Profilering van luminale pH in driedimensionale gastro-intestinale organoïden met behulp van micro-elektroden

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft pH-metingen in van menselijk weefsel afgeleide maagorganoïden met behulp van micro-elektroden voor spatiotemporele karakterisering van intraluminale fysiologie.

Samenvatting

De optimalisatie en gedetailleerde karakterisering van gastro-intestinale organoïdemodellen vereisen geavanceerde methoden voor het analyseren van hun luminale omgevingen. Dit artikel presenteert een zeer reproduceerbare methode voor de nauwkeurige meting van de pH in het lumina van 3D menselijke maagorganoïden via micromanipulatorgestuurde micro-elektroden. De pH-micro-elektroden zijn in de handel verkrijgbaar en bestaan uit afgeschuinde glazen punten met een diameter van 25 μm. Voor metingen wordt de pH-micro-elektrode naar voren geschoven in het lumen van een organoïde (>200 μm) die in Matrigel is gesuspendeerd, terwijl een referentie-elektrode ondergedompeld is in het omringende medium in de kweekplaat.

Met behulp van dergelijke micro-elektroden om organoïden afkomstig van het menselijk maaglichaam te profileren, tonen we aan dat de luminale pH relatief consistent is binnen elke kweekput van ~7,7 ± 0,037 en dat continue metingen kunnen worden verkregen gedurende minimaal 15 minuten. Bij sommige grotere organoïden toonden de metingen een pH-gradiënt tussen het epitheeloppervlak en het lumen, wat suggereert dat pH-metingen in organoïden kunnen worden bereikt met een hoge ruimtelijke resolutie. In een eerdere studie werden micro-elektroden met succes gebruikt om luminale zuurstofconcentraties in organoïden te meten, wat de veelzijdigheid van deze methode voor organoïde-analyses aantoont. Samenvattend beschrijft dit protocol een belangrijk hulpmiddel voor de functionele karakterisering van de complexe luminale ruimte binnen 3D-organoïden.

Inleiding

Organoïden - miniatuur meercellige structuren afgeleid van stamcellen - hebben een revolutie teweeggebracht in ons vermogen om de menselijke fysiologie te bestuderen en beginnen diermodellen te vervangen, zelfs in^{regelgevende omgevingen.} Sinds de eerste beschrijving van darmorganoïden door Sato et al. in 2009 is organoïdetechnologie immens populair geworden². Een groot aantal studies heeft de cellulaire samenstelling en functie van organoïdemodellen tot in detail gekarakteriseerd 3,4,5,6. De luminale ruimte van deze 3D meercellige structuren blijft echter grotendeels ongedefinieerd ^7,8. Het lumen is de centrale holte van organoïden afkomstig van slijmvliesweefsels die wordt omgeven door de apicale delen van gepolariseerde epitheelcellen. Aangezien cellulaire secretie en absorptie voornamelijk plaatsvinden aan het apicale epitheeloppervlak, wordt de luminale micro-omgeving van organoïden gecontroleerd door deze belangrijke fysiologische processen. De momenteel gebruikte organoïdemodellen tonen variaties in celsignaleringspatronen, algehele stamheid, metabolietconcentratiegradiënten en omgevingsomstandigheden⁹. Het begrijpen van de organoïde luminale fysiologie is daarom noodzakelijk voor de nauwkeurige modellering van orgaanfunctie en pathologie. Helaas belemmert de relatieve ontoegankelijkheid van het lumen de functionele analyses van de luminale fysiologie in 3D-organoïden^{aanzienlijk 10}.

Het vermogen om pH-profielen te onderzoeken is vooral belangrijk in de maag, die berucht is vanwege de steilste protongradiënt in het lichaam, variërend van ongeveer 1-3 in het lumen tot bijna neutraal bij het epitheel 11,12,13. Er blijft een aanzienlijke kloof in ons begrip van het behoud van de pH-gradiënt van de maag op microschaal, en de relevantie van organoïde modellen bij het recapituleren van dit dynamische milieu over de maagslijmlaag. Traditionele benaderingen voor de analyse van de pH van organoïden omvatten het gebruik van pH-gevoelige kleurstoffen, die fluorescerende of colorimetrische indicatoren kunnen zijn. McCracken et al. gebruikten een luminale injectie van SNARF-5F-een ratiometrische pH-indicator in organoïden om een daling van de luminale pH te analyseren als reactie op histaminebehandeling. Dergelijke kleurstoffen kunnen worden opgenomen in de kweekmedia, waardoor real-time, niet-invasieve monitoring van de pH mogelijk is. Niet alleen vereisen pH-gevoelige kleurstoffen complexe kalibratiestappen die bijdragen aan een slechte betrouwbaarheid en nauwkeurigheid bij metingen, maar dergelijke kleurstoffen hebben ook de neiging om binnen specifieke detectiebereiken te werken die mogelijk niet representatief zijn voor het volledige pH-bereik binnen de micro-omgeving van belang^14,15. Het kan echter als redelijk worden beschouwd om indicatorkleurstoffen te gebruiken voor bevestigende experimenten. Er zijn ook optische nanosensoren ontwikkeld die gebruik maken van op fluorescerende optode gebaseerde, pH-gevoelige benaderingen; Dergelijke detectietechnieken vereisen echter microscopische beeldvorming en zijn ook vatbaar voor fotobleken, fototoxiciteit en beeldvormingsbias^16,17. Daarnaast hebben Brooks et al. 3D-geprinte multiwell-platen met micro-elektroden waarop organoïden kunnen worden geplateerd¹⁸. Deze benadering maakt het echter niet mogelijk om metingen direct in het organoïde lumen te doen.

