Dit protocol beschrijft een methode om in vivo opnames van één neuron met hoge dichtheid te verkrijgen van de hersenstam van muizen met een hoofdfixatie. Deze benadering wordt gebruikt om het afvuren van het actiepotentiaal van neuronen in het ventrolaterale periaqueductale grijs te meten - een hersenstamgebied dat inactief is tijdens de Rapid Eye Movement (REM)-slaap - voor en tijdens algemene anesthesie.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Acute single-unit multi-elektrode-opnames van de hersenstam van muizen met een hoofdfixatie
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Opnames op basis van silicium met meerdere elektroden worden steeds populairder voor het bestuderen van neuronale activiteit bij de temporele resolutie van actiepotentialen in veel hersengebieden. Het registreren van neuronale activiteit van diepe caudale structuren zoals de hersenstam met behulp van meerkanaalssondes blijft echter een uitdaging. Een belangrijk punt van zorg is het vinden van een traject voor het inbrengen van de sonde dat grote bloedvaten vermijdt, zoals de superieure sagittale veneuze sinus en de transversale veneuze sinus. Het verwonden van deze grote aderen kan uitgebreide bloedingen, schade aan het onderliggende hersenweefsel en mogelijk de dood veroorzaken. Deze benadering beschrijft het richten op hersenstamstructuren door voorste coördinaten te koppelen aan een schuine benadering, waardoor de opnamesonde de hersenen kan binnendringen onder vasculaire structuren met een hoog risico. Vergeleken met een strikt verticale benadering, maximaliseert de schuine benadering het aantal hersengebieden dat kan worden aangevallen. Met behulp van deze strategie kan het ventrolaterale periaqueductale grijs (vlPAG), een hersenstamgebied dat verband houdt met REM-slaap, reproduceerbaar en betrouwbaar worden benaderd om single-unit, multi-elektrode-opnames te verkrijgen bij muizen met een hoofdfixatie voor en tijdens sevofluraan-anesthesie. De mogelijkheid om neuronale activiteit in de vlPAG en omliggende kernen met hoge temporele resolutie vast te leggen, is een stap voorwaarts in het bevorderen van het begrip van de relatie tussen REM-slaap en anesthesie.
Inleiding
Opnames op basis van silicium met meerdere elektroden worden steeds populairder om neuronale activiteit te meten in veel hersengebieden met een resolutie van één actiepotentiaal 1,2,3,4. In het afgelopen decennium is de opnametechnologie met hoge dichtheid aanzienlijk gegroeid. De huidige op silicium gebaseerde opname-elektroden zijn geschikt vooropnameapparaten met een hoog aantal kanalen, optische vezels en elektrocorticografie (ECoG) 5,6. Bovendien maakt chronische implantatie van deze elektroden langdurige opnames mogelijk 7,8.
Ondanks recente technologische ontwikkelingen blijft het een uitdaging om diepe caudale structuren zoals de hersenstam te richten met meerkanaalssondes. Bij het richten op hersenstamstructuren zoals het ventrolaterale periacqueductale grijs (vlPAG), is een belangrijk obstakel het identificeren van een sondetraject dat grote bloedvaten vermijdt, bijvoorbeeld de superieure sagittale veneuze sinus en de transversale veneuze sinus. Letsel aan deze grote aderen kan uitgebreide bloedingen, schade aan het onderliggende hersenweefsel en zelfs de dood veroorzaken 9,10. We stellen voor om hersenstamstructuren van voorste coördinaten onder een hoek te richten, zodat de opnamesonde de hersenen kan binnendringen onder dergelijke risicovolle vasculaire structuren (zie figuur 1). Deze schuine benadering, vergeleken met een verticale, maximaliseert het aantal hersengebieden dat toegankelijk is voor opname. Bovendien, in experimentele omstandigheden waarin ECoG-opnames gewenst zijn, biedt de schuine anterieure benadering meer schedeloppervlak beschikbaar voor implantatie van de ECoG-headset, aangezien het craniotomievenster voor het inbrengen van de sonde meer naar voren is gepositioneerd10,11.
