Hier presenteren we een geoptimaliseerd en effectief protocol voor de intraveneuze injectie van cellen of farmacologische middelen in volwassen zebravissen, wat resulteert in verbeterde celtransplantatie en verhoogde overlevingskansen van de behandelde zebravissen.
Methodenartikel
Geoptimaliseerde intraveneuze injectie bij volwassen zebravissen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Intraveneuze (IV) injectie wordt algemeen erkend als de meest effectieve en meest gebruikte methode voor het bereiken van systemische toediening van stoffen in onderzoeksmodellen bij zoogdieren. De toepassing ervan in volwassen zebravissen voor medicijnafgifte, stamceltransplantatie en regeneratieve en kankerstudies is echter beperkt vanwege de uitdagingen van hun kleine lichaamsgrootte en ingewikkelde bloedvaten. Om deze beperkingen te overwinnen, zijn in het verleden alternatieve injectietechnieken zoals intracardiale en retro-orbitale (RO) injectie onderzocht voor stamceltransplantatie bij volwassen zebravissen. Deze technieken hebben echter hun nadelen, waaronder de noodzaak van nauwgezette injectietechnieken of een verhoogd risico op sterfte.
In deze studie hebben we een verfijnde en geoptimaliseerde IV-injectieprocedure ontwikkeld die specifiek is afgestemd op volwassen zebravissen, om de uitdagingen aan te pakken die gepaard gaan met hun unieke anatomie. Om de effectiviteit van deze techniek aan te tonen, voerden we succesvolle IV-injecties uit van hele niermergcellen van Tg(mpo: EGFP) vis en FITC-dextran kleurstof in volwassen Casper-vissen . De daaropvolgende visualisatie van geïnjecteerde cellen en kleurstoffen met behulp van een fluorescentiemicroscoop bevestigde hun succesvolle levering en implantatie in de zebravis. Bovendien hebben we aangetoond dat in vergelijking met de intracardiale en RO-injecties, de IV-injectie resulteerde in verbeterde overlevingspercentages en implantatie-efficiëntie bij behandelde zebravissen. Deze aanpak maakt nauwkeurige afgifte en lokalisatie van stoffen mogelijk en biedt een groot potentieel voor grootschalige screening van geneesmiddelen en chemicaliën met behulp van volwassen zebravissen. Bovendien biedt de mogelijkheid om de geïnjecteerde cellen en kleurstoffen visueel te volgen onschatbare inzichten in hun implantatie, migratie en interacties met gastheerweefsels, waardoor een uitgebreidere evaluatie van therapeutische effecten en biologische processen in zebravismodellen mogelijk is.
Inleiding
Zebravis (Danio rerio) is naar voren gekomen als een waardevol modelorganisme in biomedisch onderzoek, voornamelijk vanwege de genetische gelijkenis met mensen, waarbij meer dan 70% van de menselijke genen zebravis-tegenhangers hebben 1,2. Deze genetische gelijkenis, gecombineerd met het compacte formaat, de snelle ontwikkelingscyclus en het vermogen tot uitgebreide genetische manipulatie van zebravissen, maakt het een krachtig hulpmiddel voor wetenschappelijk onderzoek. Deze eigenschappen zijn vooral voordelig voor experimenten met celtransplantatie, medicijnafgifte en celtracering. Bovendien maakt de optische helderheid van transparante larven en specifieke pigmentatiemutanten, zoals de Casper-zebravis, een nauwkeurige visualisatie van getransplanteerde cellen of stoffen mogelijk, wat een efficiënter en kosteneffectiever alternatief biedt voor traditionele diermodellen.
Zebravissen worden veel gebruikt om kankertransplantatiemodellen te ontwikkelen en om medicijnscreenings uit te voeren voor ernstige ziekten zoals glioom, melanoom, pancreastumoren en leukemie 3,4,5,6,7,8,9,10. Meestal worden deze modellen in het larvale stadium gestart om te profiteren van het onvolgroeide immuunsysteem en de inherente transparantie van de larven, wat het injectieproces vereenvoudigt en de haalbaarheid van kortetermijnstudies vergroot. Het gebruik van larven beperkt echter de duur voor het beoordelen van implantatie en therapeutische interventies 7,11. De overgang van deze experimentele protocollen naar volwassen zebravissen brengt uitdagingen met zich mee, zoals complexere injectieprocedures, verminderde implantatie-efficiëntie, hogere sterftecijfers en grotere variabiliteit in individuele reacties. Deze uitdagingen benadrukken de kritieke behoefte aan verbeterde injectie- en stofafgiftetechnieken, met name voor studies met volwassen zebravissen die langere observatieperioden vereisen.
