Methodenartikel

Kwantificering van micro- en nanoplastics op basis van polybutyleenadipaat teftalaat uit de bodem met behulp van proton nucleaire magnetische resonantiespectroscopie

DOI:

10.3791/67471

⸱

6 juni 2025

 ,  ,  , 
1Department of Biosystems Engineering and Soil Science, University of Tennessee-Knoxville, 2Department of Chemistry, University of Tennessee-Knoxville

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een methode om micro- en nanoplastics afkomstig van polybutyleendepeasettereftalaat in de bodem te kwantificeren met behulp van nucleaire magnetische resonantiespectroscopie wordt hier beschreven. Deze techniek is een verbetering van de bestaande methodologie omdat deze zich uitstrekt tot de kwantificering van nanoplastics en gemakkelijk kan worden aangepast voor het verwerken van milieumonsters in bulk.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Er is een methode nodig om micro- en nanoplastics (MP's en NP's) die tijdens de biologische afbraak in de bodem worden gevormd, terug te winnen en te kwantificeren om de afbraak en milieu-impact van biologisch afbreekbare plastic producten nauwkeurig te beoordelen. De aanwezigheid van MP's en NP's in de bodem kan bodemeigenschappen zoals aggregatiegedrag veranderen of toxische effecten hebben op het bodembiota. Bestaande MP-terugwinningsmethoden zijn niet altijd geschikt voor het meten van biologisch afbreekbare polymeren zoals polybutyleendedipaattereftalaat (PBAT); sommige veel voorkomende verteringsprocedures met zuren of oxidatiemiddelen kunnen op PBAT gebaseerde biologisch afbreekbare MP's vernietigen. Identificatiemethoden zoals micro-FTIR- en micro-Raman-spectroscopie worden ook beperkt door de minimale grootte van deeltjes die kunnen worden teruggewonnen en geanalyseerd. Daarom is deze methode ontwikkeld om PBAT uit de bodem te extraheren en te kwantificeren om de massafractie van MP's en NP's in de bodem te beoordelen zonder PBAT chemisch te transformeren. In het protocol wordt een chloroform-methanoloplossing gebruikt om PBAT selectief uit de bodem te extraheren. Het oplosmiddel wordt uit het extract verdampt en vervolgens wordt het extract opnieuw opgelost in gedeutereerde chloroform. Het extract wordt geanalyseerd door middel van protonnucleaire magnetische resonantiespectroscopie (1H-QNMR) onder kwantitatieve parameters om de hoeveelheid PBAT in elk monster te kwantificeren. De efficiëntie van oplosmiddelextractie voor PBAT varieert van 76% in een schaduwrijke leemgrond tot 45% in een Elkhorn-zandleemgrond. PBAT-terugwinning kan worden verminderd voor foto-geoxideerde materialen in vergelijking met ongerepte materialen en kan worden verminderd in bodems met een hoog kleigehalte. De extractie-efficiëntie is niet afhankelijk van de PBAT-concentratie binnen het testbereik, maar er werden lagere extractie-efficiënties waargenomen voor NP's dan voor MP's. De kwantificeringsresultaten van PBAT waren vergelijkbaar met de kwantificering van plasticdegradatie door cumulatieve bodemademhaling te meten in een laboratoriumincubatiestudie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Methoden om MP-verontreiniging in de bodem te meten zijn nodig om inzicht te krijgen in de omvang van plasticverontreiniging in de wereldwijde bodem1, bronnen van plasticverontreiniging2 en mogelijke oplossingen3. Landbouwgronden worden op unieke wijze blootgesteld aan plasticvervuiling: vanaf 2021 wordt elk jaar meer dan 15 miljoen ton plastic gebruikt in de landbouw4, waaronder 2.5 miljoen ton plastic mulch5. Plastic mulch wordt gebruikt in nauw contact met de grond, wordt een of meerdere keren per jaar opnieuw aangebracht6 en kan na hun levensduur moeilijk volledig uit de grond te verwijderen zijn7. Een belangrijk gebied waar MP-meetmethoden nodig zijn, is bij de beoordeling van biologisch afbreekbare plastic producten zoals biologisch afbreekbare plastic mulch voor gebruik in plantaardige systemen8.

Biologisch afbreekbare plastic producten in de bodem zijn veelbelovende alternatieven voor conventionele landbouwplastics, omdat ze plasticverontreiniging van de bodem door plastic mulchen kunnen elimineren als ze werken zoals bedoeld. In 2022 werd wereldwijd minder dan 1 miljoen ton biologisch afbreekbaar plastic geproduceerd, met een verwachte snelle groei voor de industrie9. De vier meest voorkomende biologisch afbreekbare polymeren, polymelkzuur (PLA), gepolymeriseerd zetmeel, polyhydroxyalkanoaten (PHA) en polybutyladipaattereftalaat (PBAT), worden allemaal commercieel of experimenteel gebruikt in biologisch afbreekbare plastic mulch voor de landbouw10. Ondanks hun belofte is de afbraak van deze biologisch afbreekbare plastic producten in veldomstandigheden variabel11. Hoewel sommige onderzoeken naar de afbraak van biologisch afbreekbare plastic mulch in het veld zich hebben gericht op macroplastische fragmenten11, vereist het beoordelen van de volledige degradatie van plastic materialen het vermogen om MP's en NP's uit de bodem terug te winnen. Kwantificering van microplastics uit de bodem is ook belangrijk om het potentieel voor negatieve effecten van MP-vervuiling op bodemecosystemen te beoordelen12.