Het identificeren van de specifieke celgroepen en circuits die verantwoordelijk zijn voor door anesthesie geïnduceerde REM-slaapveranderingen blijft een belangrijk doel van anesthesieonderzoek. Het doel hier was dus om reproduceerbaar en betrouwbaar toegang te krijgen tot de vlPAG - een hersenstamgebied dat geassocieerd is met de REM-slaap - om opnames met meerdere elektroden uit één stuk te verkrijgen bij muizen die op het hoofd zijn gefixeerd voor en tijdens sevofluraananesthesie12,13. Eerdere studies hebben elektrofysiologische lokale veldpotentiaalmetingen (LFP) van de vlPAG bij wakkere muizen gebruikt om neurale toestandsveranderingen te identificeren die verband houden met anesthesie14,15. LFP-metingen zijn echter voornamelijk gevoelig voor synaptische activiteit, niet voor actiepotentialen, binnen het geregistreerde gebied16. Bijgevolg blijft er een beperkt begrip van hoe anesthetica de neurale activiteitspatronen die door vlPAG-neuronen worden geproduceerd, rechtstreeks beïnvloeden. Hier wordt een methode beschreven om opnames van één neuron met hoge dichtheid te verkrijgen uit de hersenstam van muizen met een hoofdfixatie. Deze methode kan ook worden aangepast om de activiteit van één neuron van verschillende andere diepe en achterste hersenstamstructuren vast te leggen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle studies werden goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Virginia (Charlottesville, Virginia). Vijf mannelijke C57BL/6J-muizen in de leeftijd van 3-7 maanden, met een gewicht van 25-30 g, werden gebruikt. De details van de reagentia en de apparatuur die hier worden gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.
1. Implantatie van hoofdplaat en headset
- Maak een ECoG-headset door perfluoralkoxy (PFA) gecoate roestvrijstalen draad te solderen aan een 3-pins connectorheader (Figuur 2A).
- Identificeer de invoegcoördinaten op basis van een stereotaxische atlas17 van muizen. Het gebruik van de stelling van Pythagoras om de hoek en diepte van het inbrengen van de sonde te berekenen - vooral wanneer er weinig informatie in de literatuur is - is een redelijk uitgangspunt (Figuur 1)18.
LET OP: Uiteindelijk zullen de coördinaten met vallen en opstaan worden aangepast. Om de vlPAG te targeten werden de volgende coördinaten gebruikt bij volwassen muizen: anteroposterior (AP) -3,6 mm, mediolateraal (ML) +0,5 mm, dorsoventraal (DV) -4 mm. De sonde werd in een hoek van 20° (AP) ingebracht. - Induceer algemene anesthesie door de muis in de inductiekamer te plaatsen (1,5%-3% isofluraan in zuurstof). Eenmaal verdoofd, plaatst u de muis in het stereotaxische frame, plaatst u de neus van het dier in de neuskegel en stabiliseert u het hoofd met hoofdstaven.
- Breng oogzalf aan op de ogen om beschadiging van het hoornvlies te voorkomen. Gebruik een temperatuurregelsysteem om de lichaamstemperatuur op 37 °C te houden.
- Breng ontharingscrème of scheervacht aan op de hoofdhuid en desinfecteer vervolgens met povidonjodium en 70% alcohol. Gebruik de 'tips only' aseptische techniek om een steriel operatieveld te onderhouden.
- Voer een teenknijptest uit om de diepte van de anesthesie te controleren.
- Analgesie toedienen: carprofen 2,5 mg/kg, subcutaan toegediend in de rug.
- Maak een incisie van 5 mm in de hoofdhuid om een cirkelvormig stukje huid boven de pariëtale en occipitale botten te verwijderen. Verwijder de hersenvliezen voorzichtig door ze met het scalpelmesje te schrapen.
- Gebruik het scalpelmesje om spieraanhechtingen door te snijden en de pariëtale en occipitale botten bloot te leggen19. Breng indien nodig waterstofperoxide aan om het bloeden onder controle te houden en het schedeloppervlak te drogen. Het is van cruciaal belang om tandheelkundig cement en hars op een droge schedel aan te brengen om een sterke hechting te bereiken.
- Identificeer eerst de bregma- en lambda-oriëntatiepunten op de schedel20. Pas vervolgens de positie van de neuskegel aan om de voorste-achterste positie van de schedel waterpas te zetten, en zorg ervoor dat er niet meer dan 100 μm hoogteverschil bestaat tussen de twee oriëntatiepunten.
