Methodenartikel

Het Mouse Stroke Unit Protocol met gestandaardiseerde neurologische scores voor translationele onderzoeken naar muisberoertes

DOI:

10.3791/66847

⸱

7 februari 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology Medical School of Athens, National and Kapodistrian University of Athens, 2Institute for Stroke and Dementia Research (ISD), University of Munich Medical Center, 3Department of Neurointensive Care, Schoen Clinic Bad Aibling

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel presenteert een protocol voor het uitvoeren van het zeer translationele en onafhankelijk bewezen muis Stroke Unit (mSU) concept bij muizen met een grote beroerte. Het biedt ook een gestandaardiseerd protocol voor het uitvoeren van de focale experimentele beroerteschaal bij muizen, die de gedetecteerde focale tekorten van een beroerte evalueert, zelfs op de lange termijn.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het filamentmodel van occlusie van de middelste slagader (fMCAo) is misschien wel het meest translationele muisslagmodel, dat gecontroleerde ischemie mogelijk maakt met intravasculaire reperfusie/rekanalisatie. Het is echter niet afgestemd op de huidige klinische ontwikkelingen voor beroertezorg (bijv. Stroke Units), maakt meestal gebruik van subjectieve of vage neurologische scores onder laboratoria en vertoont een hoge mortaliteit in de acute fase. Hier pakken we deze beperkingen aan met gevalideerde videogeleide protocollen. We presenteren het mSU-protocol (Mouse Stroke Unit) met instructievideo's en een beslissingsalgoritme (Risk Stratification Score), waarmee we de kloof tussen klinische en muisslagmodellering overbruggen. Om de nauwkeurigheid en gevoeligheid van de neurologische scores voor een beroerte te vergroten, presenteren we voor het eerst een video-gestandaardiseerd formaat van de focale Experimental Stroke Scale (fESS) en bewijzen we de waarde ervan tot 6 maanden na een beroerte. Daarnaast worden protocollen voor muizen Ladder-sporttest gepresenteerd, evenals de bekende Cilindertest, voor onbevooroordeelde, kwantitatieve beoordeling van de motorische functie van ledematen. De resultaten benadrukken de translationele werkzaamheid van mSU. Focale ESS (fESS) blinkt uit ten opzichte van andere bekende schalen in het detecteren van tekorten in de brandpuntsslag, het vastleggen van herstel en het behouden van de gevoeligheid tot 6 maanden na een beroerte. Laddersport- en cilindertests kwantificeren en monitoren objectief motorische tekorten van de voor- en achterpoten op lange termijn. Samenvattend biedt de integratie van mSU-, fESS- en motorfunctietests een robuust kader voor klinisch relevant onderzoek naar beroertes. Onze protocollen verbeteren de translationele waarde in onderzoek naar muisberoertes.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Grote ischemische beroerte is wereldwijd een van de belangrijkste oorzaken van morbiditeit en invaliditeit1. Toch wordt onderzoek naar muizenberoertestot nu toe in bijna alle preklinisch geteste behandelingen geconfronteerd met een translationele blokkade. De vele redenen voor dit probleem en de inspanningen om het te overwinnen zijn in detail besproken in eerdere publicatie2. Deze uitdagingen komen voort uit de beperkte integratie van klinische vooruitgang in relevante diermodellen2 en de zwakke punten van gedrags- en neurologische scoresystemen bij het nauwkeurig en gevoelig detecteren van tekorten na een beroerte2.

Recente ontdekkingen3 ondersteunen dat het filamentmodel van occlusie van de middelste slagader (fMCAo) bij muizen aanzienlijke translationele voordelen heeft ten opzichte van andere modellen met open schedelletsel en trauma 2,4. Bovendien is dit de enige die de reperfusie en mechanische trombectomie van klinische beroerte-instellingen 5,6,7 modelleert. Het model wordt echter geconfronteerd met een hoge subacute mortaliteit tussen 3-7 dagen na een beroerte, wat langetermijnstudies van grote beroertes verbiedt en tot voor kort werd beschouwd als het inherente en onoverkomelijke artefact van het model. Bovendien is de detectie van neurologische gebreken na een beroerte relatief moeilijk en bevooroordeeld bij muizen vanwege hun kleine formaat, vooral bij niet-clinici of onervaren onderzoekers 8,9. Om dit aan te pakken, hebben verschillende groepen verschillende schalen ontwikkeld om tekorten op te sporen. De meest gebruikte en bekende schalen zijn de 3-punts Bederson-schaal (BS)10, de 5-punts gemodificeerde Bederson-schaal (mBS)11, de 5-punts Longa-score (LS) (die vergelijkbaar is met mBS)6, de gemodificeerde Neurological Stroke Scale (mNSS)12,13, de 18-punts Garcia-schaal (GS)9 en de meer gedetailleerde DeSimoni14 of anders bekend als "Neuroscore" (NS)9, 15 schaal. Helaas zijn sommige van deze schalen ofwel te grof en zijn ze alleen beperkt tot de paar dagen in de acute fase na een beroerte (BS, mBS en LS)8,9 of wordt hun interpretatie vertroebeld door algemene tekorten (NS).

Met deze achtergrond hebben we eerder het Mouse Stroke Unit (mSU) ondersteuningsprotocol ontwikkeld en gevalideerd, samen met de experimentele stroke scale (ESS) voor muizen13. De grondgedachte voor mSU was om kennis uit de klinische routine (d.w.z. menselijke beroerte-eenheden) aan te passen aan preklinisch onderzoek naar beroerte, terwijl ESS eerder bestaande maar "ongevoelige" of overbodige beroerteschalen kritisch consolideerde tot een praktische, verfijnde, gevoelige en tijdbesparende. De mSU bestaat uit frequente en aangepaste monitoring van de klinische basisparameters van muizen met aangepaste toepassing van dierondersteuning om de overleving te verbeteren13.

