Methodenartikel

Opstelling en validatie van een rattenmodel van pulmonale arteriële hypertensie geassocieerd met longfibrose

1.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67747

⸱

23 mei 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Respiratory Diseases, National Center for Respiratory Medicine, Guangdong Key Laboratory of Vascular Diseases, National Clinical Research Center for Respiratory Diseases, Guangzhou Institute of Respiratory Health, the First Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 2Department of Critical Care Medicine, The Third Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 3GMU-GIBH Joint School of Life Sciences, Guangzhou Medical University, 4Guangzhou laboratory, Guangzhou International Bio Island

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier wordt de methode geïntroduceerd voor het induceren van pulmonale arteriële hypertensie geassocieerd met longfibrose (PF-PH) rattenmodel door bleomycine in de luchtwegen te injecteren. We bieden ook een stapsgewijze aanpak om dit diermodel te valideren.

Samenvatting

Patiënten met longfibrose lopen een hoger risico op het ontwikkelen van pulmonale hypertensie, een complicatie met een slechte prognose. Op dit moment is het mechanisme van deze link nog steeds slecht begrepen. Een groot obstakel voor vooruitgang op dit gebied is het ontbreken van een betrouwbaar diermodel om PF-PH te repliceren. Deze studie had tot doel een stabiel PF-PH-rattenmodel op te stellen. Ratten werden 's nachts gevast voorafgaand aan de interventie. Onder natriumpentobarbital-anesthesie (45 mg/kg) werd de luchtpijp geïntubeerd met een PE50-buis die werd ingebracht tot een diepte van 3 cm (de afstand van de glottis tot de buis). Bleomycine (BLM) werd intratracheaal toegediend als een enkelvoudige dosis (5 mg/kg, opgelost in 0,2 ml 0,9% NaCl). Na de injectie werden de ratten onmiddellijk geroteerd om een gelijkmatige verdeling van de BLM te garanderen. 35 dagen na de BLM-injectie vertoonden de ratten een progressieve verslechtering van de longfunctie en een verhoogde systolische druk in de rechterventrikel en hypertrofie van de rechterventrikel, waardoor de pathologische kenmerken van pulmonale hypertensie aan het licht kwamen. We bieden een algemene en betrouwbare methode om een rattenmodel van PF-PH op te stellen.

Inleiding

Pulmonale hypertensie (PH) als gevolg van interstitiële longziekte (ILD) komt klinisch vaak voor, met een geschatte prevalentie van 10% tot 80% bij patiënten met idiopathische longfibrose (IPF), en wordt ook vaak gezien bij andere fibrotische ILD's 1,2. Talrijke studies hebben aangetoond dat de ontwikkeling van PH verband houdt met substantiële morbiditeit en verminderde overleving 3,4,5. Vergeleken met groep 1 pulmonale arteriële hypertensie (PAH) blijft de pathogenese van pulmonale arteriële hypertensie geassocieerd met longfibrose (PF-PH) slecht begrepen6. Het doel van het opstellen van een diermodel van PF-PH bij ratten is om een betrouwbaar kader te bieden voor wetenschappelijk onderzoek naar longfibrose geassocieerd met pulmonale hypertensie en om mogelijke wegen voor klinische therapeutische toepassingen te verkennen.

Bleomycine is een klassieke inductor van longfibrose die veel wordt gebruikt in diermodellen7. Verder onderzoek door Blackburn et al.8 en ons laboratorium9 heeft aangetoond dat bleomycine ook typische pathologische kenmerken van pulmonale hypertensie kan veroorzaken, zoals verhoogde systolische druk van het rechterventrikel (RVSP) en hypertrofie van het rechterventrikel. Mechanistisch gezien induceert bleomycine pulmonale parenchymale fibrose, hypoxische vasoconstrictie en een vermindering van de dichtheid van de pulmonale vaatbedden, wat leidt tot de ontwikkeling van pulmonale hypertensie6. Bovendien zagen we een significant verlies van pulmonale vasculaire endotheelcellen vanaf dag 7 van de behandeling met bleomycine, waarbij dit verlies in de loop van experiment9 geleidelijk verslechterde. Dit fenomeen suggereert dat door bleomycine geïnduceerde pulmonale vasculaire endotheliale disfunctie een mogelijke rol kan spelen bij het ontstaan en de progressie van pulmonale hypertensie.