Op elektroden gebaseerde pH-metingen kunnen een verbeterde nauwkeurigheid bereiken in vergelijking met andere methoden, en bieden ook real-time pH-monitoring. Bovendien zorgen pH-elektroden die op micromanipulatoren zijn gemonteerd voor een superieure ruimtelijke resolutie van pH-metingen, omdat de precieze locatie van de elektrodepunt nauwkeurig kan worden geregeld. Dit maakt de hoogst mogelijke flexibiliteit en reproduceerbaarheid mogelijk bij de analyses van organoïde modellen. De hier gebruikte elektroden zijn geminiaturiseerde pH-micro-elektroden die werken op basis van de diffusie van protonen door selectief pH-glas dat een dunne platinadraad omringt. De micro-elektrode wordt aangesloten op een externe Ag-AgCl-referentie-elektrode en vervolgens op een millivoltmeter met hoge impedantie. De elektrische potentiaal tussen de twee elektrodepunten wanneer ze in dezelfde oplossing worden ondergedompeld, weerspiegelt de pH van de oplossing¹⁹. Dergelijke microprofileringssystemen zijn gebruikt in de metabole analyse van biofilms^20,21, planktonalgen²², menselijke sputummonsters²³ en zelfs in mesenchymale stamcelsferoïden²⁴. Zowel ons laboratorium als Murphy et al. hebben eerder micromanipulator-gestuurde O 2-micro-elektroden gebruikt om de zuurstofconcentraties in de luminale ruimtes van organoïden te evalueren. Murphy et al. combineerden deze methode met wiskundige modellering om een zuurstofgradiënt in hun sferoïden te onthullen. Onze groep was in staat om verlaagde luminale zuurstofniveaus te vinden in van weefsel afgeleide maagorganoïden in vergelijking met de omringende extracellulaire matrix²⁵.

Hier bieden we een gedetailleerde methode voor de handmatige micro-elektrodeprofilering van de luminale pH in organoïden van het sferische maagdarmkanaal die een beter fysiologisch begrip van hun complexe luminale micro-omgeving mogelijk zal maken. We verwachten dat deze techniek een nieuwe dimensie zal toevoegen aan de exploratie van organoïde fysiologie door middel van real-time, hoge-resolutie metingen van pH-waarden op microschaal. Bovendien kan het volgende protocol gemakkelijk worden aangepast voor de analyse van O₂, N₂O, H₂, NO, H₂S, redox en temperatuur in verschillende soorten organoïde modellen. Fysiologische profilering dient als een waardevol hulpmiddel voor het optimaliseren van organoïde kweekomstandigheden om in vivo omgevingen beter na te bootsen, waardoor de relevantie en bruikbaarheid van organoïde modellen in biomedisch onderzoek wordt vergroot.

Protocol

Dit protocol vereist 3D-organoïden met een diameter van ten minste 200 μm die een duidelijk lumen hebben en die zijn ingebed in een kunstmatige extracellulaire matrix (ECM, bijv. Matrigel). Menselijk maagweefsel voor organoïde-afleiding werd verkregen met goedkeuring van de Institutional Review Board van de Montana State University en geïnformeerde toestemming van patiënten die een bovenste endoscopie ondergingen bij Bozeman Health (protocol # 2023-48-FCR, naar DB) of als vrijgestelde gastrectomiemonsters van de hele maag of mouw van de National Disease Research Interchange (protocol #DB062615-EX). Informatie over de organoïde lijnen en passagenummers die voor dit onderzoek zijn gebruikt, is te vinden in Tabel 1 en de samenstelling van de media is vermeld in Tabel 2. Raadpleeg eerder gepubliceerde protocollen voor het genereren en onderhouden van gastro-intestinale organoïdelijnen ^6,26,27.

1. Bereiding van menselijke maagorganoïden voor pH-profilering

1. Initiëren en onderhouden van maagorganoïdeculturen met behulp van standaardprotocollen. Bewaar organoïden op platen met 24 putjes in 500 μl expansiemedia per putje (tabel 2). Passage vestigde elke 5-7 dagen organoïdelijnen en werd overgebracht naar een schaal met glazen bodem van 35 mm ter voorbereiding op pH-profileringsexperimenten.
   OPMERKING: Organoïde culturen voor onze experimenten zijn afgeleid van maagklierpreparaten, die worden verkregen uit volwassen weefsel zoals hierboven beschreven. We gebruiken een collagenaseweefselvergistingsmethode om deze klieren te isoleren voordat ze in ECM worden gesuspendeerd, zoals eerder beschreven 25,28,29.
2. Selecteer uit actief groeiende organoïdeculturen in de passages 1-15 putjes die ten minste 100 organoïden (ongeveer 2 miljoen cellen) bevatten met een diameter tussen 200 en 700 μm voor overdracht en expansie op petrischalen van 3,5 mm.
3. Terwijl u organoïden klaarmaakt voor het uitplateren (stappen 1.4-1.8), laat u de extracellulaire matrix (ECM) aliquot(s) gedurende ten minste 45 minuten op ijs ontdooien. Houd ECM gedurende dit protocol op ijs om gelatie te voorkomen. Verwarm de celkweekplaten voor door ze in een incubator van 37 °C, 5% CO_{2 te} plaatsen.
4. Verwijder het medium uit de putjes en oogst de maagorganoïdeculturen door ijskoud PBS op elke ECM-druppel te pipetteren en de gel te krabben met de punt van een P1000-pipet. Pipeteer de PBS met de ECM-fragmenten die organoïden bevatten in een conisch buisje van 15 ml.
5. Centrifugeer de buis bij 200 × g bij 4 °C gedurende 5 minuten. ECM-fragmenten die de organoïden bevatten, zullen zichtbaar zijn als een laag op de bodem van de buis. Zuig het supernatans en pipetteer voorzichtig 350 μl 0,25% trypsine-EDTA in elk buisje en meng voorzichtig door op en neer te pipetteren. Incubeer de buizen in een waterbad van 37 °C gedurende 2-5 minuten.
6. Voeg na incubatie met trypsine-EDTA 600 μL ijskoude DMEM met penicilline/streptomycine toe aan elk buisje en pipetteer krachtig op en neer ten minste 40x. Centrifugeer bij 200 × g bij 4 °C gedurende 5 min. Aspireer de supernatant. Om culturen voor pH-metingen op te zetten, resuspendeert u de celpellet in ijskoude, vloeibare ECM in een verhouding van 1:4 v/v van organoïde pellet tot ECM voor plating.
7. Plak voor elk monster 40 μl vloeibare ECM met organoïden/organoïdefragmenten in een dunne horizontale lijn langs de diameter van een schaaltje met glazen bodem van 35 mm.
   OPMERKING: Door de gel in een lijn in plaats van een ronde druppel op de plaat te doseren, kunnen de individuele organoïden gemakkelijker worden bereikt door de cultuur uit te dunnen.
8. Laat de gel 15-30 minuten polymeriseren; Voeg vervolgens voorzichtig 2 ml organoïde expansiemedia toe aan de plaat door langs de rand van het putje te pipetteren om te voorkomen dat de gel wordt verstoord.
9. Vervang de media om de dag. Geef 4-8 dagen de tijd om minimaal 10 organoïden uit te laten groeien tot een minimale diameter van 400 μm.
10. Om door te gaan met een pH-profileringsexperiment, moet u ervoor zorgen dat elke cultuur ten minste 10 organoïden bevat die aan de volgende criteria voldoen: >200 μm diameter, gezond uiterlijk (weinig tot geen donker materiaal zichtbaar in organoïden waargenomen met een helderveldmicroscoop) en niet overvol met andere organoïden.