- Om de mediaal-laterale positie van de schedel waterpas te zetten, kiest u twee tegenovergestelde punten tussen bregma en lambda, elk op 1 mm van de sagittale hechting en controleert u hun niveau. Als er meer dan 100 μm hoogteverschil tussen hen is, pas dan de mediaal-laterale positie van de schedel aan door de hoofdstaven te manipuleren.
- Meet de afstand tussen bregma en lambda en vergelijk deze met de afstand gerapporteerd in de stereotaxische atlas van Franklin-Paxinos (meestal 4,2 mm)17. Gebruik het verschil tussen de gemeten en gerapporteerde afstanden om uw AP-coördinaat proportioneel te schalen. Markeer craniotomiecoördinaten op de schedel met een gesteriliseerd potlood.
OPMERKING: Als de gemeten bregma-lambda-afstand afwijkt van 4,2 mm, moeten de coördinaten proportioneel worden geschaald. Alle AP-coördinaten die in een stereotaxische atlas worden gerapporteerd, komen overeen met een gestandaardiseerde bregma-lambda-afstand. Omdat de grootte van een muizenschedel variabel is, is het belangrijk om je coördinaten hierop aan te passen. - Plaats met behulp van een stereotaxische micromanipulator de kopplaat direct op de lambdahechting en bevestig deze aan de schedel door tandheelkundig cement op de kopplaat en eromheen aan te brengen (Figuur 3A,B). Laat het cement minstens 10 minuten drogen.
- Boor braamgaten (diameter van 0,5 mm) voor twee corticale elektroden (frontale en pariëtale cortex) en voor één die als referentie-elektrode zal dienen (cerebellum). Plaats de gestripte uiteinden (0,5 mm) van gecoate zilverdraadelektroden in de braamgaten en zet ze vast met ultraviolet licht-geactiveerde hars.
- Bedek de gecoate roestvrijstalen draden volledig met tandheelkundig cement zodat er geen draad bloot komt te liggen. Bedek de onderkant en zijkanten van de headset met tandheelkundig cement zodat deze stevig op zijn plaats zit. Zorg ervoor dat bregma- en lambdahechtingen zichtbaar blijven zodra de headset op zijn plaats is vastgezet (Figuur 2B).
- Laat de muis minimaal 7 dagen herstellen, onderzoek het dier en de operatieplaats dagelijks op eventuele onregelmatigheden. Dien indien nodig pijnstillers (Carprofen 2,5 mg/kg, SC) toe.
2. Plaatsing en opname van de siliciumsonde
- Wen de muis aan de opname-installatie en hoofdfixatie (ten minste 1,5 uur op twee afzonderlijke dagen) (Figuur 2D).
- Plaats de muis op de dag van de opname in de anesthesiekamer (isofluraan 1,5%-3% in zuurstof).
- Plaats de muis in een stereotaxisch frame, pas de neuskegel en de hoofdbalken aan zoals beschreven in 1.3. Handhaaf de anesthesie (isofluraan 1,5%-3% in zuurstof) tijdens de stereotaxische operatie. Voer een teenknijptest uit om de diepte van de anesthesie te controleren.
- Breng oogzalf aan op de ogen en zorg voor voldoende lichaamstemperatuur.
- Identificeer bregma en lambda en zorg ervoor dat er niet meer dan 100 μm hoogteverschil bestaat tussen de twee anatomische oriëntatiepunten.
- Zoek en markeer de berekende coördinaten op de schedel met een steriel potlood en maak vervolgens een omtrek van het craniotomievenster van 2 mm x 2 mm rond de coördinaten.
- Voer een teenknijptest uit om de diepte van de anesthesie te controleren.
- Gebruik een hogesnelheidsboor om een craniotomievenster van 2 mm x 2 mm te maken. Breng 0,5-1 ml normale zoutoplossing aan om te voorkomen dat het hersenoppervlak uitdroogt. Verwijder de dura met behulp van een injectiespuit en een fijne pincet.
OPMERKING: Let op grote bloedvaten (superieure sagittale sinus, transversale sinus) om overmatig bloeden te voorkomen (Figuur 3). - Gebruik een hogesnelheidsboor om een apart braamgat te maken voor de referentie-elektrode van de siliciumsonde, meestal ~1-2 mm van het schedelvenster.
- Breng 0,2 ml siliconenlijm met lage toxiciteit aan op de schedel om de craniotomie volledig af te dichten, met behulp van de bijgevoegde applicator.