Als gevolg van pulmonale interstitiële fibrose bevinden IPF-patiënten zich lange tijd in een staat van hypoxie en treden compenserende veranderingen op in cardiopulmonale vaten, wat leidt tot pulmonale hypertensie6. Het gebruik van diermodellen kan ons helpen de onderliggende mechanismen van menselijke idiopathische longfibrose geassocieerd met pulmonale hypertensie beter te begrijpen. Hoewel dit model de pathologische kenmerken van ziekten bij de mens niet volledig kan simuleren, kan dit model toch waardevolle inzichten opleveren. Er zijn veel experimentele modellen die longfibrose simuleren, zoals enkelvoudige dosis luchtweginfusie van bleomycine, virale vectorafgifte van transformerende groeifactoren en blootstelling aan silica 8,10. Op dit moment is het BLM-model het meest gebruikte en gekarakteriseerde model omdat het gemakkelijk in korte tijd kan worden geïnduceerd en een hoge reproduceerbaarheid heeft. Bovendien zijn temporele veranderingen in longfibrose geëvalueerd in een bleomycinemuismodel, waar verhoogde expressie van fibrosemarkers en genen geassocieerd met ziektepathologie, zoals Col1A1 en Col1A2, werden waargenomen van dag 15-218. Cardiovasculaire veranderingen, zoals rechterventrikelhypertrofie en een significante toename van RVSP, werden gedetecteerd op of na dag 3311. Tegelijkertijd heeft ons laboratorium eerder de veranderingen in PH- en PF-parameters van rattenmodellen geïnduceerd door bleomycine9 geëvalueerd. We ontdekten dat naast longfibrose (PF) kenmerken zoals progressieve longfunctiestoornis en collageenafzetting bij ratten, typische kenmerken van pulmonale hypertensie (PH) geleidelijk naar voren kwamen binnen 7 tot 35 dagen na een enkele luchtweginstillatie van bleomycine. RVSP en Fulton-index toonden een toename van de tijdsafhankelijkheid. Momenteel zijn in de literatuur verschillende dieren met longfibrose gemeld. Sommige experts hebben gesuggereerd dat rattenmodellen een meer uitgesproken fibrotische respons vertoonden dan de muismodellen12. Om de progressie van longfibrose in combinatie met pulmonale hypertensie beter te bestuderen, is een door bleomycine geïnduceerd rattenmodel daarom de sleutel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De dierproeven die in deze studie worden beschreven, zijn goedgekeurd door het Animal Care and Use Committee van The First Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University (ethisch goedkeuringsnummer: 2018-456).

1. Aanschaf van experimentele ratten

  1. Verdeel ratten in twee groepen: de normale controlegroep en de modelgroep, met 7 ratten in elke groep. Gebruik 10 weken oude mannelijke Sprague-Dawley (SD) ratten met een gewicht van 200 ± 20 g voor het onderzoek