2. Uitpakken en kalibreren van micro-elektroden

OPMERKING: Om metingen op microschaal mogelijk te maken, wordt naast de micro-elektrode van de pH-sensor een aparte referentie-elektrode gebruikt in plaats van een geïntegreerd (en dus omvangrijker) ontwerp. Zowel de pH-micro-elektrode als de referentie-elektrode moeten nat worden bewaard. Stel niet langer dan 10 minuten per keer bloot aan lucht. Bepaal de juiste tipmaat voor de toepassing. Hier gebruikten we een potentiometrische pH-micro-elektrode met een afgeschuinde tipdiameter van 25 μm.

1. Met de micro-elektrode nog in de beschermbuis, inspecteert u de punt visueel op eventuele schade.
2. Sluit de referentie-elektrode via de connector aan op de pH-elektrodekabel. Sluit vervolgens de micro-elektrode aan op de amplifier en de amplifier op een geaarde pc met de software via een USB-kabel (Figuur 1A).
3. Vul twee conische buizen van 50 ml 2/3 met 70% ethanol en gedeïoniseerd H₂O (diH₂O). Plaats de micro-elektrode en de referentie-elektrode in de diH₂O-buis en zorg ervoor dat beide uiteinden ten minste 1 cm in de vloeistof zijn ondergedompeld.
   OPMERKING: Hoge bekers kunnen ook voor deze en soortgelijke stappen worden gebruikt.
4. Laat de elektroden ~10 minuten in evenwicht zijn.
   OPMERKING: De procedure kan bij deze stap ook worden onderbroken en later worden hervat, aangezien de elektroden in diH₂O kunnen worden bewaard.
5. Terwijl de elektroden in evenwicht zijn, opent u de software (rood pictogram) op het computerwerkstation. Zorg er op het tabblad Instellingen voor dat het vakje naast de micro-elektrode is aangevinkt om aan te geven dat deze correct is aangesloten en wordt herkend door de software. Klik op Experiment starten in de linkerbovenhoek van het venster en voer de gewenste bestandsnaam en bestemming in. Klik in het venster Instellingen voor sensorkalibratie en experiment op Alle punten wissen om de software voor te bereiden op een nieuwe kalibratie.
6. Vul twee conische buisjes van 50 ml 2/3 met kalibratiebuffers van pH 4,01 en pH 9,21. Dep de beschermende slang en de referentie-elektrode voorzichtig droog met een delicaat laboratoriumdoekje.
7. Begin met de elektroden in de pH 4.01-buffer en voer 4.01 in als de bekende pH-waarde. Zodra de mV-meting is gestabiliseerd, selecteert u punt toevoegen. Controleer of het signaal stabiel is op ~380 mV. Nadat de punt is toegevoegd, plaatst u beide elektroden terug in diH₂O om af te spoelen en dept u ze vervolgens weer droog.
8. Herhaal de vorige stap met de 9.21 buffer en klik op punt toevoegen als het signaal stabiel is (~83 mV). Controleer of de micro-elektroden lineair reageren tussen pH 4,01 en 9,21; Daarom is alleen een tweepunts kalibratiecurve nodig. Zorg ervoor dat de resulterende lijn tussen deze punten een negatieve helling heeft van 50-70 mV/pH-eenheid. Klik op Opslaan en kalibratie gebruiken.
   NOTITIE: U bent nu klaar om te beginnen met het opnemen van metingen³⁰.

3. pH-profilering van menselijke maagorganoïden

OPMERKING: Het volgende protocol wordt beschreven voor een rechtshandige gebruiker. LET OP: Schakel alle energiebesparende opties op uw pc uit, aangezien lopende metingen worden onderbroken als de pc in de slaapstand gaat.

