van de folie gelijk met de siliconenbasis naar beneden en verwijdert u de tape die aan de siliconenplaat grenst.
    NOTITIE: Pas spanning toe die representatief is voor de spanning die wordt toegepast in de gespecificeerde gebruikssituatie.
  8. Sluit de elektrode af. Om een dunnere consistentie te bereiken, mengt u 1 g biocompatibele vloeibare siliconen met 0,75 ml tolueen. Zuig het mengsel op met een injectiespuit met stompe punt van 18 G en breng deze aan op de gelaste zijde van elke elektrode om de achterkant van de elektroden af te dichten.
    LET OP: Tolueen is ontvlambaar, kan dodelijk zijn als het wordt ingeslikt of in de luchtwegen terechtkomt en huidirritatie veroorzaakt. Werk onder de zuurkast en blijf uit de buurt van open vuur.
  9. Scheid de batch in afzonderlijke elektroden. Laat het silicone-tolueen 72 uur intrekken voordat u de elektrode aanraakt. Knip vervolgens met een schaar de siliconenbasis in afzonderlijke elektroden met een afmeting van 10 x 5 mm.
    NOTITIE: De grootte van de elektrode is afhankelijk van de afmetingen van de snijmal en het specifieke gebruik. Autoclaaf en/of reinig elektroden in een ultrasoon bad.

figure-protocol-1
Figuur 1. Stappen voor de fabricage van elektroden. (A) Perforeer siliconenbasis. (B) Vorm U-vormige folies met behulp van de inklapbare mal. (C) Steek de U-vormige folies in de geperforeerde siliconenbasis. (D) Siliconenbasis bevat 12 folies om 6 bipolaire elektroden te vormen. (E) Breng chirurgische tape aan op de basis om de folies vast te zetten tijdens het verwijderen van de snijmal. (F) Verwijder de siliconenbasis van de snijmal. (G) Verwijder PFA-gecoate roestvrijstalen draad en las deze aan de rechtopstaande foliearm met behulp van een Micro TIG-lassapparaat. (H) Lijn de ontblote draden uit, breng siliconen-tolueenkit aan en laat uitharden. (I) Verdeel de siliconenbasis in afzonderlijke elektroden en reinig deze in een ultrasoon bad. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Ex vivo testen

  1. Sluit elektroden aan op een opnameapparaat. Draai elke elektrodedraad vast aan een kanaal op een elektrode-interfacekaart (EIB). Herhaal deze stap (met dezelfde EIB) voor een geselecteerde industriestandaardelektrode ter vergelijking. Sluit de EIB aan op een data-acquisitieplatform via een magnetisch kabelsysteem.
    OPMERKING: De industriestandaardelektrode kan elke elektrode zijn die als betrouwbaar wordt beschouwd en die past bij experimentele behoeften.
  2. Aarding van de EIB. Maak het ene uiteinde van een PFA-gecoat roestvrij staal los en las het puntlassen aan een aardingsbron (bijv. een roestvrijstalen schroef). Draai de aardingsdraad vast aan dezelfde elektrode-interfacekaart in de daarvoor bestemde "aardings"-positie.
  3. Zet het zoutbad op. Vul een glazen bekerglas (250 ml) met 180 ml fysiologische zoutoplossing (0,9% steriele zoutoplossing)4. Dompel de op maat gemaakte en industriestandaard epimysiale elektroden onder in het zoutbad en zet ze vast in een stabiele positie. Dompel vervolgens de aardingsbron onder in het zoutbad en zet deze vast. Dompel ten slotte twee stimulerende naaldelektroden onder in het zoutoplossingbad en sluit de stimulerende elektroden aan op de signaalgenerator.
  4. Gebruik een signaalgenerator om signaalovereenkomst en temporele synchronie te beoordelen. Gebruik een signaalgenerator om herhaalde golfvormen met een geselecteerde spanning en frequentie (0.1 V en 5 Hz) in het zoutbad te leveren via de stimulerende elektroden (Figuur 2). Lever verschillende golfvormen (sinus, vierkant en driehoek) om opgenomen signalen te vergelijken tussen de op maat gemaakte epimysiale elektrode ten opzichte van de industriestandaard.