2. Inductie van het PF-PH-rattenmodel

  1. Om te voorkomen dat aspiraties tijdens de procedure worden uitgebraakt, vasten de ratten 's nachts voordat ze worden gemodelleerd.
  2. Verdoof ratten door intraperitoneale injectie van pentobarbital-natrium (45 mg/kg) om procedurele nauwkeurigheid en veiligheid te garanderen en pijn en stress bij dieren te minimaliseren. Bevestig de chirurgische anesthesieniveaus door een gebrek aan reactie op het beknellen van de teen. Breng tegelijkertijd een zalf aan op de ogen van de ratten om uitdroging te voorkomen.
  3. Intubeer de luchtpijp van de rat met een PE50-buis ingebracht tot een diepte van 3 cm (de afstand van de glottis tot de buis).
  4. Gebruik een spuit van 1 ml (26 G) om 0,2 ml bleomycine op te zuigen (5 mg/kg, opgelost in 0,2 ml 0,9% NaCl). Injecteer de spuit met BLM in de luchtwegen via een canule als een enkele dosis. Voer voor ratten in de controlegroep intratracheale toediening van steriele normale zoutoplossing (0,2 ml) uit. Tijdens dit proces hebben ratten geen pijnstilling nodig.
  5. Om een gelijkmatige verdeling van bleomycine te garanderen, plaatst u de rat in rugligging, houdt u deze voorzichtig vast en draait u hem langzaam. De aanbevolen rotatiehoek is 30°-45°, afwisselend tussen de zijden. Elke rotatie moet 10-15 s worden volgehouden, 3x-4x herhaald.
  6. Plaats de ratten op verwarmingskussens om de lichaamstemperatuur op peil te houden en houd hun status nauwlettend in de gaten. Observeer wanneer de ratten uit zichzelf beginnen te bewegen en breng de dieren over van het verwarmingskussen naar een aparte kooi voor herstel.
  7. Evalueer na 5 weken BLM-injectie de ratten om te bepalen of het PF-PH-model met succes kan worden vastgesteld met behulp van methoden zoals echocardiografische monitoring, hemodynamische metingen en histologische analyse.

3. Echocardiografische bewaking

  1. Verdoof ratten met 4% isofluraan. Verwijder de vacht van de rat met een ontharingscrème en breng ultrasone gel aan op zijn borst.
  2. Evalueer de functionele en structurele parameters van het rechterhart bij ratten met een ultrasone sonde van 250 MHz. Om het beste zicht op de lange as van het ventrikel te verkrijgen, plaatst u de sonde aan de linkerkant van de mediaanlijn van de borst van het dier.
  3. Draai de sonde, afhankelijk van de individuele anatomie, 15° tegen de klok in ten opzichte van de linker parasternale lijn, met de snijtand naar de rechterschouder gericht, en stel de x- en y-as in de B-modus zo in dat het hele hart zich in het midden van het gezichtsveld bevindt.
  4. Selecteer Kleur om de kleur van de bloedstroom weer te geven om de longslagader te onderscheiden (het bloedstroomsignaal van de longslagader in deze positie is blauw).
  5. Selecteer de PW-modus (PW Doppler), plaats de bemonsteringsleiding onder de longklep en draai aan de PW-hoekknop om de richting van de bemonsteringslijn aan te passen zodat de bemonsteringsrichting evenwijdig is aan de richting van de bloedstroom van de longslagader (ongeveer 25°). Druk nogmaals op de PW-toets en verkrijg de versnellingstijd/ejectietijd van de longslagader (PAT/PET). Meet ten minste vijf hartcycli en gemiddeld. Gebruik Cine om de afbeelding op te slaan.
  6. Stel het dier in op een laag hoofd en een hoge voet, plaats de ultrasone sonde aan de top van het hart van het dier en drijf de echografie langs de top van het hart om het incisale oppervlak met vier kamers te verkrijgen. Pas de x- en y-as in de B-modus aan om ervoor te zorgen dat de vier hartkamers zichtbaar zijn.
  7. Geef de meetlijn 2x weer door de M-modus ingedrukt te houden en plaats deze op de kruising van de tricuspidalisklepring en de vrije rechterventrikelwand. Meet de verplaatsingsafstand van de tricuspidalisklep (TAPSE) binnen ten minste drie hartcycli en bewaar deze in Cine.
  8. Plaats de sonde op de middellijn van het rechter sleutelbeen van de borst van het dier en stel de hoek tussen de sonde en de borstinkeping van het dier in op ongeveer 45°. Pas het beeld aan in de B-modus zodat het rechterventrikel en het interventriculaire septum zichtbaar zijn.
  9. Selecteer M-Mode om de meetlijn 2x weer te geven en plaats de meetlijn in het midden van het interventriculaire septum. De bemonsteringslijn stond loodrecht op de vrije wand van de rechterventrikel. Sla de afbeelding op om de dikte van de vrije wand van de rechterventrikel te verkrijgen.