Gegevens van ons laboratorium en anderen bevestigen inderdaad de waarde van beide methoden. De mSU vertaalt klinische ondersteunende basismaatregelen en gaat7 van mensen naar muizen, vermindert de mortaliteit van de fMCAo bij muizen aanzienlijk van 60-70% naar 10-15%13, waardoor studies van grotere beroertes mogelijk zijn, en kan sindsdien effectief worden toegepast in onafhankelijke laboratoria 16,17,18,19. Bovendien kan het ESS onderscheid maken tussen focale (focale component van ESS, fESS) en algemene (algemene component van ESS, gESS) tekorten en symptomen na een beroerte, modelleert het de klinische score bij de mens (differentiatie tussen focale en algemene tekenen en symptomen bij mensen), is lineair gerelateerd aan de grootte van de beroertelaesie en is op lange termijn gevoelig voor tekorten13,20. Ondanks de bewezen waarde en werkzaamheid van zowel mSU als ESS, laat het gebrek aan duidelijke, gevisualiseerde, gestandaardiseerde instructies voor zelfs onervaren onderzoekers verschillende open vragen over de toepassing van mSU en aanzienlijke subjectiviteit over het scoren van focale tekorten op fESS.

Als zodanig is ons huidige artikel bedoeld om video-ondersteunde en duidelijke instructies te geven voor mSU- en fESS-protocollen. We zijn ervan overtuigd dat het beroerte-onderzoekers zal ondersteunen om de translationele efficiëntie van hun beroertestudies te vergroten, het verlies van dieren gedurende de eerste 3-10 dagen na een beroerte aanzienlijk te verminderen, de experimenteerkosten te verlagen en uiteindelijk neurologische gebreken maandenlang na een beroerte reproduceerbaar te evalueren13. Bovendien kan de aanvullende combinatie van de laddersporttest en de cilindertest gemakkelijk de focale ledemaatparese (voor- en achterpoten) kwantificeren als gevolg van fMCAo.

Om de mSU- en fESS-efficiëntie aan te tonen, bieden we gegevens op middellange (14 dagen) en lange termijn (6 maanden) over muizen na fMCAo. Twaalf weken oude mannelijke C57Bl/6J-muizen (n= 31) werden gebruikt en gehuisvest onder gecontroleerde temperatuur (22 ± 2 °C), met een licht-donkercyclusperiode van 12 uur en toegang tot gepelleteerd voedsel en water ad libitum. Muizen werden verdeeld in twee cohorten die respectievelijk gedurende 14 dagen (n=10, cohort 1) en 6 maanden (n=15, cohort 2) werden gevolgd. Deze muizen werden onderworpen aan een cerebrale ischemie van 60 minuten met behulp van het goed beschreven model van fMCAo 13,20,21 onder isofluraananesthesie. Nep-geopereerde dieren (n=6, geopereerd als de bovenstaande twee cohorten, maar er werd geen ischemie geïnduceerd) die gedurende 6 maanden werden gevolgd, dienden als controles. Buprenorfine werd gebruikt als pre- en 3-daagse postoperatieve pijnstiller. De laddersport- en cilindertests werden ook uitgevoerd voor het cohort van 6 maanden als onderdeel van de neurologische score.

Alle dieren werden gedurende de eerste 14 dagen na het stoken dagelijks gecontroleerd op humane eindpunten, gedefinieerd als: 1) ernstige onderkoeling (<33 °C) en/of immobiliteit (bijv. score 4 op test 6 van fESS of "spontane activiteit"-test van gESS) die niet werd verbeterd door behandeling met "mouse Stroke Unit" (d.w.z. passieve verwarming en actieve voeding, zie 1.4, 1,6, 1,8) binnen een uur, 2) tekenen van pijn of angstgedrag (bijv. score >2 in de "angst/automatisch gedrag"-test van gESS), zelfs na postoperatieve analgesie volgens het protocol.

In dit protocol begint de ondersteuning van de muizen na een beroerte in de vorm van mSU onmiddellijk na het herstel van de muis van de fMCAo-operatie. Dit bestaat uit 3 fasen: fase A (0-48 uur na reperfusie), fase B (>48 uur en tot het "einde van de benodigde actieve ondersteuning", meestal op dag 10-14, afhankelijk van fase B van het individuele dier) en fase C (vanaf dag 14). Het heeft vijf significante interventies (bezoeken/Risk Stratification Score, voeding, vloeistoffen, temperatuur en lokale desinfectie; zie 1.1. tot 1.8. hieronder) afgestemd op elk dier, volgens elke fase (A, B of C) en zijn dagelijkse werkelijke klinische status beoordeeld door de Risk Stratification Score (RSS), zie aanvullende figuur 1 en tabel 1 met drie typische voorbeelden. De benodigde materialen en gereedschappen voor mSU worden weergegeven in figuur 1a en beschreven in de materiaaltabel. We bieden ook een sjabloon voor diermonitoring tijdens mSU (zie aanvullend dossier 1).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De experimenten die in dit artikel worden gerapporteerd, zijn uitgevoerd volgens nationale en Europese richtlijnen voor het gebruik van proefdieren en zijn goedgekeurd door de Griekse overheidscommissies (Athene, licentienummer "843895_06-09-2022").