Enkele veelgebruikte technieken voor MP-identificatie en -kwantificering zijn visuele analyse, micro-Fourier-getransformeerde infraroodspectroscopie (μFTIR), micro-Raman-spectroscopie (μRaman), gaschromatografie-massaspectroscopie (GCMS inclusief pyrolyse GCMS en thermische extractiedesorptie GCMS) en thermogravimetrische analyse13. Andere zich ontwikkelende technieken zijn onder meer nabij-infraroodspectroscopie voor in situ MP-meting in bodems14, vetzuurmethylveresteringsextractie voor GCMS-analyse15 en nucleaire magnetische resonantiespectroscopie16. Maar liefst 90% van de onderzoeken naar het kwantificeren van MP's in de bodem maakte gebruik van visuele analyse (alleen of in combinatie met andere technieken) om plastic deeltjes te identificeren, terwijl 77% FTIR-, Raman- of GCMS-spectroscopietechnieken gebruikte17. Het ontwikkelen en harmoniseren van een breed scala aan MP-kwantificeringstechnieken kan helpen het vermogen van de wetenschappelijke gemeenschap om diverse onderzoeksvragen over microplastics te beantwoorden, uit te breiden18. Er zijn drie algemene benaderingen om bodemmonsters voor te bereiden om microplastics te kwantificeren: 1) het scheiden van onveranderde individuele microplasticdeeltjes van de bodem (bijv. door dichtheidsscheiding), 2) het extraheren van getransformeerd plastic of polymeermateriaal (bijv. door oplossing), of 3) het analyseren van bulkgrond. Zowel μFTIR- als μRaman-spectroscopie vereisen dat individuele MP's van de grond worden gescheiden voordat ze chemisch kunnen worden geïdentificeerd19, terwijl pyro-GCMS kan worden uitgevoerd op geïsoleerde plastic deeltjes die zijn gescheiden van grond of bulkgrond20. Het scheiden van biologisch afbreekbare MP's van de bodem kan moeilijk zijn, omdat sommige vergistingen die worden gebruikt om organisch materiaal in de bodem te verwijderen, biologisch afbreekbare polymeren, waaronder PBAT21, kunnen afbreken of anderszins chemisch kunnen veranderen. Micro-Raman- en μFTIR-spectroscopie hebben beide ook een ruimtelijke resolutielimiet: deeltjes moeten groter zijn dan 10-20 μm voor μFTIR en 1 μm voor μRaman (als individuele deeltjes die zo klein zijn, kunnen worden voorbereid voor analyse)19,22. Deze technieken kunnen zorgen voor chemische identificatie van MP-polymeren, en spectroscopische beeldvorming kan worden gebruikt om MP-grootte22 te meten. Alle soorten pyro-GCMS zijn beperkt in die zin dat monsters tijdens de analyse worden vernietigd.

NMR is met succes gebruikt om bodembestanddelen en verontreinigende stoffen te karakteriseren23, om MP's 16,24,25,26 te kwantificeren en om de afbraak van PBAT en een ander polymeer, polystyreen 27,28, te beoordelen. Wanneer uitgevoerd onder kwantitatieve parameters, produceert 1H-NMR-spectroscopie spectra waarbij de oppervlakte van elke spectrale piek recht evenredig is met het aantal bijdragende waterstofatomen in het monster; Dit maakt kwantificering van de samenstellende componenten in een steekproefmogelijk 29. NMR is een waardevolle analytische techniek voor het kwantificeren van sommige MP's, waaronder PBAT, in de bodem, omdat het gelijktijdige kwantificering en identificatie mogelijk maakt, het is geschikt voor complexe en onzuivere mengsels en het vereist geen chemisch identieke referentiestandaarden30,31. NMR-spectroscopie van een oplosmiddelextract kan MP's of NP's kwantificeren die kleiner zijn dan die welke kunnen worden verwerkt voor μFTIR-, μRaman- of GCMS-kwantificering. Ondanks deze voordelen bieden kwantitatieve NMR-benaderingen nog steeds lagere gevoeligheden dan op destructieve massaspectroscopie gebaseerde benaderingen32.

De voorgestelde methode, weergegeven in figuur 1, beschrijft een workflow voor het verwerken en analyseren van bodemmonsters die PBAT bevatten - inclusief PBAT-kunststoffen van nanoformaat. Bij de methode wordt PBAT-polymeer geëxtraheerd uit bodemmonsters door de grond te schudden met een mengsel van chloroform en methanol. De oplosmiddelextracten die PBAT bevatten, worden gedroogd en vervolgens opnieuw opgelost in gedeutereerd chloroform met een toegevoegd intern kristal. NMR-spectroscopie wordt uitgevoerd op de extracten met behulp van kwantitatieve parameters. De resulterende spectra worden geanalyseerd om PBAT te kwantificeren door het gebied van gemonteerde pieken te vergelijken die overeenkomen met waterstofatomen van de PBAT- en calibantmoleculen. Deze methode past de oplosmiddelextractie en protonnucleaire magnetische resonantiespectroscopie (1H-NMR) toe, gedemonstreerd door Nelson et al.33. Het doel was om een methode toe te passen die geschikt is om monsters op milieuschaal (~100 g grond) te verwerken en om een aantal monsters parallel te verwerken zonder gespecialiseerde extractieapparatuur.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Verzamelen en voorbereiden van grond

OPMERKING: Bemonsterings- en verwerkingsapparatuur mag het polymeer PBAT of de bestanddelen ervan niet bevatten om verontreiniging van het monster te voorkomen. Andere polymeermaterialen interfereren niet noodzakelijkerwijs met de kwantificering van PBAT uit de bodem. Polyethyleen en polypropyleen produceren bijvoorbeeld geen spectrale pieken in chloroform 1H-NMR die de kwantificering van PBAT34 verstoren, maar polyethyleentereftalaat, met zijn tereftalaatgroep, zou hoogstwaarschijnlijkinterfereren met 35, net als andere polyesters. Referentieteksten zoals Brandolini en Hills34 kunnen worden gebruikt om de 1H-NMR-spectra van verschillende polymeren te bepalen en te screenen op overlappende pieken met de PBAT-pieken die worden gebruikt voor kwantificering (hieronder beschreven).

