Methodenartikel

Een muizenmodel van door drukoverbelasting geïnduceerde rechterventrikelhypertrofie en falen door pulmonale rompbanden

DOI:

10.3791/66851

⸱

14 juni 2024

 ,  ,  , 
1Department of Clinical Medicine, Aarhus University, 2Department of Cardiology, Aarhus University Hospital

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We beschrijven een muizenmodel van overbelasting van de rechterventrikeldruk geïnduceerd door pulmonale rompbanden. Gedetailleerde protocollen voor intubatie, chirurgie en fenotypering door middel van echocardiografie zijn opgenomen in de paper. Op maat gemaakte instrumenten worden gebruikt voor intubatie en chirurgie, waardoor het model snel en goedkoop kan worden gereproduceerd.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rechterventrikelfalen (RV) veroorzaakt door drukoverbelasting is sterk geassocieerd met morbiditeit en mortaliteit bij een aantal hart- en vaatziekten en longziekten. De pathogenese van RV-falen is complex en wordt nog onvoldoende begrepen. Om nieuwe therapeutische strategieën voor de behandeling van RV-falen te identificeren, zijn robuuste en reproduceerbare diermodellen essentieel. Modellen van pulmonale rompbanding (PTB) hebben aan populariteit gewonnen, omdat de RV-functie onafhankelijk van veranderingen in het pulmonale vaatstelsel kan worden beoordeeld.

In dit artikel presenteren we een muizenmodel van RV-drukoverbelasting veroorzaakt door PTB bij muizen van 5 weken oud. Het model kan worden gebruikt om verschillende gradaties van RV-pathologie te induceren, variërend van milde RV-hypertrofie tot gedecompenseerd RV-falen. Gedetailleerde protocollen voor intubatie, PTB-chirurgie en fenotypering door middel van echocardiografie zijn opgenomen in het artikel. Bovendien worden instructies gegeven voor het aanpassen van instrumenten voor intubatie en PTB-chirurgie, waardoor een snelle en goedkope reproductie van het PTB-model mogelijk is.

Titanium ligatieclips werden gebruikt om de longstam te vernauwen, wat zorgt voor een zeer reproduceerbare en operatoronafhankelijke mate van longstamvernauwing. De ernst van PTB werd beoordeeld door gebruik te maken van verschillende binnenste ligerende clipdiameters (mild: 450 μm en ernstig: 250 μm). Dit resulteerde in RV-pathologie variërend van hypertrofie met behoud van RV-functie tot gedecompenseerd RV-falen met verminderd hartminuutvolume en extracardiale manifestaties. De RV-functie werd beoordeeld door middel van echocardiografie 1 week en 3 weken na de operatie. Voorbeelden van echocardiografische beelden en resultaten worden hier gepresenteerd. Verder worden de resultaten van de rechterhartkatheterisatie en histologische analyses van hartweefsel getoond.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rechterventrikelfalen (RV) is een klinisch syndroom met symptomen van hartfalen en tekenen van systemische congestie als gevolg van RV-disfunctie1. RV-disfunctie wordt sterk geassocieerd met morbiditeit en mortaliteit bij een aantal cardiovasculaire en longziekten2. De etiologie van RV-disfunctie is complex en de onderliggende signaalroutes en regulatie blijven onvoldoende opgehelderd.

Observaties van de huidige therapieën tonen aan dat een verbeterde RV-functie nauw correleert met vermindering van de afterload, wat suggereert dat pulmonale vasculatuur het primaire behandelingsdoel3 is. Dit geeft aan dat de huidige therapieën slechts een minimaal direct effect hebben op de RV-functie, die zelfs na verbetering van de pulmonale vasculaire weerstand kan verslechteren3. Verder onderzoek naar het verbeteren van de RV-functie, onafhankelijk van de vermindering van de nabelasting, is dus hard nodig.

Robuuste en reproduceerbare diermodellen zijn essentieel in de zoektocht naar nieuwe therapeutische middelen. In de meeste modellen van chronisch RV-falen is de onderliggende oorzaak pulmonale hypertensie geïnduceerd door structurele verandering van het pulmonale vaatstelsel 4,5,6. Goed gekarakteriseerde modellen zijn onder meer het chronische hypoxiemodel 7,8, het Sugen-hypoxiemodel 9,10,11 en het monocrotaline-model 12,13. Omdat het RV-falen in deze modellen secundair is aan pulmonale hypertensie, is het onmogelijk om de effecten van interventies op het pulmonale vaatstelsel te onderscheiden van de directe effecten op de RV6.

Om de RV onafhankelijk van het pulmonale vaatstelsel te bestuderen, heeft het PTB-model (pulmonary trunk banding) aan populariteit gewonnen en is het beschreven bij verschillende diersoorten, waaronder muizen, ratten, konijnen, honden, schapen en varkens 6,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23, 24,25,26,27. In PTB-modellen wordt chirurgisch vernauwing van de longstam bereikt, waardoor de RV-druk toeneemt6. Er bestaan verschillende benaderingen voor de toepassing van PTB, waaronder vernauwing van het vat met een ligatuur of met een metalen ligatieclip18,28. Bij modellen die ligaturen gebruiken, wordt de longstam aan een naald vastgemaakt en wordt de naald ingetrokken, waardoor de ligatuur op zijn plaats blijft. Dit resulteert in een vernauwing van het bloedvat die afhankelijk is van de naalddikte en de spanning van de knoop18,29. In modellen die gebruik maken van metalen afbindende clips, kan de mate van vernauwing van de longstam beter reproduceerbaar zijn. Aangepaste ligating clip-appliers worden gebruikt om de ligating-clips te sluiten tot een vooraf gedefinieerde en constante diameter. Dit maakt de methode operator-onafhankelijk en vermindert PTB-gerelateerde variabiliteit in het ziektefenotype 15,27,28.