Historisch gezien waren intracardiale12 en retro-orbitale (RO) injecties13 de primaire methoden voor medicijnafgifte en celtransplantatie bij volwassen zebravissen. Intracardiale injectie, waarbij stoffen rechtstreeks in het hart worden geïnjecteerd, zorgt voor een onmiddellijke systemische circulatie van medicijnen, maar gaat gepaard met aanzienlijke risico's, waaronder mogelijk hartletsel en hoge mortaliteit. Aan de andere kant bevordert RO-injectie, die materialen naar de veneuze sinus achter het oog brengt, ook een snelle systemische distributie, maar kan stressvol zijn voor de vissen en vereist een hoge precisie bij de uitvoering14. IV-injecties, die algemeen bekend zijn voor systemische toediening van stoffen bij muizen en ratten, zijn cruciaal voor farmacokinetische onderzoeken, beoordelingen van de werkzaamheid van geneesmiddelen en therapeutische interventies in deze modellen 15,16,17,18. Onlangs hebben IV-injecties een prominente plaats gekregen in het onderzoek naar zebravissen, met name in onderzoeken naar aangeboren immuunresponsen19,20 en acuut nierletsel21 bij larvale zebravissen. Hun toepassing in volwassen zebravissen blijft echter beperkt.
In deze studie hebben we een IV-injectieprocedure ontwikkeld en geoptimaliseerd die speciaal is afgestemd op volwassen zebravissen, die de overlevingskansen, precisie en toedieningsefficiëntie aanzienlijk verbetert. We demonstreren deze methode visueel en leveren een gedetailleerd protocol met behulp van deze verfijnde techniek. We hebben met succes IV-injecties toegediend van hele niermergcellen (WKM) van Tg(mpo: EGFP) vis en FITC-dextran kleurstof bij volwassen Casper-vissen , waarbij bevestiging van levering en implantatie werd beoordeeld door middel van fluorescentiemicroscopie. Onze bevindingen tonen aan dat de verfijnde IV-injectietechniek efficiënter en consistenter is in vergelijking met de traditionele intracardiale en RO-methoden. Naarmate het gebruik van zebravissen in wetenschappelijk onderzoek zich blijft uitbreiden, zal de toepassing van deze verbeterde IV-injectietechniek waarschijnlijk ons begrip van de pathogenese van ziekten vergroten en de ontwikkeling van nieuwe therapeutische benaderingen versnellen.
Protocol
Alle dierproeven zijn goedgekeurd door het Committee of the Use of Laboratory and Research Animals (CULATR) van de Universiteit van Hong Kong (HKU).
1. Bereiding van injectiemateriaal
- Bereid het celsuspensiemedium voor: 0,9x PBS + 5% foetaal runderserum (FBS) + 1% penicilline/streptomycine (Pen/Streptokok).
- Steriliseer de Hamilton-spuit en de bevestigde naald (34 G, 10 mm lengte, capaciteit 10 μL, zie materiaaltabel) onder UV-licht met een golflengte van 270-280 nm en stel de items gedurende 2 uur bloot.
- Bereid gesteriliseerde wattenstaafjes, schuimrubberen pads en tissuepapier voor.
- Bereid het anesthesiemengsel voor door tricaine te verdunnen met gesteriliseerd viswater tot een eindconcentratie van 0,2 mg/ml.
- Voor de transplantatie van WKM-cellen in Casper-vissen dient u 2 dagen voor de transplantatie een subletale bestralingsdosis van 25 Gy toe, verdeeld over twee sessies van elk 12,5 Gy, gegeven op dezelfde dag met een interval van 7-8 uur tussen de doses. Plaats voor het bestralingsproces 5-10 volwassen vissen in een petrischaaltje van 100 mm met viswater en stel ze bloot aan een gammastraler.
OPMERKING: De dosis werd bepaald als subletaal op basis van overlevingsanalyse na blootstelling van Casper-vissen aan verschillende bestralingsniveaus tot 35 Gy, gecontroleerd gedurende 30 dagen (Figuur 1A). De exacte duur van de belichting moet worden gekalibreerd op basis van de instellingen van de bestraling. Er is geen bestraling nodig voor procedures waarbij alleen medicijnen worden toegediend. - Gebruik een stoomsterilisator voor laboratoriumautoclaaf om het viswater te steriliseren dat bedoeld is voor het huisvesten van behandelde vissen (zie materiaaltabel) om infecties te voorkomen en een veilige herstelomgeving voor de vissen na injectie te garanderen.