  1. Verzamel voor elk monster ten minste 100 g equivalent droog gewicht grond. Bepaal de grootte van het bodemmonster op basis van de verwachte concentratie van kunststoffen om een representatief monster te verzamelen en homogeniseer de grond om indien nodig een submonster te verzamelen36.
    OPMERKING: Bodemsystemen zijn inherent heterogeen37, net als de verspreiding van verontreinigende stoffen (bijv. MP's) erin38. Er is ook variabiliteit verbonden aan methoden die worden gebruikt om concentraties van verontreinigende stoffen te meten39. Daarom wordt aanbevolen om een bemonsteringsontwerp of experimenteel ontwerp te maken dat replicatiemonsters bevat als hulpmiddel om de onzekerheid in te schatten en om representatieve monstervolumes te verzamelen op basis van de plasticconcentratie40. Er is gedocumenteerd dat MP-concentraties in de bodem variëren van bijna nul tot 1 x 107 items per kg grond, waarbij de meeste locaties minder dan 10.000 items per kg grond bevatten41. Een theoretisch representatief elementair volume kan variëren van 23m2 bij een MP-concentratie van 10 items per vierkante meter tot 0,02m2 wanneer MP-concentraties 10.000 items per vierkante meterzijn 36.
    1. Om het effectieve bemonsteringsgebied van een veldlocatie te vergroten en tegelijkertijd de hoeveelheid grond die moet worden verwerkt te minimaliseren, verzamelt u grond van een groot gebied (bijv. 1m2) en gebruikt u vervolgens de inkwartieringsmethode om het monster te homogeniseren en te consolideren (bijv. tot 500 g grond)36.
    2. Bij de inkwartieringsmethode stapelt u aarde van een groot gebied op een zeildoek of een ander oppervlak, mengt u grondig met een schop en verdeelt u het vervolgens in vieren. Bewaar een kwart van het monster en gooi de andere driekwart weg. Herhaal dit proces totdat het monster de gewenste grootte heeft.
  2. Zeef de grond door een zeef met een maaswijdte van 2 mm. Maak de zeef en opvangbak tussen de grondmonsters volledig schoon.
  3. Laat de grond aan de lucht drogen en bewaar ze vervolgens in afgesloten monsterzakken. Droge grond kan in deze staat worden opgeslagen vóór PBAT-extractie.

2. Extractie van PBAT uit de bodem

LET OP: Chloroform is vluchtig en giftig. Bewaar het in het donker in amberkleurig glas, uit de buurt van oxidatiemiddelen. Draag tijdens het werken geschikte handschoenen, oogbescherming en beschermende kleding. Behandel het alleen in een zuurkast. Methanol is ontvlambaar, vluchtig en giftig. Bewaar methanol in een vuurvaste kast. Draag tijdens het werken met methanol geschikte handschoenen, oogbescherming en beschermende kleding. Hanteer methanol alleen in een zuurkast. Glaswerk kan breken en letsel veroorzaken. Draag oogbescherming bij het hanteren van glaswerk. Raak gebroken glas niet met blote handen aan. Ruim in plaats daarvan gebroken glas op met snijbestendige handschoenen, tangen, bezem of ander gereedschap.

OPMERKING: Chloroform is niet compatibel met de meeste kunststoffen of metalen. Zorg ervoor dat alle materialen compatibel zijn (bijv. glas of polytetrafluorethyleen, PTFE-kunststof).

  1. Bereid in een zuurkast 100 ml 90:10 v/v mengsel van chloroform (trichloormethaan; CHCl3) en methanol (CH3OH) per te extraheren monster. Om bijvoorbeeld uit 5 monsters te extraheren, mengt u 450 ml chloroform met 50 ml methanol.
  2. Voeg 100 g droge grond, 100 ml chloroform-methanoloplossing en 20 glasparels toe aan een glazen extractiepot. Sluit extractiepotten goed af met met PTFE beklede deksels, zodat er geen oplosmiddeldamp uit de potten kan komen.
    OPMERKING: PBAT is zeer goed oplosbaar in chloroform; Er werd een mengsel van chloroform en methanol gebruikt omdat methanol waterstofbruggen kan vormen met opgeloste stoffen, waardoor wordt geconcurreerd met minerale en organische bestanddelen in de bodem en de terugwinning van PBAT uit de bodem wordt verhoogd33.
  3. Gebruik een schudtafel om de extractiepotten 8 uur lang aan 200 tpm te schudden. Laat na het schudden de grond in de extractiepotjes minimaal 4 uur bezinken.
  4. Scheid het extract van de grond. Verwijder in de zuurkast een extractiepot en breng de vloeistof via een pipet door een kwalitatief papieren filter met een poriegrootte van 11 μm over in een geëtiketteerde, schone glazen pot. Noteer de hoeveelheid oplosmiddel die uit de extractiepot is teruggewonnen. Vermijd het overbrengen van vaste stoffen in de grond met het extract; laat indien nodig een paar ml oplosmiddel achter.
    OPMERKING: Het filtreerpapier is bedoeld om grote stukken organisch materiaal uit de oplosmiddeloplossing te verwijderen.
  5. Droog de extracten door ze in de zuurkast te laten zitten totdat het oplosmiddel volledig is verdampt. Dit kan tot 24 uur duren. Droog de grond ook in de zuurkast. Zodra de grond helemaal droog is, gooi je deze weg.
  6. Zodra de extracten droog zijn, sluit u elke monsterpot af en bewaart u ze op een koele, donkere, droge plaats tot u ze nodig hebt.