Van PTB-modellen bij muizen is aangetoond dat ze RV-hypertrofie en -falen induceren18,28. Een grote uitdaging bij het gebruik van het PTB-model is het kiezen van de juiste PTB-diameter om de gewenste mate van RV-pathologie te bereiken. Dit is vooral een uitdaging bij het modelleren van gedecompenseerd RV-falen. Hiervoor moet de vernauwing strak genoeg zijn om chronisch RV-falen te induceren zonder dat dit leidt tot acuut RV-falen en overlijden kort na de operatie6. Een manier om deze uitdaging op te lossen is het gebruik van gespeende dieren of jonge dieren 6,15. Een PTB-model is met succes gebruikt om verschillende stadia van RV-falen te bestuderen met behulp van Wistar rattengespeende15,30. Om dit te bereiken, ondergingen jonge ratten met resterend groeipotentieel een PTB-operatie met de toepassing van titanium ligatieclips. Toen de ratten groeiden, werd de longstenose geleidelijk ernstiger en resulteerde in RV-hypertrofie of chronisch RV-falen, afhankelijk van de ernst van PTB15,30. Geïnspireerd door dit model, veronderstelden we dat verschillende stadia van RV-pathologie zouden kunnen worden geproduceerd in een PTB-model voor muizen met behulp van juveniele muizen. Het bestuderen van een breed spectrum van RV-pathologie, van milde tot ernstige ziekte, kan helpen ons begrip van ziekteprogressie en de overgang van RV-hypertrofie naar RV-falen te verhelderen.

Hier presenteren we een muizenmodel van RV-drukoverbelasting geïnduceerd door PTB bij juveniele muizen. Met dit model kunnen verschillende gradaties van RV-pathologie worden geproduceerd, variërend van RV-hypertrofie tot gedecompenseerd RV-falen. Deze studie omvat gedetailleerde protocollen voor intubatie, PTB-chirurgie en fenotypering door middel van echocardiografie.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het onderzoek is goedgekeurd door de Deense Inspectie Dierproeven (autorisatienummer: 2021-15-0201-00928) en is uitgevoerd in overeenstemming met de nationale proefdierwetgeving. In deze studie werden mannelijke C57BL/6N-muizen van 5 weken oud gebruikt.

1. Aanpassing van instrumenten voor intubatie en chirurgie (figuur 1)

OPMERKING: In dit gedeelte worden de belangrijkste stappen beschreven bij de voorbereiding van op maat gemaakte instrumenten voor intubatie en PTB-chirurgie van goedkope en gemakkelijk verkrijgbare materialen.

  1. Bereid de endotracheale tube voor (Figuur 1A).
    Gewone intraveneuze (IV) katheters kunnen worden gebruikt voor intubatie en beademing van muizen.
    1. Kies de juiste maat intravasculaire katheter die overeenkomt met de grootte van de muizen. Een katheter van 22 G wordt aanbevolen voor muizen van 5 weken oud (17-20 g) en een katheter van 23 G voor grotere muizen (>20 g).
    2. Trek de naald eruit en maak het vergrendelingsmechanisme los. Steek de naald terug in de katheter en snijd de punt van de naald in een hoek van 45°, ongeveer 2 mm vanaf de punt van de katheter.
    3. Gebruik schuurpapier om de punt bot te maken om letsel aan de stembanden van de muizen te voorkomen.
    4. Snijd een vleugel van de katheter af voor een beter zicht tijdens intubatie.
  2. Bereid de thoracale retractor voor (Figuur 1B).
    1. Gebruik een naaldhouder om een stuk flexibele metaaldraad van ongeveer 10 cm in het midden in een hoek van 30° te buigen.
    2. Gebruik de naaldhouder om aan beide uiteinden van de draad voorzichtig atraumatische haken van 5 mm breed te maken.
  3. Bereid de intubatiestandaard voor (Figuur 1C).
    OPMERKING: Het gebruik van een intubatiestandaard maakt continue toediening van anesthesie via een neussonde tijdens intubatie mogelijk. Dit maakt gecontroleerde en veilige intubatie onder visuele begeleiding mogelijk, waardoor het risico op letsel aan de stembanden en luchtpijp wordt verminderd, evenals het risico op verkeerde plaatsing van de buis in de slokdarm. Elk metalen of kunststof frame kan worden gebruikt als frame voor de intubatiestandaard. In dit onderzoek is gebruik gemaakt van een licht gebogen keukenrolhouder.
    1. Knip een stuk rubberen slang van 3 cm af dat op de snuit van een muis past en sluit het aan op een infuuskatheterklep. Inhalatie-anesthesie kan voorafgaand aan de intubatie via het ventiel worden aangesloten.
    2. Maak een lus met een 1-0 gevlochten hechtdraad op ongeveer 5 mm van de opening van de buis. Dit wordt gebruikt om de snuit van de muizen in de buis vast te zetten.
    3. Snijd een gat aan de bovenkant van een flexibele plastic plaat en plaats de buis in het gat. Het vel wordt gebruikt om de muis te ondersteunen in de intubatiestandaard.
    4. Gebruik tape om de afzonderlijke onderdelen bij elkaar te houden, zoals weergegeven in afbeelding 1C.
  4. Bereid de geleidecanule voor (Figuur 1D, E).
    1. Trek een 6-0 monofilament hechtdraad door een stompe 27G canule en leg een knoop op de hechtdraad. Gebruik deze knoop later om de hechting vast te pakken tijdens een PTB-operatie.
    2. Gebruik een naaldhouder om de punt van de canule in een hoek van 80° te buigen.
  5. Bereid de ligatieclipapplier voor.
    OPMERKING: Een ligating clip-applier met schuine kaken is gemodificeerd met een verstelbaar stopmechanisme (Figuur 1F), dat de compressie van de ligatieclip stopt wanneer de kaken zich op een nauwkeurig vooraf bepaalde afstand van elkaar bevinden. De aangepaste ligating clip-applier wordt gebruikt voor het aanbrengen van titanium ligatieclips op de longstam.
    1. Bevestig een op maat gesneden stuk messing met twee schroeven aan de handvatten van de ligating clip-applier. Monteer een verstelbare schroef in het midden (Figuur 1F, witte pijl) die de exacte afstand bepaalt tussen de samengedrukte handgrepen van de ligerende clipapplier, die overeenkomt met een precieze afstand tussen de kaken.

figure-protocol-1
Figuur 1: Instrumenten voor intubatie en PTB-chirurgie. (A) Endotracheale tube gemaakt van een infuuskatheter. (B) Thoracale retractor. (C) Intubatiestandaard en muis geplaatst in intubatiestandaard onder narcose op een neussonde. (D) Chirurgische instrumenten en aangepaste ligerende clipapplier die worden gebruikt voor PTB-chirurgie. (E) Geleidingscanule. (F) Op maat gemaakt instelbaar aanslagmechanisme. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Afstelling van de ligating clip-applier

  1. Kies de interne diameter van de ligatieclip op basis van de gewenste ernst van RV-falen. Gebruik voor mannelijke C57BL/6N-muizen van 5 weken oud (17-20 g) een clipdiameter van 250 μm voor ernstige en 450 μm voor milde RV-drukoverbelasting. Gebruik tussenliggende clipdiameters om matige drukoverbelasting te induceren.
  2. Gebruik metaaldraad of naalden om de ligating clip-applier aan te passen. Zorg ervoor dat de diameter van de draad overeenkomt met de gewenste clipdiameter.
  3. Laad de clipapplier met een ligatieclip en plaats de afsteldraad in het midden van de ligatieclip. Terwijl u de clipapplier samendrukt, draait u de schroef totdat de kaken van de clip strak om de draad passen. Zorg ervoor dat de clip op zijn plaats blijft op de afsteldraad zodra de clipapplier is losgelaten.
  4. Terwijl de clipapplier is afgesteld, plaatst u een andere ligerende clip op de afsteldraad om de ingestelde diameter te valideren.