  5. Beoordeel de prestaties informeel en visueel in realtime om te beoordelen in welke mate de signalen tussen elektroden variëren. Voer intra-class correlaties (ICC's) en Pearson-correlaties uit om respectievelijk signaalovereenkomst en temporele synchronie te beoordelen.
    OPMERKING: Voor onze analyse werden 8.000 monsters genomen bij 4.000 Hz en in realtime gefilterd met een hoog- en laagdoorlaatfilter Butterworth (hoogdoorlaat = 75 Hz; laagdoorlaat = 2 kHz).
  6. Meet de impedantie van de elektrode. Om de impedantie van de elektrode te meten, verzamelt u EIS op de op maat gemaakte elektroden (bijv. 10 elektroden) over frequenties 10 Hz-31 kHz5 met een potentiostaat volgens de hieronder beschreven procedure door Richie et al.6. Zie Sarolic et al. voor aanvullende informatie over het meten van elektrode-impedantie op bipolaire elektroden7.
  7. Dompel de epimysiale elektrode volgens de procedure van Richie et al. 1 mm onder in 1x fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS). Gebruik een zilver-zilverchloride (Ag|AgCl) referentie-elektrode en een roestvrijstalen staaf als tegenelektrode om het circuit te voltooien.
  8. De Ag|AgCl-referentie-elektrode en de roestvrijstalen staaf in de 1x PBS met behulp van een bekerklem. Sluit de referentie-elektrode aan op de referentie van het gebruikte impedantiesysteem en sluit deze aan op de tegenelektrode-ingang van het gebruikte impedantiesysteem.
  9. Gebruik een potentiostaat om een impedantiescan van 1 kHz uit te voeren. Stel in op een scanfrequentie van 1 kHz bij 0.01 Vrms in een enkele sinusgolfvorm. Stel tijdens de eerste 5 seconden van de scan de potentiostaat in op 0 V om het opgenomen signaal te stabiliseren. Gebruik de aan de potentiostaat gekoppelde software om de metingen vast te leggen.

figure-protocol-2
Figuur 2: Ex vivo testen: Zoutbad met de op maat gemaakte elektrode, industriestandaard elektroden, twee stimulerende elektroden en een aardbron. Signaalovereenkomst en temporele synchronie werden beoordeeld door sinus-, vierkants- en driehoeksgolven vanuit de signaalgenerator in het zoutbad te brengen en de golfvormen die door de respectieve elektroden werden gedetecteerd op te nemen met behulp van een data-acquisitieplatform. OPMERKING: Elektrochemische impedantiespectroscopie is niet afgebeeld. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. In vivo testen

OPMERKING: De in vivo testprocedure beschrijft onze experimentele use case. Het wordt aanbevolen om op maat gemaakte epimysiale elektroden in vivo te testen op een manier die overeenkomt met de beoogde experimentele omstandigheden van de gebruiker.

  1. Bekijk chirurgische informatie; Raadpleeg informatie voor chirurgen die het proces van het implanteren van chronische neurale opname-elektroden leren met behulp van de volgende bronnen: 8,9.
    OPMERKING: Aangezien de focus van ons manuscript ligt op het vervaardigen en testen van elektroden, geven we hier slechts een kort overzicht van chirurgische technieken die in ons laboratorium worden gebruikt voor in vivo elektrodetesten.
  2. Selecteer een rat die moet worden geïnstrumenteerd (bijv. een vrouwelijke Long Evans-rat op de leeftijd van 16 weken). Laat de rat een laboratoriumacclimatisatie van 1 week ondergaan voordat hij op de loopband acclimatiseert. Stel de rat na acclimatisatie in het laboratorium geleidelijk bloot aan een knaagdierloopband met toenemende snelheden tot 16 m/min.
  3. Bereid de EIB voor door eerst een op maat gemaakte epimysiale elektrode op de EIB aan te sluiten door elke elektrodekabel op een kanaal op de EIB vast te pinnen. Om de EIB te aarden, verwijdert u het ene uiteinde van een PFA-gecoate roestvrijstalen draad en las u deze puntlassen op een geselecteerde aarding (bijv. roestvrijstalen schroef). Draai vervolgens de aardingsdraad vast aan dezelfde EIB in de daarvoor bestemde "massa" -positie.
    NOTITIE: Om de elektrode tijdens het instrumenteren te beschermen, wikkelt u deze in een beschermende bekleding (bijv. parafilm).