1. De "mouse Stroke-Unit" (mSU)

  1. Beoordeel dagelijks de klinische status van het dier ("bezoeken") en bereken de RSS-score
    1. Druk het aanvullende bestand 1 af, bij voorkeur vóór de operatie van het dier, voor het registreren van gegevens en monitoring.
    2. Beoordeel elk dier klinisch op standaardtijdstippen (bezoeken): vroeg in de ochtend (rond 08:00 uur), 's middags (tussen 14:00 en 16:00 uur) en 's avonds laat (rond 22:00 - 23:00 uur).
      OPMERKING: Pas deze standaardbezoeken aan volgens de follow-upfase van het dier: controleer de status van het dier 2x/dag (ochtend-nacht) voor fase A, 3x/dagelijks voor fase B en eenmaal per dag voor fase C. Pas de frequentie van de bezoeken verder aan volgens de RSS-score (zie 1.1.6). Werk bij voorkeur in een team van >2 personen voor het verminderen van de werkdruk. De ochtend- en nachtbezoeken zijn cruciaal voor succesvolle ondersteuning, monitoring en sterftevermindering, omdat de nachtelijke (actieve) fase van de muizen de metabolische en energiebehoefte verhoogt 13,22,23 en verband houdt met een verhoogde nachtelijke sterfte na een beroerte.
    3. Weeg de muis met behulp van een gevoelige standaardweegschaal tijdens het ochtendbezoek.
    4. Meet de temperatuur met een contactloze thermometer die tijdens het ochtendbezoek over het ventrale lichaamscentrum wordt geplaatst. Houd de muis vast en immobiliseer hem met zijn rug. Voer de meting uit binnen de eerste paar seconden na immobilisatie (zie figuur 1f).
      OPMERKING: Gebruik geen rectale thermometer vanwege mogelijke darmruptuur na herhaalde metingen met gelijktijdige peritonitis.
    5. Beoordeel en registreer de algemene klinische toestand van de muis (mobiliteit, wonden, urethrakap, reactiviteit, vacht, hydratatiestatus, enz.) tijdens het ochtendbezoek voor alle fasen, dagelijks tot dag 14.
    6. Bereken de RSS-score tijdens het ochtendbezoek door de punten op te tellen op basis van het gewicht, de temperatuur en de fESS-score van het dier, zoals beschreven in aanvullende figuur 1. Voor geautomatiseerde berekening van de RSS in een spreadsheettabel gebruikt u de formule in Tabel 1 en past u deze aan. Euthanaseer het dier met een door de instelling goedgekeurde methode, als er humane eindpunten aanwezig zijn (zie hierboven).
    7. Pas zowel de frequentie van de bezoeken als de intensiteit van de ondersteuning dagelijks aan volgens de RSS-score en de fase van het dier na een beroerte.
      OPMERKING: Fase B is het meest kritisch voor mortaliteit. Verhoog de frequentie van bezoeken en de intensiteit van de ondersteuning voor RSS ≥3 (voor definitie en instructies, zie tabel 1). Als het dier in fase C nog steeds een RSS >3 vertoont, bezoek het dan en ondersteun het zoals in fase B. Gebruik de RSS en algemene beschrijvingen (zoals herstellend, stabiel, laag/gemiddeld ziek en ernstig ziek) om zijn klinische toestand onder het ondersteuningsteam te beschrijven. Beperk na dag 14 de dierbezoeken tot alleen die welke vereist zijn volgens het experimentele protocol (bijv. voor gedrags-/neurologische beoordelingen).
  2. Bereiding van het gelvoer voor voedingsondersteuning
    1. Verpulver gewone voedselpellets met een blender (Figuur 1a).
    2. Voeg commerciële suiker toe van 5-10% om het caloriegehalte van het voedsel te verhogen.
    3. Voeg water toe om een gelachtige vloeibare textuur te creëren (Figuur 1b).
    4. Gebruik deze gelvoeding voor zowel passieve als actieve voedingsondersteuning.
      OPMERKING: Gebruik optioneel kant-en-klaar commercieel gelvoedsel. Bereid voedsel kan 2-3 dagen in de koelkast blijven.
  3. Passieve nutritionele ondersteuning van de muizen
    1. Vul een petrischaaltje met gelvoer en plaats het op de bodem van de kooi (passieve voedingsondersteuning door het verstrekken van gelvoer voor gemakkelijke toegang tot de muis). Laat 2-3 voedselkorrels naast de petrischaal liggen.
    2. Ververs de petrischaal dagelijks met gelvoeding. De eerste dagen kunnen muizen de petrischaal vullen of bedekken met bodembedekking in de kooi. Sommigen zullen ervan gaan eten (Figuur 1c).
  4. Actieve voedingsondersteuning (actieve voeding)
    OPMERKING: Actief voeren vindt plaats tijdens fase B. De standaard voedingsfrequentie is 3x/dag en wordt aangepast aan meer tijden volgens de RSS-score (bijv. zelfs 4-5 keer/dag). Af en toe, voor muizen die constant een RSS-score van 0-1 hebben (d.w.z. kleine beroerte) en zelf actief eten, verlaag de frequentie naar 1-2/dagelijks.
    1. Vul spuiten van 1 ml voor met gelvoedsel.
    2. Pak de muis voorzichtig maar stevig vast aan zijn nekvacht, zoals weergegeven in afbeelding 1d (rode pijlpunt).
    3. Stabiliseer de wang van de muis met de middelvinger, zoals aangegeven door de rode pijlen in figuur 1d: terwijl u de muis stevig vasthoudt, schuift u de vinger zijwaarts in de richting van de neus van de muis tegen de wang. Positie vasthouden.
    4. Plaats de punt van de spuit in de bek van de muis tussen de tanden en kies de punt naar de binnenkant van de wang (rode pijl, figuur 1e).
    5. Geef elke keer ongeveer 40-50 μL gelvoer (een hap).
    6. Plaats de muis voorzichtig terug in het kooirooster. Geef de tijd om te kauwen.
    7. Herhaal het voeren na 1-2 minuten, totdat elke muis 1-1,5 ml van het gelvoer heeft gegeten.
      OPMERKING: Voer 5-10 muizen per ren (1-2 kooien); De anderen eten en slikken het gelvoedsel door terwijl elke muis een hap krijgt. Het proces geeft muizen geen stress. Er is ook waargenomen dat sommige dieren zich uiteindelijk positioneren om te grijpen en te eten.
  5. Normale suppletie met zoutoplossing
    1. Weeg de muis tijdens het ochtendbezoek (zie 1.1.2 en 1.1.3).
    2. Bereken het gewichtsverlies/de gewichtstoename in vergelijking met de vorige meting door de waarden af te trekken.
    3. Vul het gewichtstekort (in grammen) aan met ml normale zoutoplossing (subcutaan).
      OPMERKING: Vermijd ten koste van alles vochtophoping en oedeem. Niet meer dan 1-2 ml per dosis en 3-4 ml vocht per dag innemen. Begin na 36 uur na fMCAo.
  6. Glucose suppletie
    1. Controleer de berekende RSS-score van de muis en zijn algehele beweging.
    2. Injecteer 0,5 - 1 ml 5% glucose subcutaan als RSS >3 en de muis gelijktijdige tekenen van hypothermie (<34°C) of immobilisatie/bradykinesie vertoont. Injecteer bij voorkeur alleen tijdens het nachtbezoek.
      OPMERKING: Vermijd ten koste van alles hyperglykemie na een beroerte. Hyperglykemie na een beroerte is giftig7. Vul daarom glucose alleen aan na actieve voeding en in geval van ernstige klinische aandoeningen of om hypoglykemie tijdens nachtelijke activiteit te voorkomen. Actieve voeding (zie 1.4) zou de belangrijkste ondersteuningsmeting moeten zijn, omdat het een soepelere en langdurigere energieondersteuning biedt en klinische richtlijnen vertaalt 7. Voed geen glucose vóór dag 3.
  7. Temperatuurbeheer (passief)
    1. Meet de lichaamstemperatuur van het oppervlak van het dier preoperatief bij aanvang en postoperatief bij elk bezoek (figuur 1a). Meet zoals weergegeven in figuur 1f en beschreven in 1.1.4. Noteer de waarden.
      OPMERKING: Onderkoeling bij muizen wordt gedefinieerd als lichaamstemperatuur <35 °C 24,25. Eerdere gegevens13 geven aan dat elke temperatuur onder 34 °C een waarschuwingssignaal is voor ondersteuning na een beroerte (zie hieronder).
    2. Wanneer onderkoeling tussen 33 en 34 °C wordt waargenomen, verwarmt u de muis passief in een kooi op een verwarmingsplaat (of een ander passief verwarmingsapparaat) totdat deze een lichaamstemperatuur >34 °C bereikt. Actief voer de muis om energie te leveren voor actieve warmteproductie door het dier (langere energievoorziening).
      OPMERKING: Houd het dier 1 tot enkele uren op passieve verwarming. Vermijd ten koste van alles passieve hyperthermie.
    3. Wanneer onderkoeling wordt waargenomen, <33 °C, de ondersteuning opvoeren met subcutane aanvullende glucosetoediening (snelle maar kortstondige energievoorziening; zie 1.6 hierboven).
  8. Reiniging van genitaliën en/of nekwond (lokale "desinfectie")
    OPMERKING: Af en toe kan een wonddehiscentie of urethrale plug worden waargenomen. Wonddehiscentie is zeldzaam. Urethraprop is een harde prop aan het uiteinde van de geslachtsorganen van de muis (Figuur 1g) en wordt vaker waargenomen, vooral bij dieren met een hogere slagernst. Wanneer een plug de urethra blokkeert, kan een urinair obstructief syndroom optreden en kan dit leiden tot morbiditeit en overlijden26. Daarom moet het goed worden schoongemaakt.
    1. Doordrenk de urethrale plug, indien aanwezig, met normale zoutoplossing om het verwijderen te vergemakkelijken.
    2. Verwijder de urethrale plug voorzichtig via een klein wattenstaafje of een eenvoudig pincet bij elke diercontrole/bezoek. Desinfecteer de urethra met een meter of wattenstaafje, gedrenkt in een antiseptische oplossing.
    3. Als er een wonddehiscentie aanwezig is, desinfecteer deze dan plaatselijk met een gebruikelijke chirurgische antiseptische oplossing (bijv. Octanisept) en hecht de wond routinematig met bij voorkeur een 5/0 zijden hechtdraad.