- Laat de muis ongeveer 1 uur herstellen.
- Bevestig de kop van de muis aan de elektrofysiologische opname-installatie met behulp van de kopplaat en schroeven (Figuur 2D).
- Smeer de silicium sondeschacht in met de fluorescerende kleurstof DiI (1:4 DiI:Ethanol) zodat de sondebaan na het experiment kan worden gereconstrueerd.
- Monteer de sonde op de manipulator en stel de gewenste hoek in. Om de vlPAG te richten, werd een AP-hoek van 15-20° toegepast.
- Laat de opnamesonde zakken naar het hersenoppervlak in het midden van het schedelvenster. Plaats eerst de sonde handmatig tot een diepte van ~300 μm. Eenmaal op deze diepte ingebracht, laat u de sonde langzaam automatisch (bijv. 200 μm/min) zakken tot de beoogde diepte om weefselbeschadiging te minimaliseren21 (Figuur 2C).
NOTITIE: Handmatig inbrengen van de sonde wordt in eerste instantie aanbevolen. Het handmatig inbrengen van de sonde zorgt ervoor dat de sonde kan worden gestopt en ingetrokken als deze buigt bij de eerste inbreng. Zodra de sonde volledig in het weefsel is doorgedrongen, is het over het algemeen veilig om de sonde in de automatische modus te blijven afdalen. - Breng minerale olie aan op het hersenoppervlak in het craniotomievenster om uitdroging te voorkomen.
- Laat de opnamesonde 10 minuten na het inbrengen bezinken.
- Neem gegevens op van de siliciumsonde en ECoG op 30kHz met behulp van een Intan Recording Controller.
- Gebruik 1-2 uur na de opname de transcardiale perfusietechniek om de hersenen te fixeren in 4% paraformaldehyde22.
OPMERKING: Vanwege het cement kan het moeilijk zijn om het rostrale deel van de schedel te verwijderen. Daarom verdient het de voorkeur om de hersenen weg te snijden door de dorsale delen van de schedel te verwijderen. - Onthoofd de muis, snijd de huid langs de middellijn aan de dorsale zijde, van de nek tot de onderkaak. Verwijder spieren en weefsel dat aan de schedel is bevestigd, snijd de onderkaak af voor gemakkelijkere toegang tot de hersenen.
- Als de perfusie correct wordt uitgevoerd, zouden de hersenen een beetje moeten krimpen, waardoor er voldoende ruimte overblijft om een fijne schaar in het dorsale deel van het foramen magnum te plaatsen. Maak een mediale snede, een laterale en een contralaterale snede, ongeveer 1 mm groot, in het achterhoofdsbeen.
- Verwijder voorzichtig het dorsale deel van de schedel met behulp van een oogheelkundige pincet. Begin bij het achterhoofdsbeen, verwijder alle schedelfragmenten totdat het hele dorsale deel van de hersenen bloot ligt.
- Schuif een microspatel onder de hersenen, beginnend bij de reukbollen om de hersenen eruit te scheppen.
- Eenmaal geperfundeerd en verwijderd, kunnen de hersenen 24-48 uur worden opgeslagen in 4% paraformaldehyde bij 4 °C.
3. Histologie voor reconstructie van het sondetraject
- Verdeel de hersenen in coronale secties van 70 μm met behulp van een vibratoom.
- Monteer de secties op objectglaasjes met behulp van een DAPI-montagemedium dat de celkernen kleurt. Dekglaasje en verzegel de dia's met doorzichtige nagellak.
- Bekijk de objectglaasjes met een fluorescentiemicroscoop. Pas het contrast/de helderheid aan zodat de sondesporen duidelijk zichtbaar zijn. Zorg ervoor dat de resulterende tiff-afbeeldingsbestandsgroottes kleiner zijn dan 10 MB, zodat MATLAB-codes soepel werken. Reconstrueer de sondesporen met behulp van een MATLAB-code23.
4. Analyse van elektrofysiologische gegevens
- Analyseer geregistreerde neurale signalen van de siliciumsonde met behulp van een offline detectie- en automatische sorteersoftware (Kilosort)24.
- Detecteerde clusters handmatig classificeren met Phy als multi- of enkele eenheden25. Classificeer clusters als afzonderlijke eenheden wanneer ze een fysiologische spike-golfvormvorm hebben, een refractaire periode in het cross-correlogram vertonen en een normale verdeling van de amplitudeweergave.