3. Voorbereidingen voor de operatie

  1. Induceer anesthesie in een inductiekamer met 7% sevofluraan in 0,6 l/min 100% zuurstof. Bevestig voldoende anesthesie door teenknijp voorafgaand aan intubatie.
    OPMERKING: Isofluraan kan ook worden gebruikt. Houd er rekening mee dat er verschillende concentraties moeten worden gebruikt.
  2. Intubeer de muis met een 22G IV-katheter. Voer intubatie uit onder visuele begeleiding, met behulp van een chirurgische microscoop en een intubatiestandaard, zodat de stembanden goed kunnen worden uitgelijnd voor visualisatie van de stembanden en continue toediening van inhalatie-anesthetica op een neusbuis (Figuur 1C).
  3. Ventileer de muis met 175 slagen/min en een ademvolume van 300 μL/slag.
    OPMERKING: Ademvolumes van 8-10 μL/g worden ook aanbevolen, en het ideale ademvolume is afhankelijk van mogelijke lekkage en dode ruimte in het ventilatiesysteem.
  4. Leg de geïntubeerde muis op een afgedekt verwarmingskussen (37 °C) en breng vochtinbrengende zalf aan op de ogen van de muis.
  5. Handhaaf de anesthesie (3,5% sevofluraan in 0,6 l/min 100% zuurstof) en dien 0,1 mg/kg buprenorfine en 5 mg/kg carprofen subcutaan toe voor perioperatieve analgesie. Verwijder al het haar van de borst met ontharingscrème en desinfecteer de huid met desinfecterende doekjes.

4. PTB-operatie

  1. Maak een incisie van 10 mm in de huid boven de tweede intercostale ruimte vanaf de sternale hoek tot de linker voorste oksellijn. Splits de grote en kleine borstspieren door stompe dissectie.
  2. Snijd de tussenribspieren in de tweede tussenribruimte door en ontleed botweg de thymus om het hart, de longstam en de aorta bloot te leggen. Plaats een thoracale retractor in de intercostale ruimte om het operatieveld toegankelijk te houden.
    OPMERKING: Grote voorzichtigheid is geboden bij het doorsnijden van de tussenribspieren, aangezien de linker interne borstslagader slechts 1-2 mm lateraal van het borstbeen loopt. Letsel aan deze slagader kan leiden tot aanzienlijk bloedverlies.
  3. Scheid de longstam van de opgaande aorta door het bindweefsel tussen de bloedvaten botweg te verwijderen met behulp van een microscopisch kleine pincet. Verbeter de blootstelling van de longromp verder door het onderlichaam van de muis te draaien (linkerbeen over rechterbeen).
  4. Leid de geleidingscanule door de transversale pericardiale sinus posterieur van de longstam. Gebruik een pincet om de knoop op de punt van de geleidingscanule vast te pakken en trek de hechting door de geleidecanule. Verwijder voorzichtig de geleidecanule terwijl de hechtdraad op zijn plaats blijft rond de longstam.
  5. Laad de ligatieclipapplier en gebruik de hechtdraad om de longstam in de kaken van de ligatieclip te leiden en de clip samen te drukken. Laat de hechting onmiddellijk na het plaatsen van de clip los en observeer de vulling van de longstam.
    OPMERKING: Bradycardie kan worden waargenomen in de eerste paar seconden na het aanbrengen van de ligatieclip.
  6. Plaats een 6-0 monofilament resorbeerbare hechtdraad rond de tweede en derde costae en sluit de intercostale ruimte. Evacueer zoveel mogelijk lucht uit de borstholte door lichte druk uit te oefenen op de borst terwijl u de hechting aanspant.
  7. Hecht ten slotte de huid met een 6-0 monofilament resorbeerbare hechtdraad.
  8. Voer dezelfde procedure uit, behalve het plaatsen van de ligatieclip (stap 4.5), tijdens een schijnoperatie.