1. Monteer een ringstandaard met een klem aan de linkerkant van een stereomicroscoop om de referentie-elektrode vast te houden. Plaats een micromanipulator die aan een zware laboratoriumstandaard is bevestigd aan de rechterkant van de microscoop (Figuur 1A).
2. Verwijder de micro-elektrode voorzichtig uit de beschermhoes door deze plat op de bank te leggen en de behuizing er in een snelle, snelle beweging af te trekken.
   LET OP: De micro-elektroden zijn ongelooflijk kwetsbaar en er moet voor worden gezorgd dat de punt niet in contact komt met stijf, vast materiaal. Voor de beste resultaten voert u metingen uit op een stevige werkblad dat vrij is van apparatuur die trillingen van de werkbank of ongewenste beweging van de elektroden kan veroorzaken.
3. Monteer de micro-elektrode op een micromanipulator en plaats de stereoscoop en micromanipulator zo dat de micro-elektrode naar het kweekschaaltje kan bewegen zonder het objectief of andere delen van de microscoop te raken.
4. Plaats het kweekschaaltje met de organoïden zo dat u een adequate visualisatie heeft van de eerste organoïde die moet worden geprofileerd (Figuur 1B).
5. Bevestig de referentie-elektrode lichtjes aan de clamp op de ringstandaard links van de stereoscoop. Plaats de referentie-elektrode zo dat deze in het medium rond de ECM rust. Zorg ervoor dat de organoïden niet worden verstoord als de tafel tussen de metingen wordt verplaatst.
6. Kijk rechtstreeks naar de kweekplaat (niet in de microscoop) en schuif de punt van de micro-elektrode naar voren totdat deze voldoende is ondergedompeld in de media. Klik onder het tabblad Datalogger in de software op de Start-knop (enkele driehoek die naar rechts wijst) om de opname te starten. Zorg ervoor dat het selectievakje Gekalibreerd aan de rechterkant van het scherm is ingeschakeld.
   NOTITIE: Wacht ~10 s om elke meting te stabiliseren voordat u naar het volgende gebied gaat.
7. Voordat u de ECM invoert, moet u ervoor zorgen dat de punt van de elektrode zichtbaar is onder de microscoop en dat deze zo is gepositioneerd dat deze lineair naar de eerste organoïde van belang beweegt. Schuif de elektrode langzaam in de gel, zonder in contact te komen met organoïden. Noteer ten minste drie pH-metingen en bereken het gemiddelde.
8. Plaats de micro-elektrode zo dat deze is voorbereid om naar de eerste organoïde van belang te bewegen langs de as loodrecht op het oppervlak. Laat de elektrode een kleine inkeping maken op het epitheeloppervlak zonder door te dringen (Figuur 1C).
   LET OP: Deze stap geeft ook inzicht of de organoïde op zijn plaats blijft of dat deze vrijer kan bewegen in de ECM.
9. Met één snelle beweging duwt u de micro-elektrode in de organoïde. Als de organoïde rond de micro-elektrode beweegt of weg beweegt, probeer dan een iets andere hoek, of maak een back-up tegen een andere organoïde of de plastic rand rond de glazen bodem van de schaal. Meet de luminale pH (drie afzonderlijke keer) van 10 verschillende organoïden voor elke experimentele toestand. Wanneer u klaar bent met het opnemen van metingen, klikt u op de vierkante stopknop.
   LET OP: Schat de diameter van de organoïde om te beslissen hoe ver de elektrode in het lumen van de organoïde moet worden gebracht, en zorg ervoor dat u er niet doorheen prikt. Voor een grotere nauwkeurigheid meet u de diameter met de camerasoftware van uw microscoop, indien beschikbaar. NOTITIE: Als de punt van de micro-elektrode na een of meerdere metingen merkbaar bedekt raakt met vuil, was de micro-elektrode dan in celdissociatieoplossing, PBS, EtOH en vervolgens diH₂O voordat u verder gaat.

4. Gemotoriseerde profilering (optioneel)

OPMERKING: Deze optie vereist een micromanipulator die is gemonteerd op een mechanische motortafel, die uiteindelijk wordt bestuurd door computersoftware via een motorcontroller³¹.

1. Open de profileringssoftware (bruin pictogram) en start een nieuw experiment onder het tabblad Profilering .
2. De instellingen voor de z-as herkennen de motor automatisch wanneer een motorapparaat correct is aangesloten.
   OPMERKING: Beweging in de x- en y-richtingen wordt met deze instelling nog steeds handmatig geregeld.
3. Zoek het tabblad Profielinteractie³⁰. Voordat u op start drukt, moet u ervoor zorgen dat het mogelijk is om snel over te schakelen naar het kijken naar het microscoopoculair om ervoor te zorgen dat de organoïde op de gewenste afstand binnenkomt. Ga naar Profielinstellingen en doe het volgende:
   1. Geef aan dat de startafstand 0 μm is.
      LET OP: Als de epitheelschaal bijzonder hard is voor een bepaalde organoïde, kan de organoïde worden weggeduwd of vervormd in plaats van gepenetreerd. Als duwen het geval is, ga dan door met het verplaatsen van de elektrode, maar noteer het punt waarop de invoer plaatsvindt, aangezien de software dit niet automatisch kan registreren.
   2. Aan de hand van de grootte van de organoïde die wordt geprofileerd, geeft u een eindafstand aan die niet meer is dan 3/4 van de geschatte diameter van een organoïde.
      NOTITIE: Deze specifieke stap is bedoeld om schade aan de elektrodepunt te voorkomen.
   3. Geef de gewenste stapgrootte aan: 100 μm zoals weergegeven in figuur 2E. Zorg ervoor dat de minimale stapgrootte overeenkomt met de grootte van de elektrodepunt (bijv. 25 μm voor een 25 μm pH-25 elektrodetip).
   4. Geef een veilige positie aan waarin de motor de elektrodepunt tussen de profielen terugbrengt.
      OPMERKING: Dit moet een comfortabele hoogte boven het monster zijn (buiten de organoïde) waar de sensor veilig zijwaarts in de x- en y-richting kan worden bewogen met de handmatige micromanipulator. Laat de sensorhoek op de standaardinstelling staan.
   5. Om de elektrode in evenwicht te laten komen, geeft u ten minste 3 s aan onder Wachten voordat de maatregel(en) worden gemeten.
   6. Stel de meetperiode(s) in op minimaal 1 s. De metingen over deze periode worden gemiddeld.
      OPMERKING: Als u metingen uitvoert in een omgeving met veel elektrische ruis, kan het nuttig zijn om een langere periode aan te geven.
   7. Stel de vertraging tussen(en) in op minimaal 1 s.
   8. Stel het gewenste aantal replicaten in dat op elke diepte moet worden gemeten.
   9. Begin met het registreren van metingen door op de Start-knop te drukken.