  4. Desinfecteer alle chirurgische instrumenten en het operatiegebied voordat u begint. Gebruik verzegelde, aseptische chirurgische benodigdheden en autoclaaf alle chirurgische instrumenten die niet in een steriele verpakking zitten. Creëer een steriel operatieveld met behulp van een chirurgisch laken.
  5. Verdoof het dier met behulp van een inductiekamer met 3-5% isofluraan en 1 l/min zuurstof en onderhoud via een neuskegel met 2% isofluraan en 500 ml zuurstof tijdens de voorbereiding van de rat. Na het bereiken van het chirurgische anesthesievlak, beoordeeld via teenknijpen, oogzalf aanbrengen, de ademhalingsfrequentie controleren (70-110 ademhalingen/min) en de kerntemperatuur beoordelen met behulp van een rectale sonde.
  6. Scheer vervolgens de operatieplaats met een tondeuse voor dieren en verwijder vuil van de operatieplaats. Zodra het operatiegebied is geschoren, desinfecteert u de operatieplaats met chloorhexidine, isopropylalcohol en povidonjodium door vanuit het midden naar de buitenkant van het operatiegebied te schrobben. Dien pijnstillers toe zoals nodig en goedgekeurd en zorg voor warmte om de kerntemperatuur van het lichaam (37,5-38,5 °C) op peil te houden. Plaats de rat na de voorbereiding in een stereotactisch frame en stel het steriele veld in.
  7. Voor een goede chirurgische voorbereiding van de chirurg moet u de handen grondig wassen met zeep en/of een ontsmettingsmiddel (chloorhexidine). Trek de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen aan: masker, steriele handschoenen en een wegwerpjas/scrubtop. Trek nieuwe steriele handschoenen aan als de aseptische techniek om welke reden dan ook wordt geschonden.
  8. Om de rechter VL te instrumenteren, gebruikt u een scalpel om een incisie van 3-5 cm te maken op het anterolaterale deel van de rechterachterpoot en gebruikt u stompe dissectie om de VL-spier te identificeren.
  9. Maak een incisie van 1 cm in het sagittale vlak langs de coronale hechting en leg de schedel bloot. Maak met een dunne tang een onderhuidse tunnel van de rechter achterpoot naar de basis van de schedel. Gebruik de tang om de elektrode vast te pakken en leid de elektrode naar de VL.
  10. Gebruik een botboor om een gat in de calvaria te maken (zorg ervoor dat de specificaties van de boor overeenkomen met die van de grondschroef). Draai de grondschroef vast en bevestig de EIB met tandheelkundig cement aan de schedel.
    OPMERKING: Kleine hoeveelheden waterstofperoxide kunnen worden aangebracht om de poreusheid van de schedel te vergroten en de hechting van het tandcement te verbeteren.
  11. Nadat u de VL-spier hebt geïdentificeerd, implanteert u de op maat gemaakte epimysiale elektrode die is geïmplanteerd in lijn met de spiervezels met behulp van 4-0 niet-resorbeerbaar monofilament. Sluit de incisie met behulp van wondklemmen of door te hechten.
  12. Haal het dier na sluiting uit de narcose en plaats het afzonderlijk in een schone, droge dierenkooi. Laat de rat herstellen op een verwarmd kussen en controleer elke 15 minuten de temperatuur en ademhalingsfrequentie van de rat totdat het dier ambulant is. Behandel postoperatieve pijn door een goedgekeurde pijnstiller toe te dienen in de dagen na instrumentatie.
    OPMERKING: rat moet individueel worden gehuisvest totdat hij volledig hersteld is.
  13. Voer na een periode van 14 dagen in vivo elektrodetesten uit om de geldigheid van de op maat gemaakte epimysiale elektrode te beoordelen om fysiologische veranderingen in spieractiviteit vast te leggen. Plaats de geïnstrumenteerde rat op een knaagdierloopband en stel hem willekeurig bloot aan bergopwaartse en bergafwaartse loopomstandigheden die een toename of vermindering van VL EMG-signalering veroorzaken (16° helling, 16° daling bij 16 meter/minuut). Verzamel longitudinale gegevens (bijv. 14 dagen en 56 dagen na instrumentatie) om de betrouwbaarheid in de loop van de tijd te garanderen.