2. De focale component van de experimentele lijnschaal (fESS)

  1. Bereid het testveld voor
    1. Reinig een werkbank met 70% alcohol om externe prikkels (optisch of geuren) te verwijderen en bereid het testmateriaal voor, zoals weergegeven in figuur 2a.
    2. Druk het ESS-scoreblad af dat als aanvullend bestand 2 is meegeleverd en volg de tests één voor één.
  2. Parese van de voorpoten (test 1)
    1. Til de muis op en houd hem voorzichtig vast vanaf de staartbasis.
    2. Controleer en beoordeel visueel op symmetrische voorwaartse extensie en symmetrische mobiliteit van de voorpoten terwijl de muis beweegt (Figuur 2c).
    3. Score afhankelijk van de visuele bevindingen als volgt: 0 voor normale, symmetrische extensie en beweging van de voorpoten; 1 voor "lichte asymmetrie", gedefinieerd als milde flexie en/of verminderde beweging van de contralesionale ledemaat of stijfheid van de ledematen; 2 voor "duidelijke flexie" van de contralesionale ledemaat; 3 voor hechting van de contralesionale ledemaat aan de romp; Scoor 4 voor geen beweging van lichaam of ledematen.
      OPMERKING: De test detecteert parese van de contralesionale voorpoot. Het maakt ook deel uit van BS-, LS-, mNSS- en NS-schalen. Score 1 kan een uitdaging zijn om te definiëren vanwege de ontsnappingsmanoeuvres van het dier.
  3. Parese van de achterpoten (test 2)
    1. Blijf de muis bij de staartbasis vasthouden, zoals beschreven Test 1.
    2. Controleer visueel op symmetrische extensie en beweging van de achterpoten en tenen (Figuur 2c).
    3. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor normale, symmetrische positie/extensie en beweging van achterpoten en tenen; 1 voor duidelijke asymmetrie, bij significant verminderde beweging en asymmetrische positie/extensie van de contralaterale (rechter) achterpoot (figuur 2d).
      OPMERKING: De test detecteert parese van de contralesionale achterpoot. Het maakt ook deel uit van de mNSS-schaal. Deze test kan lastig zijn om nauwkeurig te scoren.
  4. Romp symmetrie (test 3)
    1. Blijf de muis bij zijn staart vasthouden (volg 2.3) en evalueer zijn slurfbewegingen.
    2. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor normaal, geen rompflexie of symmetrische milde rompflexie/beweging naar beide kanten (als een "ontsnappingsmanoeuvre"); 1 voor gemarkeerde (>30°) hoofd-/rompflexie overwegend contralesionale (naar rechts), binnen de eerste 10 seconden na het vasthouden.
      OPMERKING: De test detecteert asymmetrie door unilaterale motorische laesies. Het maakt ook deel uit van mNSS-scores.
  5. Cirkelgedrag (test 4)
    1. Plaats de muis voorzichtig op een vlakke ondergrond en laat hem minimaal 1 minuut vrij bewegen. Observeer het bewegingspatroon.
    2. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor verkennende, levendige, lineaire beweging zonder cirkelend gedrag; 1 voor de neiging om naar één kant te draaien, maar niet in gesloten cirkels; 2 voor onregelmatige beweging in gesloten cirkels naar één kant; 3 voor constante beweging in gesloten cirkels naar één kant; 4 voor draaien, zwaaien of helemaal geen beweging.
      OPMERKING: De test detecteert sensomotorische en ruimtelijke navigatietekorten. Het is ook onderdeel van NS.
  6. Symmetrie van het lichaam (test 5)
    1. Ga verder vanaf test 4 en laat de muis vrij bewegen op het platte oppervlak. Let op de neus-tot-staart-as.
    2. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor normale houding met verhoogde romp vanaf de bank en rechte staart; 1 voor "lichte asymmetrie" als het lichaam licht naar één kant buigt en de distaal gebogen staart; 2 voor "matige asymmetrie" als het duidelijk is dat het lichaam buigt of naar de contralesionale zijde leunt met proximaal gebogen staart en/of ledematen die zich uit het lichaam strekken; 3 voor "prominente asymmetrie" als het lichaam duidelijk buigt, ligt één kant onconstant op de bank en is de staart duidelijk proximaal gebogen (meer dan score 2); 4 voor "extreme asymmetrie" als het lichaam gebogen is, ligt één kant constant op de bank en is de staart sterk gebogen.
      OPMERKING: Het detecteert sensomotorische unilaterale romp- en staarttekorten. Het maakt ook deel uit van de NS-schaal.
  7. Loopbeoordeling (test 6)
    1. Ga verder vanaf test 5 en laat de muis vrij bewegen op het platte oppervlak. Observeer nu zijn gang en controleer op motorische tekortkomingen in het lopen, zoals parese, stijfheid van de ledematen, spastische gang, ledematen.
    2. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor normaal lopen indien verkennend, symmetrisch en snel met flexibele ledematen die "verborgen" onder het lichaam bewegen; 1 voor stijve, onbuigzame en langzamere gang van een vrij bewegende muis zonder mank te lopen; 2 voor duidelijk mank lopen met asymmetrische (links-rechts) bewegingen; 3 voor beven, drijven of vallen na een zachte duw; 4 om niet spontaan te lopen (loopt niet langer dan 3 stappen wanneer gestimuleerd door een zachte duw).
      OPMERKING: Het detecteert gecombineerde looptekorten. Het is ook onderdeel van NS.
  8. Verplicht cirkelen (test 7)
    1. Houd de muis bij zijn staartbasis vast om hem van het oppervlak te tillen en laat hem alleen op zijn voorpoten lopen. Observeer zijn beweging.
    2. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor normale lineaire beweging; 1 voor de neiging om naar één kant te draaien; 2 om in gesloten cirkels naar één kant te draaien; 3 als het met onhandige bewegingen naar één kant draaien of traag geen cirkel voltooit; 4 als er geen vooruitgang is en het voorste deel van de romp op de bank ligt.
      OPMERKING: De test is een aanvulling op de cirkelgedragstest (test 4, zie 2.5). Het detecteert waarschijnlijk sensomotorische en ruimtelijke tekorten. Het maakt ook deel uit van het NS-scoresysteem.
  9. Houding tegen zijwaartse krachten (test 8)
    1. Plaats de muis op de handpalm, met de staartneusas (longitudinaal) evenwijdig aan de sagittale handpalmas.
    2. Zwaai de muis met een constante snelheid van voren naar achteren om krachten op te wekken die loodrecht op de lengteas staan.