5. Echocardiografie

  1. Na inductie van anesthesie in een inductiekamer (1-2 min, 6% sevofluraan in 100% zuurstof), handhaaft u de anesthesie met behulp van een neussonde (3,5% sevofluraan in 100% zuurstof). Verwijder al het haar van de borst en buik met ontharingscrème en plaats de muis op een verwarmingskussen. Breng vochtinbrengende zalf aan op de ogen en ultrasone gel op de borst van de muis.
    NOTITIE: Pas de 2D-versterking, focusdiepte en beelddiepte aan om de beeldkwaliteit bij alle echocardiografische metingen te verbeteren.
  2. Pas de ultrasone sonde aan om de weergave van de parasternale lange as (PLAX) te vinden (Figuur 2). Meet in PLAX de binnendiameter van de longstam en de snelheidstijdintegraal (VTI) in de longstam.
    1. Selecteer de B-modus en beweeg het verwarmingskussen voorzichtig in de x-, y- en z-as om de longstam in het midden van het beeld te identificeren. Gebruik kleur om de grootste diameter van de longstam te identificeren. Gebruik cine store om een sequentie vast te leggen voor het meten van de diameter van de longstam.
    2. Selecteer kleur en pulsgolf (PW) Doppler en plaats de cursor in het midden van de longstam. Pas de PW-hoek aan totdat de stippellijnen evenwijdig zijn aan de bloedstroom in het bloedvat.
    3. Druk op cine store om VTI te meten. Plaats de cursor in de buurt van beide wanden van de longstam en druk opnieuw op cine store om de stroom in de buurt van de vaatwand te verkrijgen.
      OPMERKING: De binnendiameter van het rechterventrikel (RV) en de RV-vrije wanddikte kunnen ook worden beoordeeld in de PLAX-weergave.
  3. Zoek de weergave van de parasternale korte as (PSAX) (Figuur 3) om de binnendiameters van de linkerventrikel (LV) te meten, die kunnen worden gebruikt om septumuitstulping (D-configuratie) te beoordelen.
    1. Selecteer de B-stand en draai de sonde 90° tegen de klok in. Kantel de sonde 20-30 graden zijdelings om schaduw van de RV door het borstbeen te voorkomen, en kantel de sonde 20-30 graden craniaal totdat de linkerventrikel zo rond mogelijk is. Schuif vervolgens de sonde in craniocaudale richting om het niveau van de papillaire spieren met de grootste ventriculaire diameters te identificeren en druk op de bioscoop.
      OPMERKING: PSAX op midpapillair niveau kan ook worden gebruikt om de fractionele gebiedsverandering van RV te beoordelen. PSAX ter hoogte van de aortaklep kan worden gebruikt om RV fractionele verkorting of RV-vrije wanddikte te meten.
  4. Gebruik de apicale 4-kamer (A4CH) weergave (Figuur 4) om de systolische uitsteekning van het tricuspidalisvormige ringvormige vlak (TAPSE) te meten en te beoordelen op tricuspidalisinsufficiëntie.
    1. Plaats de sonde zoals weergegeven in afbeelding 4. Zodra het hart is geïdentificeerd, maakt u kleine aanpassingen aan de sonde met alleen de pols en vingers om alle vier de kamers van het hart en de tricuspidalisklep te identificeren.
      1. Het identificeren en onderhouden van een goede A4CH-weergave is een uitdaging. Laat de hand die de sonde bedient op het verwarmingskussen rusten voor stabiliteit. Schuif, kantel en draai de sonde lichtjes totdat de juiste afbeelding is gevonden.
      2. Beweeg de sonde slechts in één dimensie tegelijk: Schuif bijvoorbeeld craniocaudaal om het hart te vinden, kantel vervolgens de sonde om alle vier de kamers te identificeren en draai ten slotte de sonde totdat alle vier de kamers en de tricuspidalisklep in het frame zitten. Herhaal indien nodig alle drie de stappen meerdere keren voordat u het ideale beeld verkrijgt.
    2. Zodra de tricuspidalisklep is geïdentificeerd, selecteert u de M-modus en plaatst u de stippellijn in de tricuspidalisannulus van de vrije wand. Druk op cine store om de metingen op te slaan.
    3. Selecteer kleur om de tricuspidalisklep te beoordelen op regurgitatie. Als regurgitatie aanwezig is, zal een straal van retrograde stroming van de RV naar het rechter atrium (RA) in systole worden gezien (Figuur 5).
      OPMERKING: In de A4CH-weergave kunnen weefseldoppler in de RV-vrije wand en de RV-instroomsnelheid ook worden gemeten.

figure-protocol-2
Figuur 2: Parasternale lange asweergave (PLAX). (A-D) Positionering van de ultrasone sonde. (E, F) Het normale muizenhart in PLAX. (G, H) RV dilatatie en hypertrofie na PTB. Afkortingen: LV: linkerventrikel, RV: rechterventrikel, PV: pulmonale klep, PT: longstam, Ao: aorta. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-3
Figuur 3: Parasternale korte-asweergave (PSAX). (A-D) Positionering van de ultrasone sonde. (E, F) Het normale muizenhart in PSAX. (G, H) PSAX na PTB. Afkortingen: LV: linkerventrikel, RV: rechterventrikel, PM: papillaire spier. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-4
Figuur 4: Apicale 4-kamer weergave (A4CH). (A-D) Positionering van de ultrasone sonde. (E, F) Het normale muizenhart in de A4CH-weergave. (G, H) RV- en RA-dilatatie na PTB. Afkortingen: LV: linker hartkamer, RV: rechter hartkamer, RA: rechter atrium, LA: linker atrium. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-5
Figuur 5: tricuspidalisinsufficiëntie gevisualiseerd door kleurendoppler in de A4CH-weergave. (A) Bij diastole wordt de stroming van de RA naar de RV waargenomen (pijl). (B) Tijdens de systole is een dunne straal stroom van de RV naar de RA zichtbaar (pijl). Afkortingen: LV: linker hartkamer, RV: rechter hartkamer, RA: rechter atrium, LA: linker atrium. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

6. Analyse van de gegevens

  1. Meet de diameter van de longstam in drie hartcycli in PLAX en gebruik de gemiddelde diameter van de longstam voor verdere gegevensanalyses. Meet VTI in drie hartcycli in PLAX voor elk van de drie opgeslagen cinelussen (in het midden van de longstam en nabij de wanden van het vat). Gebruik de gemiddelde VTI van alle VTI-metingen voor verdere analyse. Gebruik de volgende formule om CO te berekenen:
    figure-protocol-6
    figure-protocol-7 : straal van de longromp, HR: hartslag
  2. Meet LVEI in PSAX op midpapillair niveau. Gebruik een meetinstrument om de grootste LV-binnendiameter (LVid1) te meten vanaf het midden van het septum tot de vrije wand. Meet vervolgens de LV-binnendiameter loodrecht op de eerste meting (LVid2). Herhaal deze metingen in drie hartcycli en bereken LVEI met behulp van de gemiddelde LV-binnendiameters en de volgende formule:
    figure-protocol-8
  3. Meet TAPSE in drie hartcycli in de A4CH-weergave en gebruik de gemiddelde TAPSE voor verdere gegevensanalyses.