4. Schatting van de longfunctie

  1. Open de PFT-software en controleer of het apparaat wordt herkend. Kalibreer volgens de instructies van de apparatuur om de nauwkeurigheid van debietsensoren en druksensoren te garanderen. Stel testparameters in de PFT-software in, zoals ademhalingsfrequentie, ademvolume, testduur, enz.
  2. De dierdetectiemodus is de modus voor rattenstudies. Zet de schakelaar van het hoofdbesturingsinstrument aan en zorg ervoor dat de schakelaar van elke signaalversterker in de uit-stand staat.
  3. Stel de luchtstroom in op basis van het lichaamsgewicht van het dier. Draai de regelmoer voor de zuigluchtstroom aan en stel de inspiratie in op 5. Draai de uitademingsmoer voor de luchtstroom aan en stel de langzame vervaldatum in op -4. Stel de drukwaarde in op 60 cm H2O en kalibreer het instrument vervolgens in de volgorde van FRC-stroom, stroming, hoge stroom en longdruk met een fout van minder dan 0,5%.
  4. Verdoof ratten door intraperitoneale injectie met pentobarbitalnatrium (45 mg/kg) zoals in stap 2.2. Snijd de huid langs het midden van de nek en verwijder de spier laag voor laag.
  5. Maak in het blootgestelde bovenste gedeelte van de cervicale luchtpijp een horizontale incisie tussen de tracheale kraakbeenringen. Steek de metalen canule snel in de tracheale incisie en zorg ervoor dat de canule correct gepositioneerd en veilig is. Gebruik 4-0 zijden draadhechtingen om de canule aan de luchtpijp te bevestigen, zodat deze niet wegglijdt of losraakt. Plaats de rat in het PFT-dierencompartiment en sluit de tracheacanule aan op de interface van het luchtstroomkanaal buiten het instrument.
  6. Klik op de Start-knop en onderzoek de geforceerde vitale capaciteit (FVC) en dynamische longcompliantie. Om de consistentie van de gegevens te garanderen, registreert u elke indicator ten minste 3x.
  7. Nadat de test is voltooid, worden de gegevens opgeslagen en geëxporteerd naar de analysesoftware. Gebruik statistische software om de gegevens te analyseren en de longfunctieparameters van verschillende groepen te vergelijken.