3. Verzameling van NMR-spectra

LET OP: Gedeutereerd chloroform brengt dezelfde risico's met zich mee en vereist dezelfde voorzorgsmaatregelen als geprotoneerd chloroform zoals hierboven beschreven.

  1. Voeg een interne kalibrant42 toe aan het monster. Gebruik een weegschaal om 1,00 mg 1,4-dimethoxybenzeen (DMB; C6H14O) in elke monsterpot met een gedroogd extract.
  2. Resuspendeer het monster in gedeutereerd chloroform (CDCl3; trichloor(deutero)methaan). Voeg in de zuurkast met een micropipet 500 μL gedeutereerde chloroform toe aan de pot met gedroogd monsterextract.
  3. Sluit de pot af en schud om het gedroogde extract op te lossen door de pot zachtjes tegen een hand of werkblad te tikken, ongeveer 10x aan elke kant. Gebruik vervolgens een schone pipetpunt om de vloeistof in een NMR-buis over te brengen.
  4. Herhaal stap 3.2 en 3.3 met nog eens 500 μl gedeutereerd chloroform en voeg het tweede deel van het monster toe aan dezelfde NMR-buis als het eerste. De tweede spoeling is bedoeld om ervoor te zorgen dat het gedroogde extract volledig is opgelost en teruggewonnen uit de container.
  5. Sluit de NMR-buis af en bewaar deze 3 dagen voordat u de NMR-spectra verzamelt. De juiste opslagtijd is afhankelijk van de verdampingssnelheid van het oplosmiddel uit de NMR-buis. Analyseer monsters kort nadat u ze hebt bereid met gedeutereerde chloroform.
  6. Om NMR-buizen naar de spectrometer te transporteren, gebruikt u een houder die is ontworpen om de lange, delicate buizen te ondersteunen. Deze hebben meestal ondersteuning bij de basis en de bovenkant van de buis. Houd de buizen tijdens het transport rechtop.
  7. Verzamel met behulp van een 500 MHz NMR-spectrometer een protonspectrum van 1H met een pulshoek van 90°29, een pulsbreedte van 8 μs33, een vertragingstijd van 25 s (bepaald door het inversieherstelexperiment29,43), 262K punten per scan en 32 samengestelde scans29,44 van 12 tot -2 ppm voor een totale looptijd van 25 minuten.
    OPMERKING: We gebruikten een Bruker Neo 500 MHz spectrometer met een voor breedband geoptimaliseerde sonde en autosampler bij een gecontroleerde temperatuur van 300 K. Andere soortgelijke spectrometers kunnen worden gebruikt. Als een instrument met een andere magnetische veldsterkte wordt gebruikt, kan de juiste vertragingstijd worden berekend op basis van de T1-relaxatietijd voor PBAT en 1,4-dimethoxybenzeen met behulp van een inversieherstelexperiment29,43.
  8. Nadat het monster is uitgevoerd, bewaart, overdraagt of opent u de spectrale gegevens indien nodig.
    Inspecteer spectrale gegevens. Controleer of alle PBAT-pieken die bij de kwantificering worden gebruikt, duidelijk zijn opgelost, indien aanwezig. Gebruik PBAT-pieken 5 (8,10 ppm), 6 (4,44 ppm), 6' (4,38 ppm), 3' (4,15 ppm) en 3 (4,09 ppm) voor kwantificering (details in tabel 1). Gebruik DMB-pieken A (6,84 ppm) en B (3,77 ppm) ook voor kwantificering (details in tabel 2). Let vooral op de 6, 6', 3' en 3 pieken van PBAT, die heel dicht bij elkaar verschijnen en elkaar kunnen overlappen.
  9. Als sommige pieken niet duidelijk zijn opgelost, verdun het monster dan. Combineer 100 μl monster en 500 μl gedeutereerd chloroform in een schone NMR-buis en voer het monster opnieuw uit onder dezelfde parameters als in stap 3.7.

4. Analyse van NMR-spectra om PBAT te kwantificeren

OPMERKING: Spectrale analyse kan op elk moment na verzameling worden uitgevoerd. Het heeft de voorkeur om gegevens te analyseren op dezelfde dag dat de spectra worden geproduceerd om ervoor te zorgen dat monsters nog steeds beschikbaar zijn om opnieuw uit te voeren in geval van problemen.