5. Reinigen van elektroden

1. Plaats de te reinigen elektrode terug in de beschermbuis.
2. Spoel de elektroden na metingen door met diH₂O.
3. Spoel de elektroden een paar minuten met 70% ethanol.
4. Spoel de elektroden af met een buffer van pH 4.01.
5. Spoel de elektroden nog een keer af met diH₂O voordat u verder gaat met meten.

6. Opslag van elektroden

NOTITIE: Beide elektroden moeten bij kamertemperatuur worden bewaard op een plaats met weinig activiteit, veilig voor onopzettelijke schade.

1. Schuif de pH-micro-elektrode na gebruik voorzichtig horizontaal terug in de beschermbuis (schuif langs de laboratoriumtafel voor horizontale ondersteuning).
2. Houd de micro-elektrode rechtop (punt naar boven gericht) en vul de beschermbuis voorzichtig met steriel water. Sluit de beschermbuis aan op de stop waarmee de elektrode is geleverd. Zorg ervoor dat eventuele gaten in de beschermbuis zijn afgedicht met isolatietape. Bewaar in een onbreekbare doos tot het volgende gebruik.
   NOTITIE: Het wordt aanbevolen om de originele doos te gebruiken waarin de elektroden zijn geleverd, omdat deze beschermende inzetstukken bevat die zijn ontworpen om de elektroden op hun plaats te houden wanneer ze worden opgeborgen.
3. Bewaar de referentie-elektrode in een bekerglas of maatcilinder gevuld met een 3M KCl-oplossing. Bedek het bekerglas/de maatcilinder met parafilm om verdamping van de oplossing te voorkomen.
   NOTITIE: Als u een maatcilinder gebruikt, wordt aanbevolen om deze met tape aan de laboratoriumtafel te bevestigen om onbedoelde beweging te voorkomen.

7. Methylrode injectie (optioneel)

OPMERKING: Methylrood is een colorimetrische indicatorkleurstof die kan worden gebruikt om de metingen van de micro-elektrode te valideren.

1. Vul een glazen capillair van 2 μl met steriele minerale olie, laad het op een micromanipulatorgestuurde nL-autoinjector en vul het vervolgens met een oplossing die 0,02% methylrood en 150 mM HCl bevat.
   OPMERKING: De oplossing moet rood/roze lijken terwijl deze zich in het capillair bevindt vanwege de zuurgraad van de HCl.
2. Injecteer organoïden met een diameter van ten minste 300 μm met 9,2 μl van de oplossing²⁵.
3. Maak foto's of video's met een camera die is aangepast aan de stereomicroscoop (Figuur 2G).

Resultaten

De afscheiding van zuur is een cruciale functie van de menselijke maag. In hoeverre zuursecretie in organoïden kan worden gemodelleerd, is echter nog een punt van discussie 6,32,33,34. Daarom hebben we het hierboven beschreven protocol ontwikkeld om de zuurproductie in maagorganoïden nauwkeurig te meten. We gebruikten met name niet-gestimuleerde, van volwassen stamcellen afgeleide organoïden die waren gekweekt onder standaard expansieomstandigheden en die meerdere keren waren gepasseerd, wat leidde tot pariëtaal celverlies³⁵. Daarom werd de aanwezigheid van zuurafscheidende pariëtale cellen en actieve zuurafgifte niet verwacht in ons modelsysteem.

Voor onze experimenten gebruikten we organoïden met een diameter tussen 200 μm en 1.000 μm gezaaid op schaaltjes met glazen bodem. Eerst hebben we twee verschillende tipmaten getest voor de micro-elektroden: een pH-25 met een tipdiameter van 25 μm en een pH-50 met een tipdiameter van 50 μm. Zoals te zien is in figuur 2A, was er geen significant verschil tussen metingen verkregen met de kleinere in vergelijking met de grotere tips. Interessant is dat de basislijn pH in de organoïden de neiging had om licht alkalisch te zijn op ~pH 8. Met behulp van de 25 μm pH-25 tip hebben we vervolgens de variatie in luminale pH beoordeeld binnen verschillende tien organoïden die op dezelfde kweekplaat worden gehouden, met drie metingen verkregen van elke organoïde (Figuur 2B). Binnen één plaat vertoonde de luminale pH van individuele organoïden slechts kleine, niet-significante variaties (8,16 ± 0,12; p ≥0,0445-0,99) (Figuur 2B). We vergeleken ook intraluminale pH-metingen binnen vijf verschillende organoïde lijnen met passages variërend van 3 tot 16 (Figuur 2C). Nogmaals, we vonden consistente pH-metingen binnen elke cultuur, maar een aanzienlijke variabiliteit tussen organoïde lijnen. De luminale pH bleef echter over het algemeen tussen pH 7,3 en pH 8,2, binnen één orde van grootte, en er was geen duidelijke trend voor de gemiddelde pH bij het vergelijken van vroege tot late passagenummers (Figuur 2C). Vervolgens vroegen we ons af of de pH van het organoïde lumen direct gerelateerd was aan de pH van de organoïde expansiemedia en extracellulaire matrix (ECM). Vergelijking tussen de media, de ECM rond de organoïden en het organoïde lumen onthulde significante verschillen in pH, waarbij de luminale pH van de organoïden lager was dan die van de ECM, en de ECM pH lager dan die van de omringende organoïde expansiemedia (Figuur 2D), wat suggereert dat de luminale pH van de organoïden fysiologisch relevant was in plaats van direct bepaald door de kweekomgeving. In zes onafhankelijke experimenten hebben we een gemiddelde luminale pH gemeten die bijna neutraal was op 7,13 ± 0,09.