OPMERKING: Het sterilisatieproces is afgestemd op de specifieke autoclaafeenheid die wordt gebruikt en we houden ons aan de richtlijnen van de fabrikant voor het autoclaveren van vloeibare oplossingen om het viswater te bereiden. - Bereid de buffer voor voor het wassen van de naald: meerdere tubes van 75% ethanol en ultrapuur water in microcentrifugebuisjes van 1,5 ml.
- Bereid de transplantatiebuffer voor door FITC-Dextran (molecuulgewicht: 10.000) op te lossen in het eerder bereide celsuspensiemedium (0,9x PBS met 5% FBS en 1% Pen/Strep). Stel de concentratie in op 100 μg/ml.
OPMERKING: Deze buffer wordt gebruikt voor de injecties, met een gepland volume van 2 μL per vis.
2. Voorbereiding van het hele niermerg voor transplantatie
- Euthanaseer het benodigde aantal Tg(mpo: EGFP) vissen door ze onder te dompelen in een tricaïne-oplossing van 0,4 mg/ml, waarbij u ervoor zorgt dat ze ten minste 10 minuten in de oplossing blijven nadat de operculaire beweging is gestopt.
- Ontleed de Tg(mpo: EGFP) vis om het niermerg (KM) te isoleren en over te brengen naar het celsuspensiemedium in een microcentrifugebuis van 1,5 ml, zoals eerder beschreven22.
- Ontleed de KM-cellen door de suspensie te pipetteren en te filtreren door een nyloncelzeef van 40 μm.
- Centrifugeer de suspensie bij 500 × g gedurende 8 minuten.
- Gooi het bovenstaande weg en suspendeer de pellet opnieuw in 500 μl celsuspensiemedium.
- Tel de cellen met behulp van een geautomatiseerde teller met een aliquot van 10 μl van de celsuspensie.
- Centrifugeer opnieuw bij 500 × g gedurende 8 min.
- Pas de celconcentratie aan op 150.000 cellen/μL met behulp van de transplantatiebuffer.
3. Injectie procedure
- Was de Hamilton spuit 3-4x grondig met 75% ethanol voor de injectie. Spoel de spuit 3-4x af met ultrapuur water om eventuele ethanolresten te verwijderen.
- Dien anesthesie toe aan de zebravissen door ze onder te dompelen in het anesthesiemengsel totdat ze volledig verdoofd zijn, wat blijkt uit verminderde beweging en verlies van reflexreacties. Zodra de vissen verdoofd zijn, plaatst u ze met de dorsale kant naar boven en de kop naar links (Figuur 1B). Leg de vissen voorzichtig op schoon, vochtig tissuepapier, zodat ze kunnen stabiliseren voor de injectie. Zorg ervoor dat het weefsel voldoende vochtig is om uitdroging van de vissen te voorkomen, maar niet zo nat dat ze wegglijden.
- Pak de Hamilton-spuit stevig vast en kantel de naald in een hoek van ~45° ten opzichte van het primaire vat (de caudale ader) om deze effectief te richten en tegelijkertijd schade aan de omliggende weefsels te minimaliseren. Streef bij Capser-zebravissen naar een deel van het vat dat zichtbaar is door het doorschijnende lichaam voor een nauwkeurige plaatsing van de naald (Figuur 1B). Voor wildtype zebravissen (Tübingen, TU) met gepigmenteerde huid, streef naar primaire bloedvaten die zich langs de lichaamsas en achter de anus bevinden in het gebied van de primaire vaten (Figuur 1B). Steek de naald voorzichtig en soepel in het daarvoor bestemde vat, dien de injectie (2 μl) langzaam toe om stress te minimaliseren, zorg voor een optimale opname van de stof en oefen gedurende 10 s lichte druk uit op de plaats met een wattenstaafje om eventuele bloedingen na de injectie onder controle te houden.
- Observeer onder een microscoop om de aanwezigheid van GFP-signalen te bevestigen en de effectiviteit van de injectie te garanderen. Controleer of de cellen of kleurstoffen als groene signalen in het bloedvat verschijnen (Figuur 2A).