    OPMERKING: Beoordelingen van 14 en 56 dagen zijn geselecteerd omdat een periode van 14 dagen volledig chirurgisch herstel mogelijk maakt en die van 56 dagen onze experimentele tijdlijn overschrijdt. We moedigen anderen aan om de prestaties en betrouwbaarheid van de elektrode te testen met behulp van een tijdsbestek dat hun experimentele tijdlijn vóór gebruik repliceert. Snelheid (16 m/min) en loopomstandigheden (16° helling, 16° daling) werden geselecteerd om te voldoen aan de vastgestelde omstandigheden van verhoogde en verlaagde VL-excitatie in dit model10.
  14. Wijzig de acquisitieparameters om aan de experimentele behoeften te voldoen. Leg EMG-signalering vast tijdens het lopen met een snelheid van 2.000 Hz met behulp van het data-acquisitieplatform en synchroniseer met een motion capture-systeem.
    NOTITIE: Als u een ander acquisitieapparaat gebruikt, verzamel dan EMG en motion capture volgens de instructies van de fabrikant en om aan experimentele behoeften te voldoen.
  15. Extraheer 25 s aan loopgegevens uit elke loopconditie en exporteer deze naar een aangepast Python-script voor verdere signaalverwerking en -analyse. Basislijn aanpassen (nul), corrigeren en gladstrijken met behulp van een wortelgemiddeld vierkant algoritme met een opslaglocatie van 50 ms. Pas een algoritme voor piekdetectie toe om RMS-EMG-pieken te selecteren die u kunt gebruiken voor daaropvolgende gegevensanalyses.
    OPMERKING: We hebben kort methoden beschreven om EMG-gegevens voor te verwerken en te analyseren, aangezien deze stap sterk varieert als gevolg van programmeertalen en EMG-acquisitiesoftware en -hardware. We raden auteurs aan om de volgende bronnen te raadplegen voor aanvullende informatie: 3,11,12,13.

4. Biocompatibiliteit testen

  1. Na het einde van longitudinale EMG-verzamelingen (of op een geselecteerd tijdstip), euthanaseert u de rat met behulp van geschikte en goedgekeurde methoden (bijv. verstikking met CO2 gevolgd door bilaterale thoracotomie).
  2. Extraheer na euthanasie bilaterale VL-spieren door een incisie te maken in de anterolaterale rechter- en linkerachterpoten. Diepvries in vloeibare stikstof en bewaar bij -80 °C.
    NOTITIE: Zorg ervoor dat de elektrode tijdens de extractie op zijn plaats blijft op de geïnstrumenteerde spier (bijv. de rechter VL). U kunt ook het gebied van de sub-elektrode markeren of alleen de spier uit het gebied van de sub-elektrode halen. Dit geldt niet voor de contralaterale/controlespier.
  3. Gebruik een cryostaat om seriële spierdoorsneden (7 μm) te snijden uit het gebied direct onder de elektrode-fasciale interface. Snijd secties uit de spierbuik van de contralaterale VL om als controle te dienen. Zie Kumar et al. voor details over cryosecties14.
  4. Beitsen met Hematoxyline en Eosine (H&E); zie Wang et al. voor details over H&E-kleuring op dwarsdoorsneden van skeletspieren15.
  5. Onderzoek de gekleurde delen (geïnstrumenteerd en controle) met behulp van een lichtmicroscoop met een vergroting van 20x. Analyseer histologische veranderingen blind voor de oorsprong van de monsters. Beoordeel de weefselgezondheid beoordeeld aan de hand van de volgende pathologische kenmerken: infiltratie van immuuncellen, interne myonucleaire accumulatie, fibrogenese en sarcolemmafragmentatie.

5. Voorgestelde statistische analyses

  1. Om de prestaties van de op maat gemaakte epimyisal-elektrode te beoordelen in vergelijking met de industriestandaard, importeert u de ex vivo-gegevens in een geselecteerd statistisch pakket. Pas de volgende statistische tests toe op de ex vivo-gegevens die zijn verzameld van de op maat gemaakte en industriestandaard elektroden (bijv. 8.000 representatieve monsters van de sinus-, driehoeks- en vierkante golfvormen). Stel het alfaniveau a priori in op p ≤ 0,05.