5. Hemodynamische en histologische metingen

  1. Detectie van de systolische druk van het rechterventrikel (RVSP)
    1. Verdoof ratten door intraperitoneale injectie met pentobarbitalnatrium (45 mg/kg) zoals in stap 2.2. Controleer of de rat goed is verdoofd door in de teen te knijpen om ervoor te zorgen dat de rat niet reageert. Bevestig de buik van de rat omhoog op de experimentele bank en breng oogcrème aan op de ogen van de rat om uitdroging te voorkomen.
    2. Maak een incisie (ongeveer 4 cm) aan de rechterkant van de nek met een chirurgische schaar en scheid de uitwendige halsader door middel van een microchirurgische tang. Scheid de aderen met een lengte van ongeveer 1 cm voorzichtig met een microtang en breng twee chirurgische lijnen in aan de distale en proximale uiteinden.
    3. Week de PE50-tube vóór intubatie gedurende ten minste 30 minuten in een normale zoutoplossing met 1% heparine, natrium of EDTA. Pas de fysiologische recorder aan om de druk terug te brengen naar de 0-lijn en stel het drukbereik in op 0-150 mmHg.
    4. Ligate het distale uiteinde van de uitwendige halsader met 4-0 zijdedraad, til de proximale chirurgische lijn voorzichtig op en plaats deze op de distale aderwand. Gebruik een kleine schaar om een kleine incisie te maken (ongeveer 0,3 mm). Nadat u de PE50-buis in de externe halsader hebt ingebracht, gebruikt u 4-0 zijdedraad om de katheter samen met de externe halsader te ligate om bloedlekkage te voorkomen.
    5. Observeer de golfvorm van de veneuze druk op de recorder. Duw de katheter langzaam in het rechter atrium en de golfvorm van het rechter atrium is zichtbaar, met een amplitude van ongeveer 0-5 mmHg. Nadat de katheter zich van het rechteratrium naar de rechterventrikel blijft verplaatsen, is de golfvorm van de rechterventrikeldruk te zien. Wanneer de druk stabiel is, registreert u RVP gedurende 5 minuten en worden de gegevens opgeslagen en geanalyseerd met analysesoftware.
  2. Detectie van de Fulton-index
    1. Na detectie van RVSP, na isofluraan-anesthesie (5%, 2 L/min Ø2), worden de ratten geëuthanaseerd door middel van verbloeding.
    2. Verwijder na de thoracotomie het intacte hart van de rat met een pincet. Knip de oorschelp en het bindweefsel bij het hart af met een schaar.
    3. Snijd de vrije wand van de rechterventrikel langs de longslagader door. Dit weefsel is de rechterventrikel (RV). De overige weefsels zijn linkerventrikel plus interventriculair septum (LV+S). Laat na scheiding het oppervlak van de rechterventrikel (RV) en linkerventrikel plus het interventriculaire septum (LV+S) leeglopen met filtreerpapier en weeg ze afzonderlijk af met behulp van een analytische balans. Na het registreren van het gewicht van de rechterventrikel (RV) en de linkerventrikel plus ventrikelseptum (LV+S), berekent u de gewichtsverhouding van de rechterventrikel tot de linkerventrikel plus ventrikelseptum (RV/(LV+S)).
  3. Histologische kleuring
    1. Gebruik na het openen van de borstholte een spuit van 10 ml om 3 ml zoutoplossing op te zuigen. Steek de spuit in de longslagader en injecteer langzaam de zoutoplossing om de longen te spoelen en bloed en andere resten te verwijderen.
    2. Gebruik een schaar om de juiste accessoirekwab en de rechter voorkwab van de long te ontleden. Plaats deze twee longlobben in 4% formaline voor fixatie om de weefselmorfologie en structuur te behouden. Plaats snel de resterende drie lobben van de long (zoals de linkerlong, de rechter middenkwab en de rechter achterkwab) in vloeibare stikstof voor bevroren opslag, klaar voor latere experimenten.
    3. Verwijder overtollig vet en bindweefsel van het oppervlak van het longweefsel om ervoor te zorgen dat de weefselblokken schoon en netjes zijn. Snijd de longlobben in kleine blokjes van 5 mm x 5 mm x 3 mm. Plaats de bijgesneden weefselblokken in de dehydrator en dehydrateer ze geleidelijk met behulp van een gradiëntreeks alcohol (60%, 70%, 80%, 90%, 100%).
    4. Dompel het longweefsel 2 uur onder in xyleen om transparantie te verkrijgen. Week het na verwijdering gedurende 2 uur in gesmolten paraffine bij 56-58 °C om volledige infiltratie te garanderen. Plaats het weefsel vervolgens in een mal en plaats het met het snijvlak naar beneden gericht voor latere secties.
    5. Snijd het wasblok op de microtoom met een dikte van 4-8 μm13 en bewaar het bij kamertemperatuur voor pathologische kleuring.
    6. Voer de trichrome kleuring van Eosin en Massonuit 14.