      OPMERKING: Dit dwingt de muis om zijn rechtopstaande positie te behouden en te balanceren tegen de zijwaartse krachten tijdens de zwaai. Zijn lichaam komt normaal gesproken niet in contact met de handpalm of vingers.
    3. Observeer, visueel en voel eventuele handpalmcontacten van de linker-rechterkant van de muis terwijl deze balanceert tegen de schommel. Controleer op een asymmetrische val, aanraking van de handpalm of indicatie van zijdelingse zwakte.
    4. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 als de muis in een normale rechtopstaande positie staat met zijn rug evenwijdig aan de handpalm en tegen de zwaai kan balanceren zonder de handpalm zwaar aan te raken; 1 als de muis zijn lichaam tijdens de zwaai plat maakt om stabiliteit te krijgen; 2 als een deel van de muis tijdens het zwaaien op de handpalm ligt of kort raakt; 3 als de muis op één kant ligt en nauwelijks in staat is om rechtop te komen; 4 Als de muis in buikligging ligt, kan hij de rechtopstaande positie niet herstellen.
      OPMERKING: De test detecteert houdingsstoornissen tegen laterale versnelling, maar de score kan subjectief zijn. Het maakt ook deel uit van mNSS, NS.
  10. Gerichte plaatsing van de voorpoten (test 9)
    1. Houd de muis vast vanaf de achterkant of vanaf de staartbasis. Richt het loodrecht op de straal, die functioneert als een "te bereiken doel". Let op symmetrisch "uitreiken" en grijpen.
    2. Zodra hij de balk stevig vastpakt, trek je hem voorzichtig weg en observeer je of de voorpoten symmetrisch "loskomen".
    3. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor symmetrisch "uitreiken", grijpen en "loslaten"; 1 voor elke asymmetrie in "uitreiken" en/of "loslaten", wat wijst op zwakte van de contralesionale voorpoten.
  11. Sensomotorische uitval van de voorpoten (test 10)
    1. Houd de muis stevig bij zijn rug vast en kijk hem ventraal (zie video of afbeelding 1e).
    2. Stimuleer de voorpoten achtereenvolgens met een fijne punt (bijv. houten tandenstoker) vanuit een blinde hoek. Observeer de reactie van de voorpoot.
    3. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor normale, snelle grijpbeweging aan beide zijden; 1 voor afwezig of duidelijk vertraagd contralaesioneel grijpen.
      OPMERKING: Zowel 2.10 als 2.11 testen op fijne sensomotorische gebreken van de voorledematen. Ze maken ook deel uit van mNSS.
  12. Straal lopen (Test 11)
    1. Plaats een houten balk van 1 m lengte (Tabel met materialen) om twee verhoogde oppervlakken (bijv. banken, tafels) op een hoogte van 1-1,5 m boven de grond te verbinden. Stabiliseer de randen van de balk om trillingen of instabiliteit te voorkomen.
    2. Plaats de muis op het midden van de straal met de neus-staartas evenwijdig aan de straal (Figuur 2e). Zorg voor evenwicht of vrije loop op de balk. Observeer zijn evenwicht of parese van ledematen en valt eraf.
      OPMERKING: De muis moet evenwicht krijgen op de straal voordat deze wordt gescoord. Houd een dikke handschoen onder het dier (op een afstand van ongeveer 15-20 cm) om het te beschermen als het eraf valt.
    3. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 als de muis balanceert en met een vaste houding naar één kant van de balk loopt; 1 als het de zijkant van de balk vastgrijpt en er niet op loopt; 2 als een ledemaat van de balk valt; 3 als twee ledematen van de balk vallen; 4 als de muis probeert te balanceren op de straal maar eraf valt (na 40 seconden); 5 als het eraf valt tussen 20-40 seconden; Scoor 6 als het valt zonder poging om te balanceren of aan de balk te hangen (<20s).
      OPMERKING: De test detecteert gecombineerde motorische tekorten van voorpoten, achterpoten en romp. Het maakt ook deel uit van de mNSS-schaal.
  13. Het gevoel van de snorharen (test 12)
    1. Plaats de muis op een open werkblad (zoals in test 4 en 5). Trek wat tijd uit voor accommodatie.
    2. Stimuleer achtereenvolgens de linker- en rechtersnorharen met een dun wattenstaafje met lange punt, vanuit een "blinde hoek". Observeer voor een snelle draaireactie van het hoofd in de richting van de stimulatie.
    3. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 voor normale, snelle hoofddraai bij stimulatie, bilateraal; 1 voor een langzamere contralesionale respons bij stimulatie; 2 voor afwezige contralesionale respons (geen beurt); 3 voor afwezige contralesionale en langzamere ipsilesionale respons; 4 voor bilaterale afwezige respons.
      OPMERKING: Vermijd visuele detectie van het katoen, omdat dit ten onrechte een ipsilaterale draaiing van het hoofd zou veroorzaken. De test is technisch gezien alleen correct als de muis "verrast" is door de stimulatie van de snorharen. De test maakt ook deel uit van NS en detecteert sensomotorische tekorten van snorharen (barrel cortex).
  14. Klimmen (proef 13)
    1. Gebruik een met rubber beklede, 45° schuine, hellende ondergrond (Figuur 2a) en plaats de muis in het midden. Observeer de inspanning van de muis om te klimmen.
    2. Score afhankelijk van de bevindingen als volgt: 0 (normaal) als de muis snel en moeiteloos naar de bovenkant van het oppervlak klimt; 1 als het met spanning klimt, met zwakte van de ledematen; 2 als hij zich aan de helling vasthoudt zonder uit te glijden of te klimmen; 3 als het van de helling glijdt ondanks inspanningen om vallen te voorkomen; 4 als het zonder moeite glijdt om vallen te voorkomen.
      OPMERKING: De test maakt ook deel uit van NS en detecteert de algemene motorkracht.
  15. Bereken de score van fESS door alle scores van tests 1 tot en met 13 bij elkaar op te tellen
    OPMERKING: fESS-score van 0 geeft een normale muis aan, de maximale score is 42. Grote infarcten met striatale en corticale laesies induceren meestal scores >7-9. Onderzoek en scoor verschillende normale muizen voordat u begint met het evalueren van aaiingen, om tegemoet te komen aan variaties van normaal gedrag en om vals-positieve fESS-scores te verminderen. Gebruik het meegeleverde videoprotocol constant voor standaardisatie van de score gedurende het hele experiment.