    1. Om het niveau van signaalovereenkomst tussen elektroden te testen, gebruikt u intraclass-correlaties (ICC's) en Bland-Altman-plots. Bereken ICC-schattingen en hun 95%-betrouwbaarheidsintervallen op basis van een enkelvoudig (k = 2), absolute-overeenstemming, 2-weg willekeurige-effectenmodel.
    2. Om te testen in welke mate de registratie van de golfvormen in de loop van de tijd covarieerde, ook wel temporele synchronie genoemd, voert u een Pearson-correlatie uit op waarden die zijn verzameld met de op maat gemaakte en industriestandaard elektroden.
    3. Vergelijk de gemiddelde elektrode-impedantie voor beide contactvlakken (gemeten bij 1 kHz) van geselecteerde, op maat gemaakte elektroden (bijv. 10 elektroden) met de impedantie van de industriestandaard elektrode.
      OPMERKING: De impedantiewaarden van de elektrode verschillen afhankelijk van het gebruik en de materialen die worden gebruikt tijdens de fabricage van de elektrode.
  2. Om de kwaliteit van de in vivo opnames te beoordelen, importeert u de gegevens die zijn verzameld tijdens het lopen op de loopband naar een geselecteerd statistisch pakket.
    1. Om de geldigheid van de op maat gemaakte elektrode te beoordelen tijdens in vivo tests (waarbij de gang van de rat werd verstoord door bergopwaarts en bergafwaarts te lopen om fysiologische veranderingen in spieractiviteit te induceren), voert u de t-test van Welch uit om de gemiddelde piekwaarden voor bergopwaarts en bergafwaarts lopen te vergelijken.
      OPMERKING: Lezers worden aangemoedigd om aanvullende tests en analyses uit te voeren (bijv. signaal-ruisverhouding (SNR)-beoordelingen; zie Delysys Fundamental Concepts in EMG Signal Acquisition) die hier kortheidshalve16 niet worden gepresenteerd.
    2. Om de betrouwbaarheid van de signalering van de elektrode in de loop van de tijd te beoordelen, evalueert u de longitudinale gegevens die zijn verzameld onder consistente omstandigheden (waterpas lopen met 16 m/min met tussenpozen van 14 en 56 dagen na implantatie) via gepaarde t-tests.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Ex vivo prestaties
ICC's toonden een hoge mate van overeenstemming aan tussen de op maat gemaakte en industriestandaard elektroden over alle golfvormen (sinus [ICC = 0,993], vierkant [ICC = 0,995], driehoek [ICC = 0,958]; p < 0,001). Bland-Altman-plots onthulden ook een hoge mate van signaalovereenkomst tussen elektroden. Flauwe Altman-plots en Pearson-correlaties zijn samengevat in figuur 3 met sterke positieve correlaties tusse...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Ons doel was om het EMG-fabricageproces te stroomlijnen, waardoor een bredere acceptatie en implementatie van epimysiale elektrodeontwerpen mogelijk zou worden, waardoor de toegankelijkheid zou worden bevorderd en neuromusculair onderzoek zou worden bevorderd. Daartoe presenteren we een gebruiksvriendelijke gids voor het in-house zoeken, fabriceren en testen van goedkope epimysiale elektroden. In de hoop andere onderzoeksgroepen te ondersteunen, bieden we ook aanvullende 3D-printsjablone...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze geen bekende concurrerende financiële belangen of persoonlijke relaties hebben die van invloed zouden kunnen zijn geweest op het werk dat in dit artikel wordt gerapporteerd.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases Grant R01AR081235 (aan L. K. Lepley). De auteurs bedanken de volgende personen voor hun bijdrage aan de fabricage en het testen van onze biocompatibele elektrode: Joel Pingel, Grant Gueller, Akhil Ramesh, Joe Letner, Jacky Tian en Ross Brancati.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Elektrodematerialen