6. Detectie van hydroxyproline (HYP)

  1. Weeg 30-100 mg longweefsel af in een glazen buis. Voeg 2 ml zoutzuuroplossing (6 mol/L) toe en verteer bij 110 °C in een oven gedurende 2-6 uur tot er geen grote klonten meer zichtbaar zijn.
  2. Stel na afkoeling de pH-waarde in op 6-8 met behulp van 1 ml NaOH-oplossing (10 mol/L) en condenseer vervolgens het gedestilleerde water tot een oplossing van 4 ml. Centrifugeer ten slotte 20 minuten bij 28.620 x g bij 25 °C en neem het bovenstaande als zijnde.
  3. Verwarm de microplaatlezer 30 minuten voor, stel de golflengte in op 560 nm en zet het instrument op nul met gedestilleerd water.
  4. Verdun de standaardoplossing met gedestilleerd water om standaardoplossingen te bereiden met concentraties van 30, 15, 7.5, 3.75, 1.875, 0.938, 0.469 en 0.234 μg/ml.
  5. Neem 60 μl van het bovenstaande monster, meng dit met 60 μl reagens A en laat het vervolgens 20 minuten bij kamertemperatuur staan.
  6. Voeg 60 μl reagens B en 120 μl gedestilleerd water toe. Plaats de gemengde oplossing gedurende 20 minuten in een waterbad van 60 °C. Volg dezelfde stappen voor elke concentratie van de standaardoplossingen (bijv. 30, 15, 7.5, 3.75, 1.875, 0.938, 0.469, 0.234 μg/ml) en voer de bewerkingen dienovereenkomstig uit.
  7. Na 15 minuten bij kamertemperatuur te hebben gestaan, neemt u 200 μl van de oplossing in de plaat met 96 putjes om de lichtabsorptiewaarde bij 560 nm te detecteren. Zet de standaardcurve uit met de concentratie van de standaardoplossingen als de x-as en de gemeten waarden als de y-as, waarbij u de vergelijking y=kx+b krijgt. Vervang de gemeten waarde van het monster in de vergelijking om de concentratie van het monster te bepalen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Door bleomycine geïnduceerde longfibrose bij ratten
Bleomycine is gerapporteerd als een klassieke inductor van longfibrose in diermodellen7. Hier werden indexen van longfibrose beoordeeld na BLM-stimulatie. Ten eerste voerden we na 35 dagen BLM-behandeling longfunctietesten uit en ontdekten dat zowel FVC (Figuur 1E) als dynamische longcompliantie (Figuur 1F) in de modelgroep significan...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Idiopathische longfibrose is een progressieve, fatale ziekte met een mediane overleving van 2-3 jaar vanaf de diagnose, wat wijst op een sombere prognose9. Pulmonale hypertensie is een veel voorkomende comorbiditeit van IPF, die IPF snel verslechtert met een verslechterde prognose15. Bovendien waren er beperkte therapeutische opties voor IPF-PH7. Het is dus essentieel om een beter begrip te krijgen van de onderliggen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen relevante financiële toelichtingen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de subsidies van gedeeltelijk door de subsidies van de National Natural Science Foundation of China (82370063, 82170069, 82120108001, 82241012), R&D-programma van Guangzhou National Laboratory (GZNl2023A02013), National Key R&D-programma van China (2022YFE0131500), Guangdong Department of Science and Technology (2024A1515011208, 2022A1515012052, 2024A1515013104, 202102020019, 202201020538, 202201010069, 2023A03J0334), het onafhankelijke project van het State Key Laboratory of Respiratory Disease (SKlRD-Z-202513), de Guangdong Medical Research Foundation (A2023379) Guangzhou Medical University en het plan om wetenschappelijk onderzoek in GMU en Open Research Funds te verbeteren van het zesde aangesloten ziekenhuis van de Guangzhou Medical University (Qingyuan People's Hospital) (202201-101).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
BleomycinMedChemExpressHY-17565A
Coupling agentHYNAUTBX-CSRH
Formalin fixativeBiosharp)BL401B
Hair removal creamLUSENLS-B-TMG-50
Hematoxylin eosin (HE) staining kitBeyotimeC0189S
IsofluraneRWD Life Science(China)R510-22-10
Masson Tri-color dyeing kitBeyotimeC0189S
Normal salineKERONGSLYS-001
syringeBeyotimeFS701-50pcs