3. Algemene component van ESS (gESS)

OPMERKING: Beoordeel de gESS om tekenen van "algemene muizenziekte" te detecteren, bijv. ontsteking of infectie, die meestal aanwezig zijn tijdens de eerste 1-2 weken na fMCAo. Gebruik het scoreformulier in aanvullend bestand 2. Beoordeel gESS bij voorkeur na het voltooien van de fESS.

  1. Plaats de muis op een vlakke ondergrond (bank) en laat deze vrij bewegen zoals in 2.5. Beoordeel achtereenvolgens de volgende scores.
  2. Observeer zijn vacht. Score volgens gESS-scoreblad (scores 0-2, zie aanvullend bestand 2).
  3. Controleer de schrikreactie van de muis: verras de muis met een plotseling geklap vanuit een blinde hoek, wanneer deze ontspannen is. Controleer en scoor de reactie van muizenoren volgens het gESS-scoreblad (scores 0-2, zie aanvullend bestand 2).
  4. Beoordeel visueel de ogen van de ontspannen muis: controleer op open/gesloten ogen of slijm aanwezig. Score volgens gESS-scoreblad (scores 0-4, zie aanvullend dossier 2).
  5. Observeer de algemene spontane activiteit en alertheid van de muis. Score volgens gESS-scoreblad (scores 0-4, zie aanvullend dossier 2).
  6. Observeer het algemene spontane gedrag van de muis op elke aanwezigheid van angst, hyperexcitabiliteit, agressie of draaien langs zijn as tijdens elke hantering. Score volgens gESS-scoreblad (scores 0-4, zie aanvullend dossier 2).
  7. Bereken de score van gESS door de scores van alle bovenstaande stappen bij elkaar op te tellen (observationele score, stappen 3.2. tot 3.6).
    OPMERKING: De gESS-score detecteert niet de focale tekorten veroorzaakt door beroerte-laesies en wordt ook niet beïnvloed door mSU, zoals eerder aangetoond 13. Alle testen zijn aangepast van de NS schaal 9,15.

4. Kwantificering van tekorten aan de voorpoten met de cilindertest

NOTITIE: Cilindertest is eerder in detail beschreven 9,15,27 en zal hier niet in detail worden beschreven. De cilindertest is een onafhankelijke gedragstest die onbevooroordeeld tekorten van de voorpoten kwantificeert (zie 4.2).

  1. Voer de test uit volgens de instructies die hier worden gegeven15. Leg video's vast en analyseer ze zoals in 15. Meet het eerste contact van de rechter- en linker ledematen met de wanden. Figuur 3a,b toont afbeeldingen van de opstelling.
  2. Bereken de lateralisatie van het gebruik van ledematen als gevolg van contralesionale (rechtse) parese als een percentage van %. Gebruik de formule: % voorkeur voor linker stappen = [(links - rechts) eerste contacten / (rechts + links) contacten] x 100.
    OPMERKING: Voer voor elke muis een basislijncilindertest uit voordat u een beroerte induceert. Voer tests uit op tijdstippen volgens elk experimenteel plan.

5. Kwantificering van voor- en achterpoottekorten met de laddersporttest

OPMERKING: Bouw het apparaat voor muizen van plexiglas (weergegeven in figuur 3c): een 1 m lange gang met 20 cm hoge wanden, plastic sporten (3 mm diameter) die op regelmatige afstanden van 15 mm zijn geplaatst (figuur 3c1) en een "toevluchtsoord" aan het distale uiteinde. Plaats strooisel voor dieren in de schuilbox voor vertrouwdheid en als beloning wat voedselkorrels of pindakaas. De breedte van de gang moet 10 cm zijn en moet ongeveer 30 cm vanaf de grond worden opgetild.