- Laat de vissen na injectie gedurende 10 minuten herstellen in vers gesteriliseerd viswater tot ze worden overgebracht naar een stilstaand aquarium.
- Reinig de naald zoals eerder beschreven tussen injecties met verschillende reagentia.
- Om te voorkomen dat de cellen samenklonteren, tikt u de celsuspensie elke 10 minuten aan om de cellen opnieuw te suspenderen.
- Houd maximaal 15 getransplanteerde vissen in een aquarium van 4 L onder statische wateromstandigheden gedurende de behandelingsduur. U kunt de getransplanteerde vissen ook afzonderlijk huisvesten in statische tanks van 1 L. Rust de tank uit met een zuurstofpomp en voer dagelijkse waterverversingen uit om het risico op infectie te minimaliseren.
- Monitor en beoordeel GFP-expressie door middel van flowcytometrie in de vis ongeveer 14 dagen na transplantatie om de implantatiesnelheid te evalueren. Registreer de dagelijkse sterfte van vissen om de overlevingskansen nauwkeurig te berekenen. Voer eenrichtings-ANOVA uit voor implantatieanalyse en de Log-rank-test voor de overlevingsanalyse.
Resultaten
Om de effectiviteit en precisie van verschillende injectiemethoden bij volwassen Casper-vissen te evalueren, werd een vergelijkende analyse uitgevoerd met behulp van intracardiale, RO- en IV-technieken (Figuur 2A). Verschillende hoeveelheden WKM-cellen van Tg(mpo: EGFP) vissen werden geïnjecteerd, elk gemengd met FITC-dextraankleurstof in concentraties van 1 × 105 en 3 × 105 cellen. Het succes van elke methode werd bepaald door onmiddellijke microscopische beoordeling van de aanwezigheid van het GFP-signaal na injectie. De resultaten toonden significante variaties in het succes van de levering tussen de methoden. De IV-injectiemethode toonde de hoogste effectiviteit, met GFP-signalen gedetecteerd bij 41 van de 43 vissen. Daarentegen vertoonde de RO-methode beperkt succes, met succesvolle injecties waargenomen bij slechts 3 van de 37 vissen. De intracardiale methode zorgde voor een succesvolle toediening bij 11 van de 40 vissen (Figuur 2A). Ook werd de overleving van de getransplanteerde vissen gemonitord. Vissen die via de RO- en intracardiale methoden werden geïnjecteerd, hadden significant lagere overlevingskansen in vergelijking met vissen die intraveneus werden geïnjecteerd (Figuur 2B). Met name het aantal geïnjecteerde cellen beïnvloedde de overlevingskansen van de IV-geïnjecteerde vissen, waarbij ontvangers 3 × 105 cellen ontvingen die een betere overleving vertoonden. Deze bevindingen benadrukken de superieure werkzaamheid en betrouwbaarheid van de IV-injectiemethode bij het afleveren van cellen en stoffen in volwassen zebravissen.
De implantatie-efficiëntie van WKM-cellen in ontvangende Casper-vissen werd grondig beoordeeld door het GFP-signaal van de getransplanteerde cellen te volgen. Bij vissen die IV-injecties kregen, waren GFP-signalen al op dag drie na de transplantatie detecteerbaar (Figuur 2C), wat wijst op een snel en effectief implantatieproces. Daarentegen vertoonden vissen die RO- en intracardiale injecties ondergingen een vertraagde opkomst van het GFP-signaal, wat wijst op een langzamere implantatiesnelheid. Op dag 17 na de transplantatie hadden de getransplanteerde cellen voornamelijk het niermerg herbevolkt, waarbij de meest uitgesproken GFP-signalen werden waargenomen bij de IV-geïnjecteerde vissen (Figuur 2C). Flowcytometrische analyse van KM van de ontvangers onderstreepte verder de werkzaamheid van de IV-injectiemethode. Bij ontvangers die aanvankelijk intraveneus met 3 × 105-cellen werden geïnjecteerd, was ongeveer 18% van de cellen in de KM GFP-positief, een aandeel dat vergelijkbaar is met dat in het niermerg van de donor-Tg(mpo: EGFP)-vis die geen transplantatie had ondergaan (Figuur 2D,E). Daarentegen resulteerde de intracardiale injectie in ongeveer 5% GFP-positieve cellen, terwijl de RO-methode slechts ongeveer 2% GFP-positieve cellen opleverde in het niermerg van de ontvangers. Bovendien correleerde de snelheid van implantatie positief met het aantal geïnjecteerde cellen, wat aantoont dat hogere celdoses leidden tot een grotere implantatie. Deze resultaten bevestigen de robuustheid van de IV-injectietechniek bij het vergemakkelijken van celtransplantatie en daaropvolgende herbevolking van het niermerg.