         Aantal & prijs per elektrode
ContactoppervlakPrince and Izant PT90/IR10 1,25 mm x 5 mm folieCatalogus #1040055 2 per elektrode
$7,50 per folie
$15,00 per elektrode
PFA-gecoate roestvrijstalen elektrodenleidingdraad A-M Systems Multi-Stranded PFA-Coated Stainless Steel Wire 50,8 µm strengdiameter Catalogus #793500Afhankelijk van gewenste draadlengte (bijv. 9 inch draadleidingen x2)
$128 per 25 voet spoel
$5,12 per voet
$0,42 per inch (x18)
$7,68 per elektrode
Vouwende mal 3D-gedrukt
(zie .gcode-bestand)		NANA
Dichtingsmiddel voor elektrodelichaamNusil Med-1137 vloeibaar siliconenCatalogus #MED-11371 gram
$344,66 per 2 oz. (59,15 mL)
$5,83 per elektrode
Silicone basisImplantech Alliedsil Silicone Sheeting-Reinforced, Long Term Implantable (8” x 6”).007 dikCatalogus #701-07 10mm x 5mm vel
$225,00 per 8 x 6 inch
$0,36 per elektrode (10 mm x 5 mm)
 Verdunner voor afdichtingsmengselTolueen 99,5% ACS Reagent 500ML of Xyleen ACS 99,5%Catalogus #179418-500 ML0,75 mL
$25,53 per 500 mL
$0,38 per elektrode
Sjabloon voor het doorboren van de siliconen basisSnijdmal – 3D-gedrukt
(zie CAD-bestand)		NANA
Op maat gemaakte elektrode: $29,25
Branchestandaard elektrode (EP105 EMG Patch Electrode, 2 contacten, enkelzijdig, 7mm x 4mm, MicroProbe voor Life Science): $305,00
Aanvullende fabricagematerialen 
            Aantal & prijs per elektrode
3D-printsoftware Solidworks (Solidworks, 2022)
Micro-Tig lasser Micro-Tig lasser (CD1000SPM, Single Pulse Research and Light Production Resistance Spot Welder, Sunstone)SKU 301010$3.500
Ultrasoon badUltrasoon bad (CPX Series Ultrasonic Bath, Fisherbrand). 15-337-403NA
Ex Vivo Testmaterialen 
         Aantal & prijs per elektrode
Data-acquisitieplatform en softwareDigitalLynx 4sX Base Cheetah versie 6.0 (Neuralynx Inc.) NAEMG-acquisitiehardware en -software
Elektrode-interfaceboard (EIB)EIB, EIB16-QC, Neuralynx Inc.31-0603-0007NA
Signaalgenerator5 MHz Functiegenerator, B&K Precision  4005DDS220V$387,46
PotentiostaatPGSTAT1 potentiostaat (EcoChemie, Utrecht, Nederland)NANA
Roestvrijstalen schroefFine Science Tools19010-00$98
Ex Vivo Testmaterialen 
         Aantal & prijs per elektrode
Rodent loopband Exer 3/6 Open Loopband, Columbus InstrumentsNANA
TandartscementExcel Formula® Pourable Dental Material, St. George Technology Inc.#24211$125,60
LichtmicroscoopKeyence BZ-X800, Keyence Corporation, Osaka, Japan NANA
BewegingsregistratiesysteemOptitrack Color Camera, Optitrack, NaturalPoint Inc.NANA
Piekdetectie-algoritme“SciPy.signal.find_peaks - SciPy v1.8.1 Handleiding”, 2022NANA
Python-softwarePython Software Foundation. Python Language Reference, versie 3.9. Beschikbaar op http://www.python.orgNANA
RattenHsdBlu: LE, Envigo140NA
Statistische softwareGraphPad Prism versie 10.0.0 (GraphPad Software, Boston, Massachusetts USA)NANA

Referenties

  1. Grandjean, P. A., Mortimer, J. T. Recruitment properties of monopolar and bipolar epimysial electrodes. Ann. Biomed. Eng. 14 (1), 53-66 (1986).
  2. Memberg, W. D., Stage, T. G., Kirsch, R. F. A fully implanted intramuscular bipolar myoelectric signal recording electrode. Neuromodulation J. Int. Neuromodulation Soc. 17 (8), discussion 799 794-799 (2014).
  3. Loeb, G. E., Gans, C. Electromyography for Experimentalists. , University of Chicago Press. Chicago, IL. (1986).
  4. Boehler, C., Carli, S., Fadiga, L., Stieglitz, T., Asplund, M. Tutorial: guidelines for standardized performance tests for electrodes intended for neural interfaces and bioelectronics. Nat. Protoc. 15 (11), 3557-3578 (2020).