7. Katheterisatie van het rechterhart

  1. Meet de druk en het volume van de rechterventrikel (RV) door middel van een rechterhartkatheterisatie met een 1.4F micro-tipkatheter 3 weken na een PTB-operatie.
  2. Verdoof en intubeer de muis zoals beschreven in de stappen 3.1-3.4. Plaats de muis op een afgedekt verwarmingskussen (37 °C) en houd de anesthesie in stand (3,5% sevofluraan in 0,6 l/min, 100% zuurstof).
  3. Dien 2000 IE heparine (intramusculair [i.m.]) en 0,5 ml NaCl (subcutaan [s.c.]) toe.
  4. Knip met een chirurgische schaar de buikwand net caudaal af naar de processus xiphoid en krijg toegang tot de borstholte door het middenrif voorzichtig langs de incisie in de borstwand te knippen. Snijd het middenrif en de costae door totdat er voldoende toegang tot het hart is verkregen.
  5. Plaats een ligatuur rond de inferieure vena cava. Gebruik dit voor het afsluiten van het vat om de voorspanning te verminderen voor de registratie van druk-volumemetingen later in het protocol.
  6. Gebruik een naald van 26 G om voorzichtig een klein gaatje in de camper te prikken. Zorg ervoor dat deze zo dicht mogelijk bij de apex is en dat de naald niet volledig door het ventrikel dringt, maar alleen fungeert als een geleider voor het inbrengen van de geleidingskatheter. Als er een bloeding optreedt, oefen dan lichte druk uit met een klein wattenstaafje om bloedverlies te minimaliseren.
  7. Identificeer het kleine gaatje in de ventrikelwand en breng de katheter in door het weefsel binnen te dringen.
    OPMERKING: Let er bij het inbrengen van de katheter op dat u de binnenwand van de ventrikel niet beschadigt.
  8. Veranderingen in de rechterventrikeldruk (RVP) worden vaak gedurende enkele minuten na het inbrengen van de katheter waargenomen. Wacht tot RVP stabiliseert om representatieve steady-state metingen te verkrijgen.
  9. Om druk-volumelussen te verkrijgen, gebruikt u de ligatuur die eerder rond de inferieure vena cava is geplaatst. Trek voorzichtig aan de ligatuur om het vat af te sluiten, waardoor de voorspanning geleidelijk wordt verminderd.
  10. Zodra representatieve druk-volumelussen zijn geregistreerd, haalt u de katheter eruit en euthanaseert u de muis door excisie van het hart. Verzamel op dit moment bloed- en weefselmonsters voor verdere analyse.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C57BL/6N-muizen (mannelijk, 5 weken oud, 17-20 g) werden gerandomiseerd naar ofwel ernstige PTB (sPTB, 250 μm, n = 12), milde PTB (mPTB, 450 μm, n = 9) of schijnchirurgie (schijnvertoning, n = 15). Evaluatie van de hartfunctie werd uitgevoerd door middel van echocardiografie 1 week en 3 weken na de operatie. Rechterhartkatheterisatie met daaropvolgende euthanasie werd 3 weken na de operatie uitgevoerd. Organen werden gewogen en hartweefsel werd geprepareerd voor histologische analyses.

Echocardiografie 1 week na de operatie toonde tekenen van verhoogde RV-druk en RV-disfunctie bij sPTB in vergelijking met mPTB- en sham-groepen. RV-disfunctie was duidelijk zichtbaar door een verlaagd hartminuutvolume (CO) en TAPSE (Figuur 6A,B). Verlaagde linkerventrikelexcentriciteitsindex (LVEI) duidde op een verhoogde RV-druk (Figuur 6C). Daarom kunnen omkeringsinterventies al na 1 week worden onderzocht in ernstige PTB-modellen. De mPTB-groep vertoonde echocardiografische tekenen van verhoogde RV-druk in vergelijking met schijn (verlaagde LVEI) na 1 week, maar geen tekenen van RV-disfunctie zoals beoordeeld door echocardiografie (Figuur 6).

figure-results-1
Figuur 6: Echocardiografische metingen 1 week na de operatie. (A) Cardiale output (CO). (B) Tricuspidalis ringvormige systolische uitsparing in het vlak (TAPSE). (C) Excentriciteitsindex van de linkerventrikel (LVEI). Afkortingen: mPTB: milde pulmonale rompband (PTB); sPTB: ernstige PTB. De gegevens worden gepresenteerd door spreidingsdiagrammen met gemiddelden ± SD. *p < 0,05, **p < 0,001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Na 3 weken waren de effecten van de PTB-operatie geaccentueerd in sPTB met een verdere vermindering van het hartminuutvolume en een consistente afname van TAPSE in vergelijking met schijnvertoning (Figuur 7A,B). Er werd na 3 weken geen verschil in echocardiografische parameters waargenomen tussen mPTB- en schijngroepen (Figuur 7A,B).

Rechterhartkatheterisatie toonde een verhoogde RV-systolische druk (RVSP) in beide PTB-groepen vergeleken met schijnvertoning 3 weken na de operatie (Figuur 7C). De RV-diastolische functie werd beïnvloed in de sPTB-groep, aangegeven door een toename van RV-einddiastolische elastantie (Eed), een belastingsonafhankelijke maat voor RV-stijfheid (Figuur 7D). De RV-contractiliteit, zoals beoordeeld aan de hand van eindsystolische elastantie (Ees), was ook verhoogd in de sPTB-groep in vergelijking met de schijnvertoning, terwijl de mPTB-groep een niet-significante toename vertoonde (Figuur 7E).

Anatomische metingen toonden een toenemende RV-hypertrofie met verhoogde ernst van PTB, uitgedrukt in een stapsgewijze toename van de verhouding RV-gewicht ten opzichte van het lichaamsgewicht (RV/BW) (Figuur 7F). RVSP was lineair evenredig met de mate van RV-hypertrofie (Figuur 7G). RV cardiomyocyt dwarsdoorsnede gebied (CSA) bevestigde een toename van 40% in RV-hypertrofie in sPTB in vergelijking met schijnvertoning, terwijl er een niet-significante toename was in mPTB in vergelijking met schijnvertoning (Figuur 8A-D). De mate van fibrose in de RV en het rechteratrium (RA) was zeven keer hoger in sPTB in vergelijking met schijnvertoning. Er werd geen toename van RV-fibrose waargenomen bij mPTB (figuur 8E-H).

tricuspidalisinsufficiëntie (TR) werd waargenomen bij 64% in de sPTB-groep na 1 week en bij 91% na 3 weken, terwijl er geen TR werd gevonden in de sham- en mPTB-groepen (gegevens niet getoond). Verschillende gradaties van leververkleuring, een teken van extracardiale decompensatie, werden gezien in de sPTB-groep (Figuur 9). Er werd geen verkleuring gezien in de mPTB- en sham-groepen.