  1. Train de muizen op het apparaat 1-3 dagen voor de basislijn van het experiment. Voer de training uit zoals in de stappen 5.1.1 tot en met 5.1.4.
    OPMERKING: Training is noodzakelijk om dieren tegemoet te komen aan een stabiele, normale wandeling door de sportgang, zonder stops, bochten of verkennend gedrag. Voer een training uit gedurende 2 opeenvolgende dagen (2 sessies). Elke training bestaat uit 3 runs (run = een enkele wandeling door de hele gang richting de refuge box). Het verzamelen van basisgegevens is noodzakelijk voor follow-up.
    1. Reinig de sporten en muren voor elke run met 70% alcohol, om geurtjes en "verkennende" afleidingen/stops van de muis te voorkomen.
    2. Plaats de muis aan het begin van de gang met laddersport, met het gezicht naar de schuilplaats, om te beginnen met rennen. Laat de muis vrij rondlopen naar de schuilplaats aan het einde van de gang. Dwing het dier niet om te lopen.
      OPMERKING: Runs tijdens de training zijn normaal gesproken zeer variabel in termen van duur en looppatroon. Het doel van de training is een stabiele wandeling naar de schuilplaats, meestal binnen <10 s, zonder stops/bochten, die meestal aan het einde van de tweede trainingsdag wordt bereikt. Behandel het dier altijd voorzichtig om stressinductie te voorkomen, wat een goede training zal afleiden. Verwijder dieren uit de gang en doe de ren opnieuw als ze in de gang blijven en verken de omgeving gedurende >1 minuut, om gewenning te voorkomen.
    3. Voer de 1etrainingsrun uit. Laat het dier na de 1erun 5 minuten rusten in de refugebox.
      OPMERKING: Deze verlengde rusttijd stelt de muis in staat om vertrouwd te raken met de toevluchtsoord en deze te zien als een "rust/belonend" doel om te bereiken. Het bereiken van een "lonende perceptie" van de refuge box is cruciaal voor succesvolle runs.
    4. Haal de muis uit de schuilplaats en voer de tweede en derde trainingsruns uit zoals in 5.1.2. Sta aan het einde van deze runs een kortere rusttijd toe in de refugebox (30-60 s), om gewenning te voorkomen.
      OPMERKING: De training is voltooid op dag 2. Op dag 2 leren bijna alle dieren in een gestaag tempo door de gang te lopen. Overweeg om dieren uit te sluiten van verdere experimenten als ze niet leren.
  2. Voer het experiment uit op getrainde muizen. Test muizen gedurende 2 runs elke keer tijdens alle tijdstippen van het experiment en de basislijn.
    1. Voer de uitvoeringen uit zoals beschreven in de stappen 5.1.1 en 5.1.2. Houd rekening met maximaal 5 minuten rusttijd tussen de 2 runs in de refugebox.
    2. Gebruik een smartphone (of een gelijkwaardige camera) en een "selfiestick" om video's (gegevens) van de dieren vast te leggen in een lichte ventrale en "blinde" hoek vanaf enige afstand (zoals weergegeven in figuur 3c2). Zorg ervoor dat je de ledematen vastlegt terwijl het dier door de gang loopt. Leid de muis niet visueel af tijdens het rennen en volg zijn ledematen tijdens het rennen (Figuur 3c2).
    3. Registreer beide runs, maar gebruik en analyseer de gegevens van de tweede run.
    4. Meet het aantal foutstappen (valpartijen) tussen de sporten voor elke ledemaat (links/rechts, voor-/achterpoot) (Figuur 3c3), door de video te bekijken met behulp van mediaspelersoftware met slow-motionopties. Bereken het absolute of % verschil tussen de foutstappen van de rechter- en linkerledemaat, afzonderlijk voor de voor- en achterpoten.
      OPMERKING: De tweede run geeft betrouwbaardere resultaten. Een gezonde muis heeft meestal 0-1 willekeurige foutstappen per ledemaat (rechts of links) tijdens zijn tweede run, wat normaal gesproken een verschilbereik van 0 ±1 geeft. Een geaaide muis zal foutstappen maken met zijn rechter (contralesionale) paretische ledemaat (voor- of achterpoot), wat resulteert in een positieve "rechtse" lateralisatie. Een ernstig geaaid dier kan de eerste 7-10 dagen na een beroerte langzamer zijn of de run niet voltooien, maar het zal daarna de juiste runs bereiken en ernstige tekorten vertonen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De mSU, zoals hierboven beschreven, begint na de fMCAo-operatie. Onze representatieve resultaten in de twee onafhankelijke muizencohorten van fMCAo-beroerte en schijnvertoning (Figuur 4a) bevestigen de eerder bewezen waarde van mSU, met name tijdens de kritieke periode tussen dag 3 en 1013. In onze cohorten trad sterfte op voor 3/15 dieren van cohort 1 (beroerte, 6 maanden follow-up), 2/10 van cohort 2 (beroerte, 14 dagen follow-up) e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol is een uitgebreide gids voor het mSU-ondersteuningsprotocol, ontworpen om artefactische sterfte tussen dag 3-10 te verminderen bij muizen die worden onderworpen aan grote territoriale beroertes door het fMCAo-model13. Bovendien bevat het huidige protocol een gestandaardiseerde videogids voor de focale component van de ESS-schaal (fESS) om de uitgebreide subjectiviteit en vertekening van neurologische focale scores bij muizen na een beroerte te...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Geen openbaarmakingen te melden.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We willen Nikolaos Plakopitis en Ioannis Tatsidis bedanken voor de waardevolle chirurgische ondersteuning tijdens delen van het onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Tools voor mSU
5% Dextrose oplossing VIOSER S.Ana (niet van toepassing)Elke generieke
Contactloze digitale thermometerAVRONYTC20095Elke generieke
Digitale weegschaalKERN & Sohn GmbhFCB6K1Elke generieke
VoerkorrelsMucedola srlnaElke generieke, gebruik het normale voer van uw dierenfaciliteit
VerwarmingsplaatPhotaxnaPhotax schotelverwarmer 2
Vloeibaar antisepticumSchülke & Mayr GmbHnaOctenisept®
Normale voedingsblendernaVoor het verpulveren van korrels. Elke generieke
Normale zoutoplossingDEMO S.A.naNatriumchloride-injectie 0,9%
Pinsetter en wattenstaafjesnaElke generieke
SuikernaElke generieke
Spuiten (1ml) met 27-gauge naaldnaElke generieke. Voor voeradministratie (zonder naald) en voor subcutane vloeistofadministratie (met naald)
Tools voor ESS
45° schuine oppervlakte bouw hetnaGemaakt van plexiglas of ander materiaal, met rubberen oppervlak, voor klimtests
katoenen staaf Elke generiekenaCommerciële oordopjes, maak het katoenen uiteinde lang en verdund
Scherpe houten stokElke generiekenabijv. tandenstokers
Lange balk bouw hetnaAfmetingen: 1 x 1 x1cm, ongeveer 100cm lang, houten. Plaats tussen twee tafelranden voor balkwandeltest
Dikke handschoen Elke generiekenaom dierdtrauma te voorkomen bij het vallen van de balk