  5. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 µm diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. J. Neural Eng. 12 (4), 046009(2015).
  6. Richie, J. M., et al. Open-source toolkit: benchtop carbon fiber microelectrode array for nerve recording. J. Vis. Exp. (176), e63099(2021).
  7. Impedance measurement of bipolar stimulation electrodes immersed in medium. Sarolic, A., Skalic, I., Deftu, A., Sapunar, D. 2018 EMF-Med 1st World Conf. Biomed. Appl. Electromagn. Fields EMF-Med, , 1-2 (2018).
  8. Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of rodent surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp.: JoVE. (47), e2586(2011).
  9. Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An implantable system for chronic in vivo electromyography. J. Vis. Exp. JoVE. (158), e60345(2020).
  10. Butterfield, T. A., Leonard, T. R., Herzog, W. Differential serial sarcomere number adaptations in knee extensor muscles of rats is contraction type dependent. J. Appl. Physiol. Bethesda Md 1985. 99 (4), 1352-1358 (2005).
  11. Farago, E., MacIsaac, D., Suk, M., Chan, A. D. C. A review of techniques for surface electromyography signal quality analysis. IEEE Rev. Biomed. Eng. 16, 472-486 (2023).
  12. Raez, M. B. I., Hussain, M. S., Mohd-Yasin, F. Techniques of EMG signal analysis: detection, processing, classification and applications. Biol. Proced. Online. 8, 11-35 (2006).
  13. Tankisi, H., et al. Standards of instrumentation of EMG. Clin. Neurophysiol. 131 (1), 243-258 (2020).
  14. Kumar, A., Accorsi, A., Younghwa, R., Mahasweta, G. Do's and don'ts in the preparation of muscle cryosections for histological analysis. J. Vis. Exp. JoVE. (99), e52793(2015).
  15. Wang, C., Yue, F., Kuang, S. Muscle histology characterization using H&E staining and muscle fiber type classification using immunofluorescence staining. Bio-Protoc. 7 (10), e2279(2017).
  16. Kreifeldt, J. G. Signal versus noise characteristics of filtered EMG used as a control source. IEEE Trans. Biomed. Eng. BME-18 (1), 16-22 (1971).
  17. Farina, D., Yoshida, K., Stieglitz, T., Koch, K. P. Multichannel thin-film electrode for intramuscular electromyographic recordings. J. Appl. Physiol. 104 (3), 821-827 (2008).
  18. Muceli, S., et al. Decoding motor neuron activity from epimysial thin-film electrode recordings following targeted muscle reinnervation. J. Neural Eng. 16 (1), 016010(2018).
  19. Guo, L., Guvanasen, G., Tuthill, C., Nichols, T., Deweerth, S. Characterization of a Stretchable Multielectrode Array for Epimysial Recording. , 694(2011).
  20. Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
  21. Fabrication and test of robust spherical epimysial electrodes for lower limb stimulation. Aalb. Den. Koch, K. P., Leinenbach, C., Stieglitz, T. IFESS 5th Conf, , (2000).
  22. Uhlir, J. P., Triolo, R. J., Davis, J. A., Bieri, C. Performance of epimysial stimulating electrodes in the lower extremities of individuals with spinal cord injury. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. 12 (2), 279-287 (2004).
  23. Deer, T. R., et al. The appropriate use of neurostimulation: new and evolving neurostimulation therapies and applicable treatment for chronic pain and selected disease states. Neuromodulation Technol. Neural Interface. 17 (6), 599-615 (2014).
  24. Ortiz-Catalan, M., Brånemark, R., Håkansson, B., Delbeke, J. On the viability of implantable electrodes for the natural control of artificial limbs: Review and discussion. Biomed. Eng. OnLine. 11, 33(2012).
  25. Sando, I. C., et al. Regenerative peripheral nerve interface for prostheses control: electrode comparison. J. Reconstr. Microsurg. 32 (3), 194-199 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Epimysiale elektrodeElektromyografie EMGElektrodefabricageLow-cost elektrodePreklinisch modelSignaalacquisitieElektrodetestenElektrode-impedantieElektrochemische impedantiespectroscopieNeuromusculaire research
Ontwikkeling van een goedkope epimysiale elektromyografie-elektrode: een vereenvoudigde workflow voor fabricage en testen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.