  1. Open het FID-bestand dat door de spectrometer is gemaakt in de NMR FID-verwerkingssoftware (we hebben MestreNova van MestreLab gebruikt, andere opties maar er zijn andere opties beschikbaar).
  2. Lijnverbreding toepassen op de spectra: Selecteer in de FID-verwerkingssoftware Verwerkingssjabloon in het menu Verwerking en navigeer vervolgens naar de sectie Apodisatie. Selecteer een exponentieel model met een magnitude van 0,5 Hz en een eerste punt van 0,5 Hz.
  3. Pas automatische fasecorrectie toe door op de knop Automatische fasecorrectie in het menu Verwerking te klikken. Pas automatische basislijncorrectie toe door te klikken op de knop Automatische basislijncorrectie in het menu Verwerken.
  4. Piekdeconvolutie gebruiken om de gemeten spectrale pieken aan te passen: klik op het tabblad Analyse van de spectraverwerkingssoftware in de sectie Aanpassing op de knop Nieuwe aanpassing . Gebruik de cursor om op de spectra te klikken met een verschuiving van 8,5 ppm, sleep vervolgens de cursor naar een verschuiving van 3,0 en laat los.
  5. Klik op Lijnaanpassingstabel onder het gedeelte Aanpassing om alle gemonteerde pieken weer te geven.
  6. Bewaar de pieken die zijn gebruikt voor kwantificering zoals beschreven in tabel 1 en tabel 2 en gelabeld in figuur 2. Gebruik PBAT-pieken 5 (8,10 ppm), 6 (4,44 ppm), 6' (4,38 ppm), 3' (4,15 ppm) en 3 (4,09 ppm) bij kwantificering (details in tabel 1), evenals DMB-pieken A (6,84 ppm) en B (3,77 ppm). De waterstofatomen die overeenkomen met elke piek die in tabel 1 en tabel 2 wordt vermeld, zijn gelabeld in de structuurdiagrammen in figuur 3, waarbij figuur 3A de structuur van de twee PBAT-dimeren laat zien, en figuur 3B laat zien hoe de positie van de dimeren in het polymeer op elkaar inwerkt om de piekverschuiving in waterstofatomen van het 1,4-butaandiolmonomeer te veranderen, en Figuur 3C die de structuur van DMB toont.
  7. Verwijder alle andere pieken uit de pasvorm door de ongewenste pieken te selecteren en op Piek verwijderen te klikken.
  8. Gebruik de Aanpassingstabel om de oppervlakte van elke piek te kopiëren naar een spreadsheettoepassing voor berekeningen (we hebben ervoor gekozen om een spreadsheet te gebruiken).
  9. Als u piekgebieden naar een werkblad wilt kopiëren, selecteert u eerst alle piekinformatie in de tabel Lijnaanpassing. Klik vervolgens met de rechtermuisknop en kies Kopiëren in het pop-upmenu. Plak de gegevens in de spreadsheet.
  10. Bereken het aantal mol DMB dat aan het monster is toegevoegd, nDMB, met behulp van de vergelijking
    figure-protocol-1
    waarbij mDMB de massa DMB is die aan het monster is toegevoegd in gram (aanbevolen 1,00 mg) en MMDMB de molaire massa van DMB is (138,17 g/mol).
  11. Bereken het aantal mol van het butyleentereftalaatdimeer van PBAT in het monster, nBT, met behulp van de vergelijking
    figure-protocol-2
    waarbij A5 het gemeten gebied van PBAT-piek 5 is, AA het gemeten gebied van DMB-piek A en AB het gemeten gebied van DMB-piek B. De oppervlakte-eenheden die door de spectrale analysesoftware worden geproduceerd, zijn willekeurig.
  12. Bereken het aantal mol van het butyleenadipaatdimeer van PBAT in het monster, nBA, met behulp van de vergelijking
    figure-protocol-3
    waarbij A3 het gemeten gebied van PBAT-piek 3 is, A3' het gemeten gebied van PBAT-piek 3', A6 het gemeten gebied van PBAT-piek 6 en A6' het gemeten gebied van PBAT-piek 6'. De oppervlakte-eenheden die door de spectrale analysesoftware worden geproduceerd, zijn willekeurig.
  13. Bereken de massa van PBAT in de steekproef, mPBAT, hersteld, met behulp van de vergelijking
    figure-protocol-4
    waarin MMBA de molaire massa van een BA-dimeer van PBAT is (200 g/mol) en MMBT de molaire massa van een BT-dimeer van PBAT (220 g/mol).
  14. Als er een bekende hoeveelheid PBAT in het monster aanwezig was, kan het herstelpercentage, η, voor het monster worden berekend als een maat voor de extractie-efficiëntie volgens de vergelijking
    figure-protocol-5
  15. Bereken de concentratie van PBAT in een steekproef, CPBAT, met behulp van de vergelijking
    figure-protocol-6
    waarbij mdroge grond de massa droge grond is die is gebruikt voor de productie van het extract (0,1 kg), Vteruggewonnen oplosmiddel de hoeveelheid oplosmiddel is die in stap 2.4 uit de bodem is teruggewonnen en Vsovlent toegevoegd de initiële hoeveelheid oplosmiddel is die aan het grondmonster is toegevoegd (100 ml).

5. Voorbereiding van de kalibratiecurve voor de kwantificering van PBAT uit een bepaalde bodem

OPMERKING: Een kalibratiecurve die is gemaakt op basis van bodemmonsters waaraan bekende hoeveelheden PBAT zijn toegevoegd, geeft nuttige informatie over hoe PBAT wordt geëxtraheerd en teruggewonnen uit een bepaalde bodem. De extractie is niet voor alle bodems of alle vormen van PBAT hetzelfde. We vermoeden dat de extractie-efficiëntie afhankelijk is van het gehalte aan klei en organisch materiaal in de bodem33, en raden aan om een kalibratiecurve te maken voor elke bodemreeks en horizon van belang. De kalibratiecurve kan worden gemaakt voor of na het verwerken van onbekende monsters met deze methode.