- Importeer gegevens van één eenheid naar MATLAB en analyseer23.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Aan vijf mannelijke C57BL/6J werd een ECoG-headset en kopplaat geïmplanteerd (Figuur 4A). Na herstel waren de muizen gewend aan hoofdfixatie en de elektrofysiologische opnameopstelling gedurende twee sessies van 1,5 uur op afzonderlijke dagen (Figuur 4B). Vervolgens werd een craniotomievenster van 2 mm x 2 mm gemaakt (Figuur 4C) en werd een siliciumsonde ingebracht met de muis wakker en met het hoof...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Hersenstamkernen bemiddelen fundamentele functies zoals ademhaling, bewustzijn en slaap 26,27,28. De locatie van de hersenstam (diep en posterieur) vormt een uitdaging bij het bestuderen van de neuronale activiteit in vivo met behulp van standaardtechnieken. Hier wordt een schuine anterieure benadering gepresenteerd om reproduceerbare opname van één eenheid mogelijk te maken in muizen m...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen of andere belangenconflicten op grond van dit werk.
Dankbetuigingen
Figuur 1, Figuur 3, Figuur 4, Figuur 8 en Figuur 9 zijn gemaakt met BioRender.com. We willen Scott Kilianski bedanken voor de hulp bij MATLAB-code en het delen van zijn scripts. We danken Anna Grace Carns voor haar hulp bij de reconstructie van het sondetraject.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 1024 channel RHD Recording Controller | Intan Technologies, Los Angeles, California, USA | C3008 | Silicon probe recording; recording hardware en software |
| 24 mm x 50 mm No. 1.5 VWR coverslip | VWR, Radnor, Pennsylvania, USA | 48393-081 | Histologie |
| 4% PFA in PBS | ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA | J61899.AK | Histologie; perfusieoplossing |
| C&B metabond | Patterson Dental, Richmond, Virginia, USA | poeder: 5533559, snelle basis: 5533492, katalysator: 55335007 | Headplate &Headset Implantatie |
| C57/6J muizen 4-6 weken, mannetjes | The Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine, USA | 000664 | |
| Capnomac Ultima | Datex, Helsinki, Finland | ULT-SVi-27-07 | Gas Analyzer; uit productie; alternatieve gas analyzer kan worden gekocht bij Bionet America |
| CM-DiI | ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA | V22888 | Rode fluorescente kleurstof voor het coaten van de silicium sonde |
| Connector Header | DigiKey, Thief River Falls, Minnesota, USA | 1212-1788-ND | ECoG Headset |
| DAPI Fluoromount-G | SouthernBiotech, Birmingham, Alabama, USA | 0100-20 | Histologie |
| iBOND Universal | Patterson Dental, Richmond, Virginia, USA | 044-1113 | Headplate &Headset Implantatie; voor het bevestigen van roestvrijstalen draden op de schedel |
| Low toxicity siliconen lijm | World Precision Instruments, Sarasota, Florida, USA | KWIK-SIL | Headplate |
| Micro-Manipulator Systeem | New Scale Technologies, Victor, New York, USA | Multi-Probe Manipulator: XYZ Stage Assembly: 06464-0000, MPM System Kit: 06267-3-0001, MPM-Platform-360, MPM ring voor MPM Manual Arms, MPM_Ring-72 DEG: 06262-3-0000 | Silicone probe recording; het inbrengen van de sonde in de hersenen |
| Microprobes | UCLA, Los Angeles, California, USA | 256 ANS, 64M | Uit productie; alternatieve silicium sondes kunnen worden gekocht bij Neuropixels |
| Mineralolie | Sigma Aldrich, Saint Luis, Missouri, USA | M8410-100ML | Silicone probe recording; het voorkomen dat het weefsel uitdroogt tijdens de opname |
| Normale zoutoplossing | ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA | Z1376 | Headplate &Headset Implantatie; het voorkomen dat de hersenen uitdrogen tijdens de operatie |
| PFA-Coated roestvrijstalen draad-Diameter 0,008 inch bedekt met gestreepte uiteinden | A-M systems, Sequim, Washington, USA | 791400 | ECoG Headset & referentie-elektrode voor ECoG |
| Platinum draad 24AWG | World Precision Instruments, Sarasota, Florida, USA | PTP201 | Referentie-elektrode voor de silicium probe opname |
| Shandon Colorfrost Plus microscoopglazen | ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA | 99-910-01 | Histologie |
| Roestvrijstalen Headplate | Star Rapid, China | op maat gemaakt onderdeel | Headplate &Headset Implantatie; ontwerp beschikbaar op aanvraag |
| Stereotactisch apparaat | KOPF, Tujunga, California, USA | Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | Headplate &Headset Implantatie |
Referenties
- Wu, F., et al. Monolithically integrated µLEDs on silicon neural probes for high-resolution optogenetic studies in behaving animals. Neuron. 88 (6), 1136-1148 (2015).