Figuur 1: Overlevingsresultaten na bestraling en intraveneuze injectie bij volwassen zebravissen. (A) Caspervissen werden blootgesteld aan bestraling tot 35 Gy en controleerden de overleving gedurende 30 dagen, waarbij 25 Gy werd bevestigd als subletale dosering (n = 10 voor alle groepen). (B) Schematische diagrammen die de injectieplaatsen voor zowel Casper - als TU-zebravissen illustreren, samen met voorbeelden van succesvol geïnjecteerde vissen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Vergelijking van retro-orbitale, intracardiale en intraveneuze injecties bij volwassen zebravissen. (A) Schematische weergaven en representatieve resultaten van RO-, intracardiale en IV-injectiemethoden bij volwassen zebravissen. De cijfers in de rechterbenedenhoek geven het aantal succesvol geïnjecteerde of verkeerd geïnjecteerde vissen aan ten opzichte van het totale aantal pogingen voor elke methode, het GFP-signaal werd onmiddellijk na injectie geverifieerd onder de fluorescerende microscoop. (B) Totale overleving van de ontvangers na transplantatie met verschillende aantallen donorniermergcellen door verschillende injectiemethoden (IV-100K: n = 24; Intracardiaal-100K: n = 10; RO-100K: n = 12; IV-300K: n = 20; Intracardiaal-300K: n = 6; RO-300K: n = 8). (C) Observatie van de implantatie-efficiëntie bij ontvangers na transplantatie via RO-, intracardiale en IV-injectiemethoden (D) Representatieve flowcytometriegrafiek voor de GFP-positieve cellen in KM van de ontvangers 17 dagen na transplantatie. (E) Het percentage GFP+ -cellen in de KM van de ontvangers 17 dagen na de transplantatie, evenals in de KM van donorvissen Tg(mpo:EGFP) zonder doorstraling (IV-100K: n = 30; Intracardiaal-100K: n = 28; RO-100K: n = 22; IV-300K: n = 22; Intracardiaal-300K: n = 26; RO-300K: n = 18). Gegevens zijn gemiddeld ± s.e.m. One-way ANOVA werd uitgevoerd voor D. Log-Rank-test werd uitgevoerd voor B. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Schaalbalken = 1 mm (A, C). Afkortingen: RO = retro-orbitaal; IV = intraveneus; GFP = groen fluorescerend eiwit; KM = niermerg; SSC-A = verstrooiingspiekgebied aan de zijkant; FITC-A = fluoresceïne-isothiocyanaat-piekgebied. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Discussie
In deze studie hebben we een IV-injectieprotocol ontwikkeld dat is afgestemd op volwassen zebravissen om de precisie en consistentie van het toedienen van cellen of medicijnen te verbeteren. Een cruciaal element van deze methode is het vermogen om de primaire ader te lokaliseren en te visualiseren, wat cruciaal is voor de nauwkeurige toediening van stoffen. Hoewel de doorschijnende Casper zebravisstam wordt aanbevolen voor een optimale zichtbaarheid van het schip, is ons protocol aanpasbaar voor gebruik met verschillende volwassen zebravisstammen, op voorwaarde dat de juiste aanpassingen worden gemaakt voor zichtbaarheid en nauwkeurigheid. De keuze van een geschikte naaldmeter was essentieel om vasculaire schade te minimaliseren en een effectief stoftransport te garanderen. Bovendien kreeg uitgebreide zorg na injectie prioriteit, inclusief het behoud van schoon en goed zuurstofrijk water. Deze praktijken stroomlijnden niet alleen het injectieproces, maar verbeterden ook de gezondheid en overleving van de zebravis aanzienlijk, wat leidde tot betrouwbaardere en reproduceerbaardere experimentele resultaten.