  1. Verzamel en bereid het equivalent van 2,5 kg droge grond voor, zoals beschreven in de stappen 1.1-1.3.
  2. Bepaal het bereik dat door de kalibratiecurve moet worden bestreken; de maximale PBAT-concentratie die in de kalibratiecurve wordt gebruikt, moet hoger zijn dan de hoogste PBAT-concentratie onder onbekende monsters.
  3. Bereid of verkrijg voldoende PBAT-plastic om 5 puntige monsters van 100 g grond te maken met 0%, 25%, 50%, 75% en 100% van de maximale concentratie (25 monsters in totaal). Als bijvoorbeeld 40 mg/kg de gewenste maximale concentratie is, is er in totaal 50 mg PBAT nodig om de verrijkte monsters te maken.
  4. Bereid 25 monsters van elk 100 g aarde voor. Spike de monsters door plastic op PBAT-basis te wegen en toe te voegen aan bodemmonsters met de voorgeschreven snelheden. Als bijvoorbeeld 40 mg/kg PBAT de gewenste maximale concentratie is, maak dan 5 monsters zonder PBAT, 5 monsters met 1 mg PBAT, 5 monsters met 2 mg PBAT, 5 monsters met 3 mg PBAT en 5 monsters met 4 mg PBAT. Nadat je PBAT aan de grond hebt toegevoegd, goed mengen.
  5. Extraheer PBAT uit de 25 puntige monsters, verzamel vervolgens NMR-spectra uit de extracten en analyseer de resulterende spectra zoals beschreven in stap 2.1 tot en met 4.16.
  6. Identificeer de vergelijking van een kalibratiecurve voor PBAT in deze bodem door een lineaire regressie uit te voeren tussen de gemeten hoeveelheid PBAT in elk puntig monster en de werkelijke hoeveelheid PBAT die is toegevoegd in een statistische analysetool. We gebruikten een spreadsheet. Als er geen PBAT wordt gedetecteerd in de steekproeven zonder dat er PBAT is toegevoegd, dan is kracht b = 0 in de regressie.
    OPMERKING: Een lineaire regressietest beoordeelt de sterkte van de lineaire relatie tussen twee continue numerieke variabelen x en y, volgens de relatie y = mx + b. De waarden van m en b die het beste bij de gegevens passen, worden door de test berekend. De r 2-coëfficiënt van de regressietest beschrijft hoe nauw de twee variabelen met elkaar gecorreleerd zijn.
  7. Test op een significant verband tussen extractie-efficiëntie en PBAT-concentratie met behulp van de statistische analysetool. Bereken de extractie-efficiëntie van PBAT uit de geprikte monsters als
    figure-protocol-7
  8. Gebruik de statistische analysetool om de waarschijnlijkheid te berekenen dat de waargenomen gegevens willekeurig kunnen plaatsvinden zonder een correlatie tussen extractie-efficiëntie en PBAT-concentratie. Als deze p-waarde groter is dan de vooraf bepaalde significantiedrempel, α, dan verwerpt het niet de nulhypothese dat er geen verband is tussen de twee variabelen. Als dit het geval is, kan worden aangenomen dat de extractie-efficiëntie constant is voor alle PBAT-concentraties binnen het geteste bereik. Als de nulhypothese wordt verworpen, is het hier beschreven lineaire model misschien niet de beste manier om de gegevens te modelleren.
  9. Gebruik de lineaire regressievergelijking van de kalibratiecurve om de hoeveelheid PBAT te schatten in onbekende monsters die met deze methode zijn verwerkt. Als de regressie x variabele de werkelijke hoeveelheid PBAT was in de kalibratiecurve spiked samples, de y variabele de gemeten hoeveelheid PBAT was en b was ingesteld op 0, dan
    figure-protocol-8
    OPMERKING: Het PBAT-gehalte van duplomonsters dat wordt geschat met behulp van een kalibratiecurvevergelijking kan worden gebruikt om een betrouwbaarheidsinterval te genereren voor de hoeveelheid PBAT in een bepaalde bodem, of als een gemiddelde en betrouwbaarheidsinterval kunnen worden berekend voor de PBAT-concentraties in duplo-extracten, dan kan de kalibratiecurve worden toegepast om de PBAT-concentratie in de bodem te schatten. Beide volgorde van bewerkingen levert hetzelfde betrouwbaarheidsinterval op voor het PBAT-gehalte in de bodem. Denk bijvoorbeeld aan extracten van 10 replicaatmonsters met PBAT-concentraties van 10, 5, 2, 4, 10, 11, 2, 6, 8 en 5 mg/kg en de kalibratiecurvevergelijking y (gemeten PBAT in extract) = 0.75 x (echte PBAT in bodem). De PBAT-concentraties in de bodem in elk duplicaat kunnen worden geschat op 13, 7, 3, 5, 13, 15, 3, 8, 11 en 7 mg/kg. Dan zou de gemiddelde PBAT-concentratie in de bodem worden geschat op 8,4 mg/kg met een standaarddeviatie van 4,4 mg/kg. Als eerst een gemiddelde en standaarddeviatie worden berekend voor extract-PBAT-concentraties (10, 5, 2, 4, 10, 11, 2, 6, 8 en 5), wordt een gemiddelde van 6,3 mg/kg en een standaarddeviatie van 3,3 mg/kg berekend. Vervolgens kan de kalibratiecurve worden toegepast op zowel het gemiddelde als de standaarddeviatie om de PBAT-concentratie in de bodem te schatten: gemiddelde van 8,4 mg/kg, standaarddeviatie van 4,4 mg/kg.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om de werkzaamheid van deze methode bij het kwantificeren van PBAT-polymeer uit de bodem te beoordelen, werden kalibratiecurven geconstrueerd door PBAT te extraheren uit puntige monsters die waren gemaakt van drie verschillende bodems. Voor elk van de drie bodems (details in tabel 3) werd de grond door een zeef van 2 mm geleid en vervolgens aan de lucht gedroogd. Puntige monsters werden gemaakt door 0, 9, 18, 27 of 36 mg MP op PBAT-basis toe te voegen aan 100 g droge gro...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We stellen een methode voor voor solventextractie van PBAT uit de bodem in combinatie met 1H-NMR om PBAT in het extract te kwantificeren. Belangrijke elementen van het extractieproces zijn de extractietechniek en -apparatuur, het oplosmiddel dat wordt gebruikt om te extraheren en de benodigde tijd. We hebben ervoor gekozen om een extractietechniek te gebruiken die relatief eenvoudige en goedkope apparatuur vereist (glazen potten, glazen kralen en een schudtafel) in vergelijkin...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen of persoonlijke relaties hebben die van invloed zouden kunnen zijn geweest op het werk dat in dit artikel wordt gerapporteerd.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dank aan de USDA-NIFA voor het financieren van dit project via toekenningsnummer 2020-67019-31167 aan SMS en aan het Strategic Planning Research Initiatives (SPRINT)-programma van de University of Tennessee voor een interne subsidie DGH en SMS. De financiers hadden geen rol in de opzet van het onderzoek, het verzamelen van gegevens, analyse, interpretatie, het schrijven van rapporten of de beslissing om het artikel voor publicatie in te dienen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1,4-dimethoxybenzeenArcos Organics 99%+AC115411000 1 mg per monster
Bernstein glasfles met PTFE-voering deksel (1 L)Kimble5223253C-26herbruikbaar
Chloroform; trichloromethaanFisher ChemicalAA43685M6 90 mL per monster; Fisher Optima
Gedeutereerd chloroform; trichloro(deuterio)methaanSigma Aldrich10342000251 mL per monster; minimaal 99,8% gedeutereerd; gestabiliseerd met zilver
Glaskralen (3 mm diameter)Propper Manufacturing300060020 per monster
Glazen extractiepotjes met PTFE-voering deksel (~250 mL inhoud)Kimble5510858B2 per monster, herbruikbaar
Graderen cilinder, 1 L, polypropyleenNalgene3662-1000herbruikbaar
Graderen cilinder, 500 mL, polypropyleenNalgene3662-0500herbruikbaar
MethanolFisher ChemicalA412-4 20 mL per monster; gecertificeerd ACS
Micropipet met een bereik van 0,5 - 1 mLFisher Scientific3123000063herbruikbaar
NMR spectrometerBrukern/a500 MHz instrument
NMR buis (7 inch hoogte, hoge doorvoer)WilmadWG-1000-71 per monster
Platform shakerEppendorf, Excella E5 M1355-0000herbruikbaar
Polyethyleen pipettetip (10 mL inhoud)Eppendorf224920981 per monster, eenmalig gebruik
Polypropyleen micropipet tips (1 mL inhoud)Fisher Scientific02-707-5103 per monster, eenmalig gebruik
Semi-microbalansMettler Toledo30532226herbruikbaar