Een gemotoriseerde micromanipulator werd gebruikt om pH-metingen van het organoïde lumen met een grotere ruimtelijke resolutie te verkrijgen. Deze benadering is relevant als de pH of andere gradiënten binnen het met slijm gevulde organoïde lumen²⁹ moeten worden geregistreerd. Figuur 2E toont twee representatieve reeksen pH-metingen in grote organoïden (>1.000 μm diameter), die het toegangspunt tot elke organoïde aantonen en eindigen op een diepte van ~800 μm. Omdat de twee geprofileerde organoïden niet dezelfde diameter hadden, zijn de afmetingen niet direct vergelijkbaar. Hoe dan ook, we tonen bewijs van een lichte pH-gradiënt van Δ0,6 tussen het epitheeloppervlak en het diepere organoïde lumen (Figuur 2E). Om de haalbaarheid te bepalen van het uitvoeren van pH-metingen in de organoïden in de loop van de tijd, waardoor metingen van behandelingsreacties in realtime zouden kunnen worden uitgevoerd, registreerden we de intraluminale pH in een representatieve organoïde gedurende ongeveer 20 minuten en ontdekten we dat de meting zeer consistent bleef na een initiële aanpassingsperiode (Figuur 2F). Om de luminale pH-metingen met een onafhankelijke methode te valideren, gebruikten we een pH-gevoelige colorimetrische kleurstof (methylrood) die we in het organoïde lumen injecteerden met behulp van een op een micromanipulator gemonteerde nanoliter autoinjector (Figuur 2G). De gele kleur van de kleurstof bevestigde dat het organoïde lumen een pH >6,2 had, consistent met de micro-elektrodemetingen die een bijna neutrale pH vertoonden. Over het algemeen illustreren deze representatieve resultaten de haalbaarheid en reproduceerbaarheid van pH-metingen op basis van micro-elektroden in organoïde culturen.

Figuur 1: Overzicht van de methode. (A) Schematisch diagram van de opstelling van de profilering. De micro-elektrode in figuur 1A is afkomstig van de Unisense-website. ³⁶ (B) Representatief beeld van de organoïdecultuur die klaar is voor profilering, omringende ECM en omringende media (schaalbalk = 5 mm). (C) Voorbeeld van de juiste positionering van de micro-elektroden ter voorbereiding op het sonderen van organoïden (schaalbalk = 500 μm). Afkorting: ECM = extracellulaire matrix. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2: Validatie van microsensorprofilering in menselijke maagorganoïden. (A) Vergelijking van pH-metingen in het midden van het lumen met behulp van 25 μm (pH-25) en 50 μm (pH-50) micro-elektrodetips. Gegevens van 10 individuele organoïden, elk afkomstig van een enkel representatief experiment. (B) Er werden drie replicate pH-metingen verkregen voor 10 individuele organoïden. Eenrichtings-ANOVA met meerdere vergelijkingen (p = 0,1229). (C) pH-metingen verkregen met een pH-25-elektrode zijn consistent binnen elk van de vijf organoïde lijnen die zijn geanalyseerd bij verschillende doorgangsnummers; 4-10 organoïden gemeten per lijn op basis van grootte en beschikbaarheid. One-way ANOVA met meerdere vergelijkingen (p < 0,0001). (D) pH-metingen in maagorganoïden en de omringende Matrigel en media (n = 6 onafhankelijke experimenten). Metingen verkregen door het penetreren van maagepitheliale organoïden met een pH-25. Elk datapunt is het gemiddelde van 10 individuele pH-metingen binnen een enkele organoïde. Enkele reis ANOVA (p < 0,0001). (E) Epitheel-tot-lumen pH-profielen van twee representatieve organoïden met behulp van een gemotoriseerde micromanipulator. (F) Stabiliteit van de pH in de tijd (~19,8 min) in één representatieve organoïde. (G) Micro-injectie van methylrode pH-indicatorkleurstof en HCl in het maagorganoïde lumen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

			Gever
Cijfer	Lijn	Passage	Geslacht	Leeftijd	Etniciteit
2EEN	35	6	F	40	B
2 miljard	7	15	F	26	B
	7	4	F	26	B
	1	16	F	45	C
	34	3	F	44	Onbekend
	35	6	F	40	B
2C	7	15	F	26	B
2D	36	1	Onbekend
	7	5	F	26	B
	37	1	Onbekend
	31	3	F	45	H
	7	9	F	26	B
	7	4	F	26	B
2e	10	15	F	43	Onbekend
2 septies	34	3	F	33	C
2G	7	5	F	26	B

Tabel 1.

Menselijk maag-organoïde expansiemedium (L-WRN)
L-WRN geconditioneerd medium	50%
Geavanceerde DMEM/F12	37%
Foetaal runderserum	10%
Penicilline/streptomycine	1%
L-glutamine	1%
Gentamycine	0.10%
Amfotericine B	0.10%
HEPES-buffer	0.40%
Y-27632	0.10%
SB-431542	0.10%

Tabel 2.