Samenvattend laten we een correlatie zien tussen de banddiameter en de ernst van de ziekte. De mPTB-groep bootst een vroeg ziektestadium na met milde RV-hypertrofie zonder RV-disfunctie, terwijl de sPTB-groep tekenen van RV-disfunctie en -falen vertoont.

figure-results-2
Figuur 7: Echocardiografische, invasieve drukvolume en anatomische metingen 3 weken na de operatie. (A) Cardiale output (CO). (B) Tricuspidalis ringvormige systolische uitsparing in het vlak (TAPSE). (C) Systolische druk rechterventrikel (RVSP). (D) Einddiastolische elastantie (Eed). (E) Eindsystolische elastantie (Ees). (F) Verhouding tussen rechterventrikelgewicht en lichaamsgewicht (RV/BW). (G) Correlatie tussen de systolische druk van de rechterventrikel (RVSP) en het gewicht van de RV/BW 3 weken na de operatie. Er is een lineaire regressieanalyse uitgevoerd die in de grafiek wordt weergegeven. Gecorrigeerd R2 = 0,75, p < 0,001. Afkortingen: mPTB: milde pulmonale rompband (PTB); sPTB: ernstige PTB. Normaal verdeelde gegevens worden gepresenteerd door spreidingsdiagrammen met middelen ± SD. Niet-normaal verdeelde gegevens worden gepresenteerd door boxplots met medianen met IQR en met snorharen die waarden vertegenwoordigen binnen 1,5 x IQR van Q1 en Q3, respectievelijk *p < 0,05, **p < 0,001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 8: Histologische analyses van RV-weefsel. (A) RV-dwarsdoorsnede. (B-D) HE kleurde RV-weefsel van (B) schijnvertoning, (C) mPTB en (D) sPTB. (E) Percentage interstitiële fibrose ten opzichte van gezond weefsel in RV. (F-H) Picrosirius gekleurd RV-weefsel van (F) schijnvertoning, (G) mPTB en (H) sPTB. Schaalbalken: (B-D) = 50 μm, (F-H) = 250 μm. Gegevens worden gepresenteerd door boxplots met medianen, IQR en snorharen die waarden vertegenwoordigen binnen 1,5 x IQR van respectievelijk Q1 en Q3. *p < 0,05, **p < 0,001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 9: Verschillende gradaties van leververkleuring. Verkleuring werd beoordeeld met 0-3. De beoordeling was gebaseerd op de mate van gespikkeld uiterlijk en de kleur van leverweefsel. Foto's werden door een microscoop genomen, waardoor het weefsel lichter leek dan bij omgevingslicht. (A) 0: normale lever. (B) 1: Lichte spikkels zonder verkleuring. (C) 2: matige spikkels en lichte verkleuring. (D) 3: Ernstige spikkels en verkleuring (nootmuskaatlever). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dit artikel presenteren we een muizenmodel van door drukoverbelasting geïnduceerde RV-hypertrofie en -falen. We tonen aan dat: (i) PTB bij juveniele muizen verschillende gradaties van RV-pathologie kan induceren, variërend van milde RV-hypertrofie tot RV-falen met extracardiale tekenen van decompensatie en histologisch bevestigde RV-fibrose. (ii) Tekenen van RV-disfunctie kunnen 1 en 3 weken na de PTB-operatie worden waargenomen en gekwantificeerd door middel van echocardiografie. (iii) De mate van RV-hypertrofie is evenredig met de ernst van PTB en de daaruit voortvloeiende toename van de RV-druk. Dit model kan helpen bij het ophelderen van de pathogenese van RV-falen secundair aan RV-drukoverbelasting, aangezien we aantonen dat het PTB-model geschikt is om verschillende stadia van RV-pathologie te bestuderen.

Om het succes en de reproduceerbaarheid van het PTB-model bij muizen te garanderen, moet veel aandacht worden besteed aan de volgende stappen. (i) Het kiezen van de juiste diameter van de ligatieclip. De juiste clipdiameter is afhankelijk van verschillende factoren, zoals de gewenste mate van RV-drukoverbelasting en de vervolgtijd. De leeftijd en het lichaamsgewicht van de muizen zijn ook belangrijke factoren om rekening mee te houden. Dienovereenkomstig kan het protocol worden aangepast afhankelijk van de huidige wetenschappelijke vraag. Om deze reden raden we aan om pilotoperaties en echocardiografie uit te voeren op relevante tijdstippen na de operatie om de geschiktheid van de geselecteerde clipdiameters te evalueren. (ii) Nauwkeurige afstelling van de clipapplier is essentieel om reproduceerbare pathologie te garanderen. We raden aan om metaaldraad of canules met een goed gedefinieerde buitendiameter te gebruiken als richtlijn om de ligating clip-applier af te stellen. (iii) Bloedverlies was de meest voorkomende ernstige complicatie tijdens de PTB-operatie en de meest voorkomende oorzaak van peri- en postoperatieve mortaliteit. Om bloedverlies te beperken, gebruikt u waar mogelijk botte microchirurgische instrumenten en stompe dissectie. Gebruik alleen een chirurgische schaar als dit in het protocol is aangegeven. (iv) Een andere oorzaak van perioperatieve mortaliteit zijn hartritmestoornissen. Korte episodes van bradycardie kunnen optreden tijdens de dissectie van de longstam en het aanbrengen van de ligerende clip. Om het risico op een hartstilstand te verminderen, moet de tijd van manipulatie van de longstam worden beperkt. Wanneer bradycardie wordt waargenomen, pauzeert u de manipulatie van de longstam totdat de hartslag is genormaliseerd. (v) Reproduceerbare echocardiografische beoordeling kan een uitdaging zijn en vereist training voordat reproduceerbare resultaten worden bereikt. Vanwege het kleine formaat van de camper is het vooral een uitdaging om een goede visualisatie van de camper te bereiken in schijnbediende muizen in PLAX- en A4CH-weergave. (vi) De hartslag kan aanzienlijk variëren tijdens echocardiografisch onderzoek. Om de variabiliteit te verminderen, moet u de hartslag nauwlettend in de gaten houden en lage doses anesthesie gebruiken terwijl u zorgt voor voldoende anesthesie.

Een beperking van het PTB-model voor muizen is de behoefte aan chirurgische apparatuur en training. Pilootoperaties moeten altijd worden uitgevoerd voor training en de methoden moeten worden aangepast aan de lokaal beschikbare apparatuur. We gebruikten titanium ligatieclips, waarvan is vastgesteld dat ze een zeer reproduceerbare methode zijn voor de inductie van RV-drukoverbelasting15. Bovendien is aangetoond dat het gebruik van ligatieclips resulteert in een lagere peri-chirurgische mortaliteit en een beter postoperatief herstel in vergelijking met chirurgische ligaturen31.