Verder hebben we een vergelijkende analyse uitgevoerd van intracardiale, RO- en IV-injectietechnieken bij volwassen zebravissen, waarbij we de duidelijke voordelen van de IV-methode hebben aangetoond bij het verbeteren van de overlevingskansen en het bevorderen van celtransplantatie. Ondanks hun traditionele gebruik zijn intracardiale injecties gekoppeld aan hoge sterftecijfers13, en de precisie die nodig is voor effectieve RO-injecties is een uitdaging om consequent14 te bereiken. De minimaal invasieve aard van de IV-techniek vermindert stress en fysiek trauma van de vissen aanzienlijk, wat leidt tot aanzienlijk verbeterde overleving en implantatieresultaten na injectie. Bovendien onderstreept de snelle detecteerbaarheid van GFP-signalen op dag 3 na transplantatie bij IV-geïnjecteerde vissen de efficiëntie van de methode bij het faciliteren van effectieve celtransplantatie. Daarentegen onderstrepen de langzamere opkomst van GFP-signalen bij intracardiacum geïnjecteerde vissen en de bijna afwezigheid van signalen bij RO-geïnjecteerde vissen de beperkingen van deze alternatieve methoden, wat de IV-benadering als een effectievere benadering suggereert.
Hoewel de IV-injectiemethode aanzienlijke voordelen biedt, heeft deze mogelijke beperkingen, zoals de behoefte aan gespecialiseerde apparatuur en training om een hoge precisie te bereiken. Bovendien, hoewel de doorschijnendheid van de Casper-stam de visualisatie van de ader vergemakkelijkt, kan het aanpassen van deze methode aan minder doorschijnende stammen extra zichtbaarheid en technologische verbeteringen vereisen. Bovendien is verder onderzoek nodig om de langetermijneffecten van IV-injecties te beoordelen en om de stabiliteit van geënte cellen gedurende langere perioden in zebravissen te evalueren, wat cruciaal zal zijn voor het valideren van het aanhoudende succes en de veiligheid van deze techniek.
De effectiviteit van de IV-injectietechniek bij het afleveren van stoffen in de bloedbaan en het bereiken van hoge implantatieniveaus bij volwassen zebravissen heeft verschillende implicaties voor toekomstig onderzoek. Deze methode maakt een effectiever gebruik van volwassen zebravissen in langetermijnstudies mogelijk, waarbij enkele beperkingen van larvale modellen worden aangepakt. De betrouwbaarheid van de IV-methode verbetert de nauwkeurigheid van modellen voor het bestuderen van complexe ziekten en het uitvoeren van geneesmiddelenscreenings, wat mogelijk kan leiden tot aanzienlijke vooruitgang in therapeutische strategieën. Bovendien legt het succes van IV-injecties bij het bereiken van robuuste implantatie een sterke basis voor verder onderzoek naar genetische manipulatie en transplantatie, wat essentieel is voor het onderzoeken van genetische aandoeningen en immuunresponsen. Vooruitgang in dit IV-injectieprotocol is klaar om een substantiële bijdrage te leveren aan zebravisonderzoek, het verfijnen van instrumenten voor biomedisch onderzoek en het versnellen van de vooruitgang in het begrijpen en behandelen van ziekten bij de mens.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.
Dankbetuigingen
We danken de Zebrafish Facility van het Centre for Comparative Medicine Research (CCMR) van de Universiteit van Hong Kong. We danken mevrouw Jo Yiu Ling Wong voor de hulp aan dieren. De werkzaamheden werden ondersteund door het Theme-based Research Scheme (T12-702/20-N), Health and Medical Research Fund Projects No.08192066 en No. 08193106, National Natural Science Foundation of China (NSFC)/Research Grants Council (RGC) Joint Research Scheme 2021/22 N_HKU745/21, het National Key R & D-programma van China (2023YFA1800100) en het Centrum voor Oncologie en Immunologie in het kader van het Health@InnoHK Initiative, gefinancierd door de Innovation and Technology Commission, de regering van Hong Kong SAR, China (A.Y.H.L.).