Aanvullende figuur S1: Expressie van ionentransporters in menselijke maagorganoïden. Relatieve kopienummers genormaliseerd naar 18S rRNA. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Aanvullende figuur S2: Menselijke maagorganoïde met vervormde architectuur na punctie met de pH-microsensorsonde. Schaalbalk = 1 mm. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Aanvullende video S1: Mislukte profileringspoging in een maagorganoïdecultuur. De micro-elektrode met een pH van 25 μm wordt handmatig naar de gewenste organoïde verplaatst. Na een mislukte poging als gevolg van een verkeerde inschatting van de hoek, wordt een andere hoek geprobeerd en wordt onthuld dat de organoïde de structurele integriteit mist om te worden geprofileerd (de bolvormige structuur is niet stevig en vervormt bij penetratie met de elektrode). De gebruiker verwijst vervolgens om naar een andere organoïde te proberen. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Discussie

Beperkte toegang tot de luminale ruimte van organoïden heeft ons begrip van de fysiologische dynamiek van deze micro-omgeving ernstig beperkt. Een betrouwbaar hulpmiddel voor functionele analyses van luminale fysiologie zal ons vermogen vergroten om organoïden te gebruiken als in vitro modellen voor fysiologie, farmacologie en ziekteonderzoek. Organoïden zijn zeer afstembare, fysiologisch relevante modellen met het extra potentieel om genetische variabiliteit binnen de menselijke populatie te repliceren. Bestaande methoden voor pH-meting in het organoïde lumen hebben pH-gevoelige kleurstoffen of nanodeeltjes gebruikt, methoden die vaak moeten worden gekoppeld aan fluorescentiemicroscopie of spectroscopie 16,17,37. De beschreven profileringsmethode op basis van microsensoren biedt een nieuwe route voor het meten van de intraluminale pH van gastro-intestinale organoïden met nieuwe ruimtelijke precisie. Onze methode demonstreert een consistente en betrouwbare meting van de luminale pH van gastro-intestinale organoïden, evenals bewijs van een pH-gradiënt. In niet-gepubliceerde experimenten bevestigden we de expressie van SLC-familiegenen SLC4A2 en 26A7, waarvan bekend is dat ze verantwoordelijk zijn voor bicarbonaatsecretie, evenals SLC9A3, 9A4 en 9A8 die verantwoordelijk zijn voor protonenuitwisseling (aanvullende figuur S1)38,39,40,41. Onze studies suggereren een overwicht van bicarbonaatsecretie en een gebrek aan pariëtale cellen in onze organoïden, wat de alkaliteit kan verklaren.

Het is belangrijk om ervoor te zorgen dat de gebruikte micro-elektroden geschikt zijn voor organoïde microprofilering - dit omvat het selecteren van de juiste tipdiameter. We hebben zowel tips van 25 μm als tips van 50 μm geprobeerd en hebben vergelijkbare resultaten behaald (Figuur 2A), maar besloten om verder te gaan met de kleinere tipgrootte volgens het advies van de fabrikant, omdat werd verwacht dat deze minder invasief zou zijn en een hogere ruimtelijke resolutie zou bieden, aangezien de metingen worden gemiddeld over het afgeschuinde tipgebied. Als nadeel zijn kleinere tips echter kwetsbaarder. Bij het bepalen van de gewenste ruimtelijke resolutie moet rekening worden gehouden met de grootte van de organoïde.

Een cruciale stap in het protocol was het waarborgen van het vermogen om onderscheid te maken tussen de intraluminale pH van de organoïde en de pH in de ECM en vervolgens in het omringende kweekmedium. Je zou een redelijke hoeveelheid metabolietflux in en uit de organoïden verwachten⁴². We verwachten dat de pH van een organoïde wordt beïnvloed door zijn omgeving en ontdekten dat de organoïden consistent minder alkalisch waren dan hun omgeving in zes onafhankelijke experimenten (Figuur 2D). Bovendien is stabiliteit bij het profileren net zo belangrijk als bij de kalibratie van de sensor.

Van weefselafgeleide organoïden wordt verwacht dat ze een zekere mate van variabiliteit tussen donoren vertonen, dus het is essentieel om elke organoïdelijn bij aanvang te profileren voordat experimentele interventies zoals medicamenteuze behandeling worden toegepast⁴³. We veronderstellen dat fluctuaties in pH binnen een organoïdecultuur te wijten kunnen zijn aan lokale ionengradiënten op microschaal en de heterogene verdeling van luminaal slijm zoals bepaald door immunofluorescentie en immunohistochemische kleuring (niet-gepubliceerde gegevens). De waargenomen variaties in pH tussen individuele organoïdelijnen en passages kunnen te wijten zijn aan individuele verschillen in celsamenstelling en secretoire activiteit van de organoïden. We ontdekten ook dat sommige organoïde lijnen inherent moeilijker te penetreren waren dan andere. Evenzo kunnen sommige hun structurele integriteit verliezen en instorten bij het invoeren van de elektrode (aanvullende afbeelding S2 en aanvullende video S1). Dit lijkt niet geassocieerd te zijn met de passage van organoïden, maar is het meest waargenomen bij organoïden met een diameter van meer dan ~1,5 mm. In een eerdere studie toonden we aan dat het slijm in de organoïden heterogeen verdeeld was²⁹. Door deze heterogeniteit wordt het moeilijk om te bepalen of (of in welke mate) slijmverdeling een meting heeft beïnvloed.