- Hong, G., Lieber, C. M. Novel electrode technologies for neural recordings. Nat Rev Neurosci. 20 (6), 330-345 (2019).
- Li, N., Daie, K., Svoboda, K., Druckmann, S. Robust neuronal dynamics in premotor cortex during motor planning. Nature. 532 (7600), 459-464 (2016).
- Kipke, D. R., et al. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: New horizons and clinical opportunities. J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).
- Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Curr Opinion Neurobiol. 50, 92-100 (2018).
- Nunez-Elizalde, A. O., et al. Neural correlates of blood flow measured by ultrasound. Neuron. 110 (10), 1631-1640.e4 (2022).
- Yang, L., Lee, K., Villagracia, J., Masmanidis, S. C. Open source silicon microprobes for high throughput neural recording. J Neural Eng. 17 (1), 016036(2020).
- Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
- Augustinaite, S., Kuhn, B. Chronic cranial window for imaging cortical activity in head-fixed mice. STAR Protoc. 1 (3), 100194(2020).
- Dias, M., et al. Transection of the superior sagittal sinus enables bilateral access to the rodent midline brain structures. eNeuro. 8 (4), (2021).
- Gao, Z. R., et al. Tac1-expressing neurons in the periaqueductal gray facilitate the itch-scratching cycle via descending regulation. Neuron. 101 (1), 45-59.e9 (2019).
- Atluri, N., et al. Anatomical substrates of rapid eye movement sleep rebound in a rodent model of post-sevoflurane sleep disruption. Anesthesiology. 140 (4), 729-741 (2023).
- Weber, F., Dan, Y. Circuit-based interrogation of sleep control. Nature. 538 (7623), 51-59 (2016).
- Frontera, J., et al. Bidirectional control of fear memories by cerebellar neurons projecting to the ventrolateral periaqueductal grey. Nat Commun. 11 (1234567890), (2020).
- Weber, F., et al. Regulation of REM and Non-REM sleep by periaqueductal GABAergic neurons. Nat Commun. 9 (1), 354(2018).
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
- Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Elsevier, AP. Amsterdam. (2008).
- Pythagorean theorem. , Available from: https://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Pythagorean_theorem&oldid=1222259845 (2024).
- The Anatomy of the Laboratory Mouse. , Available from: https://www.informatics.jax.org/cookbook/chapters/skeleton.shtml (2024).
- Cecyn, M. N., Abrahao, K. P. Where do you measure the Bregma for rodent stereotaxic surgery. IBRO Neurosci Rep. 15, 143-148 (2023).
- Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Sci Rep. 9, 111(2019).
- Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-protocol. 11 (5), e3988(2021).
- Peters, A. petersaj/AP_histology. , https://github.com/petersaj/AP_histology (2024).
- Pachitariu, M., Sridhar, S., Stringer, C. Solving the spike sorting problem with Kilosort. , (2023).
- Akam, T., Walton, M. E. pyPhotometry: Open source Python based hardware and software for fiber photometry data acquisition. Sci Rep. 9 (1), 3521(2019).
- Leiras, R., Cregg, J. M., Kiehn, O. Brainstem circuits for locomotion. Ann Rev Neurosci. 45 (2022), 63-85 (2022).
- Benarroch, E. E. Brainstem integration of arousal, sleep, cardiovascular, and respiratory control. Neurology. 91 (21), 958-966 (2018).
- Guyenet, P. G., Bayliss, D. A. Neural control of breathing and CO2 homeostasis. Neuron. 87 (5), 946-961 (2015).
- Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. J Neural Eng. 9 (4), 046020(2012).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