Echocardiografie voor de beoordeling van de RV-functie heeft enkele beperkingen, omdat het operator-afhankelijk is en inter- en intra-operatorvariabiliteit de resultaten van echocardiografie kan beïnvloeden. In de huidige studie werd echocardiografie uitgevoerd door twee operatoren. Om vertekening door variatie tussen waarnemers te voorkomen, voerden beide operators echocardiografie uit op een gelijk aantal muizen uit alle groepen. Bovendien heeft echocardiografie bij muizen zijn uitdagingen. Dit geldt met name voor kleine en relatief gezonde muizen, zoals blijkt uit de grotere variatie in CO- en TAPSE-metingen na 1 week (Figuur 5) vergeleken met 3 weken (Figuur 6). Om een nauwkeurigere meting van CO te bereiken, werd VTI in de longstam gemeten in drie hartcycli op drie verschillende locaties (in het midden van de longstam en nabij de wanden van het vat). Verder is aangetoond dat echocardiografie CO overschat in vergelijking met MRI bij ratten die zijn onderworpen aan PTB32. MRI is de gouden standaard voor het meten van CO bij muizen en kan daarom worden overwogen bij het gebruik van het huidige model32. Een andere uitdaging bij muizen met weinig of geen verhoging van de RV-druk, is het kleine formaat van de RV, wat een goede A4CH-weergave bemoeilijkt om bijvoorbeeld TAPSE te meten. Dit kan resulteren in een onderschatting van TAPSE bij sommige muizen in de sham- en mPTB-groepen. Ondanks deze uitdagingen werden statistisch significante resultaten behaald voor CO en TAPSE in sPTB in vergelijking met sham en mPTB. Dit toont aan dat CO en TAPSE nuttige markers zijn voor de RV-functie in het huidige model, maar benadrukt ook de noodzaak van uitgebreide training van onderzoekers voorafgaand aan echocardiografische beoordeling van muizen.

Een inherente beperking van alle diermodellen is dat resultaten niet direct kunnen worden geëxtrapoleerd naar mensen vanwege genetische en fysiologische verschillen.

Voor zover wij weten is dit het enige PTB-model bij juveniele muizen. Deze aanpak is gebruikt bij ratten, waar een geleidelijke en langzame toename van de afterload zich ontwikkelt naarmate de ratten groeien. Deze langzamere ziekte-inductie bootst de ontwikkeling van chronisch RV-falen beterna15.

Het huidige protocol omvat twee verschillende groepen muizen met verschillende gradaties van RV-disfunctie. Voor zover wij weten, bevatten geen enkele andere gepubliceerde PTB-modellen bij muizen een groep met slechts milde RV-hypertrofie zonder tekenen van RV-disfunctie, hemodynamische stoornissen of fibrose. Dit vroege stadium van de ziekte wordt dus grotendeels over het hoofd gezien. Het bestuderen van dit vroege stadium van de ontwikkeling van de ziekte kan ons begrip vergroten van de geleidelijke progressie van RV-hypertrofie naar RV-falen die wordt gezien bij patiënten met chronische PAH17.

In dit model ontwikkelt de pathologie van chronisch RV-falen zich binnen 3 weken na de operatie, waardoor het een van de meest tijdbesparende modellen van chronisch RV-falenis6. Andere PTB-modellen van muizen rapporteren studieduur van 1 tot 8 weken 17,18,33,34,35. We zagen al 1 week na de operatie tekenen van RV-disfunctie bij sPTB. Deze tijdbesparende aanpak met 3 weken follow-up heeft echter beperkingen. Muizen zijn na 8 weken nog niet volgroeid en een langere follow-up kan resulteren in een steeds ernstiger longstamstenose en een nog ernstiger RV-falen.

Genetisch gemodificeerde muizen zijn gemakkelijk verkrijgbaar en nieuwe genetisch gemodificeerde stammen kunnen relatief snel en tijdefficiënt in muizen wordengeproduceerd36. Dit is een groot voordeel van muizen PTB-modellen in tegenstelling tot modellen met ratten of grotere zoogdieren.

Tot slot presenteren we een reproduceerbaar muizenmodel van door drukoverbelasting geïnduceerde RV-hypertrofie en falen bij juveniele muizen. Gedetailleerde protocollen voor intubatie, chirurgie en fenotypering door middel van echocardiografie zijn opgenomen in de paper. Op maat gemaakte instrumenten worden gebruikt voor intubatie en chirurgie, waardoor het model snel en goedkoop kan worden gereproduceerd. Het model kan worden gebruikt om mechanismen te identificeren die de RV-aanpassing aan drukoverbelasting bepalen, evenals processen die ten grondslag liggen aan RV-pathologie die uiteindelijk resulteren in RV-falen. Ten slotte kan het model worden gebruikt om nieuwe therapeutische doelen te testen voor de behandeling van RV-falen.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door Snedkermester Sophus Jacobsen og Hustru Astrid Jacobsens Fond, Helge Peetz og Verner Peetz og hustru Vilma Peetz Legat, Grosserer A.V. Lykfeldt og Hustrus Legat. Verder willen de auteurs het personeel van de dierenfaciliteiten van de afdeling Klinische Geneeskunde, Universiteit van Aarhus, bedanken voor hun steun tijdens de uitvoering van het experimentele werk.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Biosyn 6-0, monofilament, absorbable sutureCovidienUM-986
Blunt cannula, 27G 0.4x0.25, Sterican292832
Bupaq Multidose vet 0,3 mg/ml (Buprenorphinum)Salfarm DanmarkVNR 472318
C57BL/6NTac muizenTaconic BiosciencesC57BL/6NTac
Dagrofil 1, braided, niet-absorbeerbare hechtingB BraunC0842273
Depilatiecrème Veet 3132000
Desinfectie-watten (82% Ethanol + 0,5% Chloorhexidine)Mediq3340122
Wegwerp scalpels, maat 11Swann-Morton11708353
Dräger Vapor 2000 SevofluraneDrägerM35054
Oogzalf neutraal, "Ophta"ActavisMTnr.: 07586 Vnr: 53 96 68
Horizon ligaturenklemmenTeleflex Medical5200 (IPN914931)
Horizon Open Ligaturenklemmenapplikator, gebogen, 6" (15 cm)Teleflex Medical537061
Keukenrolhoudern.a.n.a.
Metaaldraad van verschillende dikten.a.n.a.
Set microchirurgische instrumentenThompsonn.a.
MiniVent VentilatorHugo SachsType 845
MS505S transducer Visual sonicsn.a.
Rimadyl Bovis vet. 50 mg/ml (Carprofen)ZoetisMTnr: 34547, Vnr: 10 27 99,
Sevoflurane Baxter 100 %Baxter MedicalMTnr: 35015
Siliconen slangn.a.n.a.
Zachte kunststofplaatn.a.n.a.
Stereomicroscoop, "Opmi Pico"Carl Zeiss Surgicals GmbHn.a.
Ultrasone sondehouder/railVisual Sonics11277
Verwarmingsplaat Visual sonics11437
Venflon ProSafety, 22G, 0,9 x 25mmBecton Dickinson393222