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Autoclaves Steam Sterilizer | HIRAYAMA | HRG-140 | |
| Centrifuge 5424 | Eppendorf | ||
| Countess 3 Automated Cell Counter | Thermofisher | ||
| Countess II FL | Invitrogen | ||
| Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) | Sigma-aldrich | MKCL9483 | |
| Falcon 40 µm Cell Strainer | CORNING | Blue, Sterile, Individually Packaged, 50/Case | |
| FBS, Qualified | Gibco | 26140079 | |
| FITC-Dextran (MW 10000) | MedChemExpress | 60842-46-8 | |
| Injection needle | Hamilton | HAMI207434 | 34 G, 10 mm lengte |
| Micro syringe | Hamilton | 7635-01 | 10 µL capaciteit, Model 701 RN |
| Nikon SMZ18 | |||
| PBS pH 7.4 (1x) | Gibco | 10010023 | |
| Penicillin-Streptomycin (5.000 U/mL) | Gibco™ | 15070063 | 100x |
| Pipette Tips | Eppendorf | epTIPS | |
| Single Channel Pipette | Eppendorf | 05-403-151 | |
| UltraPure Distilled Water | Invitrogen | 10977015 |
Referenties
- Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
- Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
- Wu, J. Q., et al. Patient-derived xenograft in zebrafish embryos: a new platform for translational research in gastric cancer. J Exp Clin Cancer Res. 36 (1), 160(2017).
- Welker, A. M., et al. Correction: Standardized orthotopic xenografts in zebrafish reveal glioma cell-line-specific characteristics and tumor cell heterogeneity. Dis Model Mech. 9 (9), 1063-1065 (2016).
- Stoletov, K., Montel, V., Lester, R. D., Gonias, S. L., Klemke, R. High-resolution imaging of the dynamic tumor cell vascular interface in transparent zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (44), 17406-17411 (2007).
- Etchin, J. P. K. J., Look, A. T. Zebrafish as a model for the study of human cancer. Methods Cell Biol. 105, 309-337 (2011).
- Khan, N., Mahajan, N. K., Sinha, P., Jayandharan, G. R. An efficient method to generate xenograft tumor models of acute myeloid leukemia and hepatocellular carcinoma in adult zebrafish. Blood Cells Mol Dis. 75, 48-55 (2019).
- Corkery, D. P., Dellaire, G., Berman, J. N. Leukaemia xenotransplantation in zebrafish--chemotherapy response assay in vivo. Br J Haematol. 153 (6), 786-789 (2011).
- He, B. L., et al. Functions of flt3 in zebrafish hematopoiesis and its relevance to human acute myeloid leukemia. Blood. 123 (16), 2518-2529 (2014).
- Wang, D., et al. Transgenic IDH2(R172K) and IDH2(R140Q) zebrafish models recapitulated features of human acute myeloid leukemia. Oncogene. 42 (16), 1331(2023).
- Fan, R. Y., et al. Zebrafish xenograft model for studying mechanism and treatment of non-small cell lung cancer brain metastasis. J Exp Clin Cancer Res. 40 (1), 371(2021).
- LeBlanc, J., Bowman, T. V., Zon, L. Transplantation of whole kidney marrow in adult zebrafish. J Vis Exp. (2), e159(2007).
- Pugach, E. K., Li, P., White, R., Zon, L. Retro-orbital injection in adult zebrafish. J Vis Exp. (34), e1645(2009).
- Benjamin, D. C., Hynes, R. O. Intravital imaging of metastasis in adult zebrafish. BMC Cancer. 17 (1), 660(2017).
- Hilligan, K. L., et al. Intravenous administration of BCG protects mice against lethal SARS-CoV-2 challenge. J Exp Med. 219 (2), e20211862(2022).
- Moreo, E., et al. Intravenous administration of BCG in mice promotes natural killer and T cell-mediated antitumor immunity in the lung. Nat Commun. 14 (1), 6090(2023).
- Wang, Z., et al. Intravenous administration of IL-12 encoding self-replicating RNA-lipid nanoparticle complex leads to safe and effective antitumor responses. Sci Rep. 14 (1), 7366(2024).
- Saleem, M., et al. A new best practice for validating tail vein injections in rat with near-infrared-labeled agents. J Vis Exp. (146), e59295(2019).
- Rojas, A. M., Shiau, C. E. Brain-localized and Intravenous Microinjections in the Larval Zebrafish to Assess Innate Immune Response. Bio Protoc. 11 (7), e3978(2021).
- van Soest, J. J., et al. Comparison of static immersion and intravenous injection systems for exposure of zebrafish embryos to the natural pathogen Edwardsiella tarda. BMC Immunol. 12, 58(2011).
- Cianciolo Cosentino, C., Roman, B. L., Drummond, I. A., Hukriede, N. A. Intravenous microinjections of zebrafish larvae to study acute kidney injury. J Vis Exp. (42), e2079(2010).
- Gerlach, G. F., Schrader, L. N., Wingert, R. A. Dissection of the adult zebrafish kidney. J Vis Exp. (54), e2839(2011).
Herprints en machtigingen