Microsensoren zijn minimaal invasieve instrumenten die organoïde intraluminale fysiologie met hoge snelheid en hoge ruimtelijke resolutie kunnen profileren. Dergelijke sensoren verstoren ook geen chemische gradiënten en zijn minimaal gevoelig voor turbulentie in de betreffende micro-omgeving. Het kleine ontwerp wordt mogelijk gemaakt door de sensorelektrode te scheiden van de referentie-elektrode - standaard pH-sondes voor laboratoria combineren deze twee elektroden, wat leidt tot een groter formaat. Optische pH- en_{O2-nanosensoren} voor intracellulaire metingen zijn ontwikkeld door de Cash-groep aan de Colorado School of Mines en zijn succesvol geweest in het meten van metabolieten in zowel muis- als biofilmmodellen. Vanwege de heterogeniteit in het organoïde lumen kunnen dergelijke sensoren echter tot niet-interpreteerbare resultaten leiden¹⁷. McCracken et al. analyseerden de luminale pH in embryonale stamcel-afgeleide maagorganoïden door SNARF-5F te injecteren en de pH-gevoelige kleurstof te visualiseren met real-time confocale microscopie³⁷. Met name de door McCracken gerapporteerde metingen leken sterk op de pH-waarden die in onze huidige studie werden verkregen (Figuur 2B,C). Onze techniek zou misschien kunnen worden toegepast in een monolaagarchitectuur, met een meer verticale opstelling zoals bij biofilmprofilering, hoewel dit een risico kan inhouden dat de elektroden beschadigd^{raken 44}. Toekomstige studies kunnen ook sequentiële metingen van de pH over meerdere dagen omvatten om veranderingen in verband met celontwikkeling te beoordelen. Aangezien middelgrote organoïden over het algemeen herstellen en genezen na sonderen, zou één organoïde theoretisch meerdere keren kunnen worden gesondeerd zolang de steriliteit van de culturen kan worden gehandhaafd. Naarmate we ons begrip van de pH-dynamiek in organoïde modellen verfijnen, moet ruimtelijke resolutie een prioriteit zijn voor het nauwkeurig in kaart brengen van de complexe en historisch ontoegankelijke 3D-micro-omgeving binnenin.

Samenvattend biedt dit protocol een gedetailleerde methode voor nauwkeurige metingen van pH met een hoge spatiotemporele resolutie met behulp van pH-micro-elektroden die op een micromanipulator en een stereomicroscoop zijn gemonteerd. Deze methode is gevalideerd met van menselijke volwassen stamcellen afgeleide organoïden en is geschikt voor epitheelorganoïden met een diameter van ten minste 200 μm die een duidelijk lumen hebben. We verwachten dat door alternatieve micro-elektroden te selecteren, deze methode gemakkelijk kan worden aangepast aan andere soorten organoïden en het meten van alternatieve verbindingen, zoals NO of O₂.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
3 M KCl	Unisense
5 mL Wobble-not Serologische Pipet, individueel verpakt, papier/plastic, zak, steriel	CellTreat	229091B
10 mL Wobble-not Serologische Pipet, individueel verpakt, papier/plastic, zak, steriel	CellTreat	229092B
15 mL Centrifugeerbuis - Schuimrek, steriel	CellTreat	229412
24 Well Tissue Cultuurplaat, steriele	CellTreat	229124
25 mL Wobble-not Serologische Pipet, individueel verpakt, papier/plastic, zak, steriel	CellTreat	229093B
35 mm Schaaltje | Nr. 1,5 Dekglas | 20 mm glazen diameter | Ongecoat	MatTek	P35G-1.5-20-C
50 mL Centrifugeerbuis - Schuimrek, steriel	CellTreat	229422
70% Ethanol	BP82031GAL	BP82031GAL
70 µm Celzeef, individueel verpakt, steriel	CellTreat	229483
1.000 µL Verlengde lengte lage retentie pipettentips, gestald, steriel	CellTreat	229037
Amphotericin B (Fungizone) Oplossing	HyClone Laboratories, Inc	SV30078.01
Bioveiligheidskast	Nuaire	NU-425-600	Klasse II Type A/B3
Bovien Serum Albumine	Fisher Bioreagents	BP1605-100
Celherstel oplossing	Corning	354253	Cel dissociatie oplossing
DMEM/F-12 (Advanced DMEM)	Gibco	12-491-015
Dulbecco's Aanpassing van Eagles Medium (DMEM)	Fisher Scientific	15017CV
Foetaal bovien serum	HyClone Laboratories, Inc	SH30088
G418 Sulfaat	Corning	30-234-CR
Gentamycin sulfaat	IBI Scientific	IB02030
HEPES, Vrije Zuur	Cytiva	SH30237.01
HP Pavilion 2-in-1 14" Laptop Intel Core i3	HP	M03840-001
Zoutzuur	Fisher Scientific	A144C-212
Incubator	Fisher Scientific	11676604
iPhone 12 camera	Apple
L-glutamine	Cytiva	SH3003401
Grote Kimberly-Clark Professional Kimtech Science Kimwipes Delicate Task Wipers, 1-Ply	Fisher Scientific	34133
M 205 FA Stereomicroscoop	Leica
Matrigel Membraan Matrix 354234	Corning	CB-40234
MC-1 UniMotor Controller	Unisense
Methyl rood
MM33 Micromanipulator	Marzhauser Wetzlar	61-42-113-0000	Rechtshandig
MS-15 Gemotoriseerde Stage	Unisense
Nanoject-II	Drummond	3-000-204	Nanoliter auto-injector
Penicilline/Streptomycine (10.000 U/mL)	Gibco	15-140-148
pH Microelektroden	Unisense	50-109158, 25-203452, 25-205272, 25-111626, 25-109160	SensorTrace software is niet compatibel met Apple computers
Referentie Elektrode	Unisense	REF-RM-001652	SensorTrace software is niet compatibel met Apple computers
SB 431542	Tocris Bioscience	16-141-0
Smartphone Camera Adapter	Gosky
Specificaties Laboratorium Stand LS	Unisense	LS-009238
Trypsine-EDTA 0,025%, fenolrood	Gibco	25-200-056
UniAmp	Unisense	11632
United Biosystems Inc MINI CELL SCRAPERS 200/PK	Fisher	MCS-200
Y-27632 dihydrochloride	Tocris Bioscience	12-541-0
µSensor Kalibratie Kit	Unisense/ Mettler Toledo	51-305-070, 51-302-069	pH 4,01 en 9,21, 20 mL verpakkingen