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Andrady, A. L. The plastic in microplastics: A review. Mar Pollut Bull. 119 (1), 12-22 (2017).
  2. Fakour, H., et al. Quantification and analysis of microplastics in farmland soils: Characterization, sources, and pathways. Agriculture. 11 (4), 330(2021).
  3. Wang, K., et al. Impact of long-term conventional and biodegradable film mulching on microplastic abundance, soil structure and organic carbon in a cotton field. Environ Pollut. 356, 124367(2024).
  4. Plastics Europe Plastics - the Facts. , Plastics Europe. Available from: https://plasticseurope.org/knowledge-hub/plastics-the-facts-2022/ (2022).
  5. Assessment of agricultural plastics and their sustainability: A call for action. , Food Agriculture Organization. Rome. (2021).
  6. Beriot, N., et al. Intensive vegetable production under plastic mulch: A field study on soil plastic and pesticide residues and their effects on the soil microbiome. Sci Total Environ. 900, 165179(2023).
  7. Liu, E. K., He, W. Q., Yan, C. R. White revolution to white pollution - Agricultural plastic film mulch in China. Environ Res Lett. 9 (9), 091001(2014).
  8. Sintim, H. Y., et al. Release of micro- and nanoparticles from biodegradable plastic during in situ composting. Sci Total Environ. 675, 686-693 (2019).
  9. Skoczinski, P., et al. Bio-based building blocks and polymers - Global capacities, production and trends 2023-2028. Indust Biotech. 20 (2), 52-59 (2024).
  10. Hayes, D. G., et al. Effect of diverse weathering conditions on the physicochemical properties of biodegradable plastic mulches. Polymer Testing. 62, 454-467 (2017).
  11. Li, C., et al. Effects of biodegradable mulch on soil quality. Appl Soil Ecol. 79, 59-69 (2014).
  12. Wang, F., Wang, Q., Adams, C. A., Sun, Y., Zhang, S. Effects of microplastics on soil properties: Current knowledge and future perspectives. J Hazardous Mater. 424, 127531(2021).
  13. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  14. Paul, A., Wander, L., Becker, R., Goedecke, C., Braun, U. High-throughput NIR spectroscopic (NIRS) detection of microplastics in soil. Environ Sci Pollut Res. 26 (8), 7364-7374 (2019).
  15. Wortman, S. E., Jeske, E., Samuelson, M. B., Drijber, R. A new method for detecting micro-fragments of biodegradable mulch films containing poly(butylene adipate-co-terephthalate) (PBAT) in soil. J Environ Quality. 51 (1), 123-128 (2021).
  16. Peez, N., et al. Quantitative analysis of PET microplastics in environmental model samples using quantitative 1H-NMR spectroscopy: Validation of an optimized and consistent sample clean-up method. Anal Bioanal Chem. 411 (28), 7409-7418 (2019).
  17. Praveena, S. M., Aris, A. Z., Singh, V. Quality assessment for methodological aspects of microplastics analysis in soil. Trend Environ Anal Chem. 34, e00159(2022).
  18. Primpke, S., et al. Critical assessment of analytical methods for the harmonized and cost-efficient analysis of microplastics. Appl Spectro. 74 (9), 1012-1047 (2020).
  19. Käppler, A., et al. Analysis of environmental microplastics by vibrational microspectroscopy: FTIR, Raman or both. Anal Bioanal Chem. 408 (29), 8377-8391 (2016).
  20. Watteau, F., Dignac, M. F., Bouchard, A., Revallier, A., Houot, S. Microplastic detection in soil amended with municipal solid waste composts as revealed by transmission electronic microscopy and pyrolysis/GC/MS. Front Sustainable Food Syst. 2, 407866(2018).
  21. Pfohl, P., et al. Microplastic extraction protocols can impact the polymer structure. Microplastics Nanoplastics. 1 (1), 1-13 (2021).
  22. Xu, J. L., Thomas, K. V., Luo, Z., Gowen, A. A. FTIR and Raman imaging for microplastics analysis: State of the art, challenges and prospects. Trend Anal Chem. 119, 115629(2019).
  23. Cardoza, L. A., Korir, A. K., Otto, W. H., Wurrey, C. J., Larive, C. K. Applications of NMR spectroscopy in environmental science. Prog Nucl Magnetic Resonance Spectr. 45 (3-4), 209-238 (2004).
  24. Peez, N., Rinesch, T., Kolz, J., Imhof, W. Applicable and cost-efficient microplastic analysis by quantitative 1H-NMR spectroscopy using benchtop NMR and NoD methods. Magnetic Resonance Chem. 60 (1), 172-183 (2022).
  25. Günther, M., Imhof, W. Simultaneous quantification of microplastic particles by non-deuterated (NoD) 1 H-qNMR from samples comprising different polymer types. Analyst. 148 (5), 1151-1161 (2023).