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Voelkel, N. F., et al. Right ventricular function and failure: Report of a national heart, lung, and blood institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure. Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).
  2. Haddad, F., Doyle, R., Murphy, D. J., Hunt, S. A. Right ventricular function in cardiovascular disease, part ii: Pathophysiology, clinical importance, and management of right ventricular failure. Circulation. 117 (13), 1717-1731 (2008).
  3. Van De Veerdonk, M. C., et al. Progressive right ventricular dysfunction in patients with pulmonary arterial hypertension responding to therapy. J Am Coll Cardiol. 58 (24), 2511-2519 (2011).
  4. Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: Problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (10), L977-L991 (2012).
  5. Maarman, G., Lecour, S., Butrous, G., Thienemann, F., Sliwa, K. A comprehensive review: The evolution of animal models in pulmonary hypertension research; are we there yet. Pulm Circ. 3 (4), 739-756 (2013).
  6. Andersen, A., et al. Animal models of right heart failure. Cardiovasc Diagn Ther. 10 (5), 1561-1579 (2020).
  7. Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: A model for what human disease. J Clin Invest. 106 (6), 733-738 (2000).
  8. Rabinovitch, M., Gamble, W., Nadas, A. S., Miettinen, O. S., Reid, L. Rat pulmonary circulation after chronic hypoxia: Hemodynamic and structural features. Am J Physiol. 236 (6), H818-H827 (1979).
  9. Taraseviciene-Stewart, L., et al. Inhibition of the VEGF receptor 2 combined with chronic hypoxia causes cell death-dependent pulmonary endothelial cell proliferation and severe pulmonary hypertension. Faseb j. 15 (2), 427-438 (2001).
  10. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 184 (10), 1171-1182 (2011).
  11. Nicolls, M. R., et al. New models of pulmonary hypertension based on VEGF receptor blockade-induced endothelial cell apoptosis. Pulm Circ. 2 (4), 434-442 (2012).
  12. Hessel, M. H., Steendijk, P., Den Adel, B., Schutte, C. I., Van Der Laarse, A. Characterization of right ventricular function after monocrotaline-induced pulmonary hypertension in the intact rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (5), H2424-H2430 (2006).
  13. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
  14. Janssen, W., et al. 5-ht2b receptor antagonists inhibit fibrosis and protect from RV heart failure. Biomed Res Int. 2015, 438403(2015).
  15. Andersen, S., et al. A pulmonary trunk banding model of pressure overload induced right ventricular hypertrophy and failure. J Vis Exp. (141), e58050(2018).
  16. Axelsen, J. B., et al. Effects of 6-mercaptopurine in pressure overload induced right heart failure. PLoS One. 14 (11), e0225122(2019).
  17. Egemnazarov, B., et al. Pressure overload creates right ventricular diastolic dysfunction in a mouse model: Assessment by echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 28 (7), 828-843 (2015).
  18. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
  19. Kojonazarov, B., et al. The peroxisome proliferator-activated receptor β/δ agonist gw0742 has direct protective effects on right heart hypertrophy. Pulm Circ. 3 (4), 926-935 (2013).
  20. Kojonazarov, B., et al. P38 MAPK inhibition improves heart function in pressure-loaded right ventricular hypertrophy. Am J Respir Cell Mol Biol. 57 (5), 603-614 (2017).
  21. Rai, N., et al. Effect of Riociguat and Sildenafil on right heart remodeling and function in pressure overload induced model of pulmonary arterial banding. Biomed Res Int. 2018, 3293584(2018).
  22. Sydykov, A., et al. Genetic deficiency and pharmacological stabilization of mast cells ameliorate pressure overload-induced maladaptive right ventricular remodeling in mice. Int J Mol Sci. 21 (23), 9099(2020).
  23. Andersen, S., et al. Effects of combined angiotensin ii receptor antagonism and neprilysin inhibition in experimental pulmonary hypertension and right ventricular failure. Int J Cardiol. 293, 203-210 (2019).
  24. Andersen, S., et al. Pressure overload induced right ventricular remodeling is not attenuated by the anti-fibrotic agent pirfenidone. Pulm Circ. 9 (2), 2045894019848659(2019).
  25. Labazi, H., et al. Sex-dependent changes in right ventricular gene expression in response to pressure overload in a rat model of pulmonary trunk banding. Biomedicines. 8 (10), 430(2020).
  26. Sun, X. Q., et al. Increased mao-a activity promotes progression of pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Cell Mol Biol. 64 (3), 331-343 (2021).
  27. Axelsen, J. S., et al. Effects of Empagliflozin on right ventricular adaptation to pressure overload. Front Cardiovasc Med. 10, 1302265(2023).
  28. Mamazhakypov, A., Veith, C., Schermuly, R. T., Sydykov, A. Surgical protocol for pulmonary artery banding in mice to generate a model of pressure-overload-induced right ventricular failure. STAR Protoc. 4 (4), 102660(2023).
  29. Boehm, M., et al. Delineating the molecular and histological events that govern right ventricular recovery using a novel mouse model of pulmonary artery de-banding. Cardiovasc Res. 116 (10), 1700-1709 (2020).
  30. Andersen, S., et al. Effects of bisoprolol and losartan treatment in the hypertrophic and failing right heart. J Card Fail. 20 (11), 864-873 (2014).
  31. Hirata, M., et al. Novel model of pulmonary artery banding leading to right heart failure in rats. Biomed Res Int. 2015, 753210(2015).
  32. Vildbrad, M. D., et al. Limitations and pitfalls in measurements of right ventricular stroke volume in an animal model of right heart failure. Physiol Meas. 36 (5), 925-937 (2015).
  33. Boehm, M., et al. Maintained right ventricular pressure overload induces ventricular-arterial decoupling in mice. Exp Physiol. 102 (2), 180-189 (2017).
  34. Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. (84), e51041(2014).
  35. Luitel, H., et al. Pressure overload leads to an increased accumulation and activity of mast cells in the right ventricle. Physiol Rep. 5 (6), e13146(2017).
  36. Mamazhakypov, A., et al. Novel therapeutic targets for the treatment of right ventricular remodeling: Insights from the pulmonary artery banding model. Int J Environ Res Public Health. 18 (16), 8297(2021).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

RechterventrikelfalenDrukoverbelastingsmodelMuis hartmodelEchocardiografische BeoordelingHartcatheterisatieHistologische AnalysePulmonale HypertensieDierchirurgisch Protocol

Gerelateerde artikelen