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. Stroke. Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).
  2. Lourbopoulos, A., et al. Translational block in stroke: A constructive and "out-of-the-box" reappraisal. Front Neurosci. 15, 652403(2021).
  3. Cai, R., et al. Panoptic imaging of transparent mice reveals whole-body neuronal projections and skull-meninges connections. Nat Neurosci. 22 (2), 317-327 (2019).
  4. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  5. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurol Res. 19 (6), 641-648 (1997).
  6. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  7. Powers, W. J., et al. Guidelines for the early management of patients with acute ischemic stroke: 2019 update to the 2018 guidelines for the early management of acute ischemic stroke: A guideline for healthcare professionals from the american heart association/american stroke association. Stroke. 50 (12), e344-e418 (2019).
  8. Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. Functional assessments in the rodent stroke model. Exp Transl Stroke Med. 2 (1), 13(2010).
  9. Ruan, J., Yao, Y. Behavioral tests in rodent models of stroke. Brain Hemorrhages. 1 (4), 171-184 (2020).
  10. Bederson, J. B., et al. Rat middle cerebral artery occlusion: Evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).
  11. Bieber, M., et al. Validity and reliability of neurological scores in mice exposed to middle cerebral artery occlusion. Stroke. 50 (10), 2875-2882 (2019).
  12. Lourbopoulos, A., Karacostas, D., Artemis, N., Milonas, I., Grigoriadis, N. Effectiveness of a new modified intraluminal suture for temporary middle cerebral artery occlusion in rats of various weight. J Neurosci Methods. 173 (2), 225-234 (2008).
  13. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  14. De Simoni, M. G., et al. Neuroprotection by complement (c1) inhibitor in mouse transient brain ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 23 (2), 232-239 (2003).
  15. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: Permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729(2014).
  16. Dzirkale, Z., et al. Long-term behavioural alterations in mice following transient cerebral ischemia. Behav Brain Res. 452, 114589(2023).
  17. Kolabas, Z. I., et al. Distinct molecular profiles of skull bone marrow in health and neurological disorders. Cell. 186 (17), 3706-3725.e29 (2023).
  18. Kestner, R. I., et al. Gene expression dynamics at the neurovascular unit during early regeneration after cerebral ischemia/reperfusion injury in mice. Front Neurosci. 14, 280(2020).
  19. Pinto, R., et al. Bridging the transient intraluminal stroke preclinical model to clinical practice: From improved surgical procedures to a workflow of functional tests. Front Neurol. 13, 846735(2022).
  20. Damigos, G., et al. Machine learning based analysis of stroke lesions on mouse tissue sections. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (8), 1463-1477 (2022).
  21. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. J Vis Exp. (47), (2011).
  22. Bowman, T. A., et al. Acyl coa synthetase 5 (acsl5) ablation in mice increases energy expenditure and insulin sensitivity and delays fat absorption. Mol Metab. 5 (3), 210-220 (2016).
  23. John, L. M., et al. Housing-temperature reveals energy intake counter-balances energy expenditure in normal-weight, but not diet-induced obese, male mice. Commun Biol. 5 (1), 946(2022).
  24. Tashiro, M., Hosokawa, Y., Amao, H., Tohei, A. Duration of thermal support for preventing hypothermia induced by anesthesia with medetomidine-midazolam-butorphanol in mice. J Vet Med Sci. 82 (12), 1757-1762 (2020).
  25. Taylor, D. K. Study of two devices used to maintain normothermia in rats and mice during general anesthesia. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (5), 37-41 (2007).
  26. Bendele, A. M. Urinary system. Jones, T. C., Hard, G. C., Mohr, U. , Springer Berlin Heidelberg. Berlin, Heidelberg. 456-462 (1998).
  27. Schallert, T., Fleming, S. M., Leasure, J. L., Tillerson, J. L., Bland, S. T. Cns plasticity and assessment of forelimb sensorimotor outcome in unilateral rat models of stroke, cortical ablation, parkinsonism and spinal cord injury. Neuropharmacology. 39 (5), 777-787 (2000).
  28. Mathis, A., et al. Deeplabcut: Markerless pose estimation of user-defined body parts with deep learning. Nat Neurosci. 21 (9), 1281-1289 (2018).
  29. Fonarow, G. C., et al. Relationship of national institutes of health stroke scale to 30-day mortality in medicare beneficiaries with acute ischemic stroke. J Am Heart Assoc. 1 (1), 42-50 (2012).
  30. Allen reference atlas - adult mouse brain coronal. Available from atlas.Brain-map.Org. , Allen Institute for Brain Science. (2011).
  31. Groger, M., et al. Release of bradykinin and expression of kinin b2 receptors in the brain: Role for cell death and brain edema formation after focal cerebral ischemia in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 25 (8), 978-989 (2005).
  32. Kolbinger, A., et al. Behind the wall-compartment-specific neovascularisation during post-stroke recovery in mice. Cells. 11 (10), (2022).
  33. Merino-Serrais, P., et al. Microanatomical study of pyramidal neurons in the contralesional somatosensory cortex after experimental ischemic stroke. Cereb Cortex. 33 (4), 1074-1089 (2023).
  34. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: A scoring system and its practical application. J Vis Exp. (28), (2009).
  35. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: A new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. J Neurosci Methods. 115 (2), 169-179 (2002).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Occlusie van de middelste hersenslagaderexperimentele beroerteschaalladder rangtestcilindertestbeoordeling van de motorische functierisicostratificatiescorefocale beroerte deficitstranslationeel beroertemodel

Gerelateerde artikelen