  26. Papini, G., Petrella, G., Cicero, D. O., Boglione, C., Rakaj, A. Identification and quantification of polystyrene microplastics in marine sediments facing a river mouth through NMR spectroscopy. Marine Pollut Bull. 198, 115784(2024).
  27. Herrera, R., Franco, L., Rodríguez-Galán, A., Puiggalí, J. Characterization and degradation behavior of poly(butylene adipate-co-terephthalate)s. J Polymer Sci Part A. 40 (23), 4141-4157 (2002).
  28. Mauel, A., Pötzschner, B., Meides, N., Siegel, R., Strohriegl, P., Senker, J. Quantification of photooxidative defects in weathered microplastics using 13 C multiCP NMR spectroscopy. RSC Adv. 12 (18), 10875-10885 (2022).
  29. Bharti, S. K., Roy, R. Quantitative 1H NMR spectroscopy. Trend Anal Chem. 35, 5-26 (2012).
  30. Li, X., Hu, K. Quantitative NMR Studies of Multiple Compound Mixtures. Ann Rep NMR Spectro. 90, 85-143 (2017).
  31. Simmler, C., Napolitano, J. G., McAlpine, J. B., Chen, S. N., Pauli, G. F. Universal quantitative NMR analysis of complex natural samples. Curr Opinion Biotechnol. 25, 51-59 (2014).
  32. Giraudeau, P. Challenges and perspectives in quantitative NMR. Magnetic Reason Chem. 55 (1), 61-69 (2017).
  33. Nelson, T. F., Remke, S. C., Kohler, H. P. E., McNeill, K., Sander, M. Quantification of Synthetic Polyesters from Biodegradable Mulch Films in Soils. Environ Sci Technol. 54, 266-275 (2020).
  34. Brandolini, A. J., Hills, D. D. NMR spectra of polymers and polymer additives. , CRC Press. Boca Raton. (2000).
  35. Matsuda, H., Asakura, T., Miki, T. Triad sequence analysis of poly(ethylene/butylene terephthalate) copolymer using 1H NMR. Macromolecules. 35 (12), 4664-4668 (2002).
  36. Yu, Y., Flury, M. How to take representative samples to quantify microplastic particles in soil. Sci Total Environ. 784, 147166(2021).
  37. Cambardella, C. A., et al. Field-scale variability of soil properties in central Iowa soils. Soil Sci Soc Am J. 58, 1501-1511 (1994).
  38. Ramsey, M. H., Argyraki, A. Estimation of measurement uncertainty from field sampling: Implications for the classification of contaminated land. Sci Total Environ. 198 (3), 243-257 (1997).
  39. Desaules, A. Critical evaluation of soil contamination assessment methods for trace metals. Sci Total Environ. 426, 120-131 (2012).
  40. Pennock, D., Yates, T., Braidek, J. Soil Sampling Designs. Soil Sampl Meth Anal. , 25-38 (2006).
  41. Büks, F., Kaupenjohann, M. Global concentrations of microplastics in soils - A review. SOIL. 6 (2), 649-662 (2020).
  42. Bowen, M., O'Neill, I., Pringuer, M. Quantitiative Applications of Nuclear Magnetic Resonance in Pharmaceutical Analysis. Proc Soc Anal Chem. , 294-297 (1974).
  43. Frank, O., Kreissl, J. K., Daschner, A., Hofmann, T. Accurate determination of reference materials and natural isolates by means of quantitative 1H NMR spectroscopy. J Agri Food Chem. 62 (12), 2506-2515 (2014).
  44. Malz, F., Jancke, H. Validation of quantitative NMR. J Pharma Biomed Anal. 38 (5), 813-823 (2005).
  45. Astner, A. F., et al. Forming micro-and nano-plastics from agricultural plastic films for employment in fundamental research studies. J Vis Exp. (185), e641112(2022).
  46. Anunciado, M. B., et al. Effect of environmental weathering on biodegradation of biodegradable plastic mulch films under ambient soil and composting conditions. J Polymer Environ. 29 (9), 2916-2931 (2021).
  47. Deshoulles, Q., et al. Hydrolytic degradation of biodegradable poly(butylene adipate-co-terephthalate) (PBAT) - Towards an understanding of microplastics fragmentation. Polymer Degrad Stability. 205, 110122(2022).
  48. Zhang, Y., et al. Aging significantly increases the interaction between polystyrene nanoplastic and minerals. Water Res. 219, 118544(2022).
  49. Peez, N., Janiska, M. C., Imhof, W. The first application of quantitative 1H NMR spectroscopy as a simple and fast method of identification and quantification of microplastic particles (PE, PET, and PS). Anal Bioanal Chem. 411 (4), 823-833 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Kwantificering van microplasticskwantificering van nanoplasticsPBAT extractiebiologische afbraak in bodemproton NMR spectroscopieoplosmiddelextractiechloroform methanolmicroplastics in bodembiologisch afbreekbare plasticsmilieumonitoring

Gerelateerde artikelen