Referenties

  1. Sm, N., et al. Clinical significance of pulmonary hypertension in interstitial lung disease: A consensus statement from the Pulmonary Vascular Research Institute's innovative drug development initiative-Group 3 pulmonary hypertension. Pulm Circ. 12 (3), e12127(2022).
  2. Nathan, S. D., et al. Pulmonary hypertension in chronic lung disease and hypoxia. Eur Resp J. 53 (1), 1801914(2019).
  3. King, C. S., Shlobin, O. A. The Trouble With Group 3 Pulmonary Hypertension in Interstitial Lung Disease. Chest. 158 (4), 1651-1664 (2020).
  4. Meyer, K. C. Pulmonary fibrosis, part I: epidemiology, pathogenesis, and diagnosis. Expert Rev Respir Med. 11 (5), 343-359 (2017).
  5. Raghu, G., et al. Idiopathic Pulmonary Fibrosis (an Update) and Progressive Pulmonary Fibrosis in Adults: An Official ATS/ERS/JRS/ALAT Clinical Practice Guideline. Am J Respir Critic Care Med. 205 (9), e18-e47 (2022).
  6. Ruffenach, G., Hong, J., Vaillancourt, M., Medzikovic, L., Eghbali, M. Pulmonary hypertension secondary to pulmonary fibrosis: clinical data, histopathology and molecular insights. Respir Res. 21 (1), 303(2020).
  7. Li, S., Shi, J., Tang, H. Animal models of drug-induced pulmonary fibrosis: an overview of molecular mechanisms and characteristics. Cell Biol Toxicol. 38 (5), 699-723 (2022).
  8. Karmouty-Quintana, H., et al. Deletion of ADORA2B from myeloid cells dampens lung fibrosis and pulmonary hypertension. FASEB J. 29 (1), 50-60 (2015).
  9. Jiang, Q., et al. Dysregulation of BMP9/BMPR2/SMAD signalling pathway contributes to pulmonary fibrosis and pulmonary hypertension induced by bleomycin in rats. Br J Pharmacol. 178 (1), 203-216 (2021).
  10. Degryse, A. L., Lawson, W. E. Progress toward improving animal models for idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Med Sci. 341 (6), 444-449 (2011).
  11. Collum, S. D., et al. Inhibition of hyaluronan synthesis attenuates pulmonary hypertension associated with lung fibrosis. Br J Pharmacol. 174 (19), 3284-3301 (2017).
  12. Ye, X., et al. Animal models of acute exacerbation of pulmonary fibrosis. Respir Res. 24 (1), 296(2023).
  13. León-Mancilla, B., et al. Three-Dimensional Collagen Matrix Scaffold Implantation as a Liver Regeneration Strategy. J Vis Exp. (172), e62697(2021).
  14. Oldham, S., Rivera, C., Boland, M. L., Trevaskis, J. L. Incorporation of a Survivable Liver Biopsy Procedure in Mice to Assess Non-alcoholic Steatohepatitis (NASH) Resolution. J Vis Exp. (146), e59130(2019).
  15. Jiang, Q., et al. Nephrectomy and high-salt diet inducing pulmonary hypertension and kidney damage by increasing Ang II concentration in rats. Respir Res. 25 (1), 288(2024).
  16. Moore, B. B., Hogaboam, C. M. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 294 (2), L152-L160 (2008).
  17. Jenkins, R. G., et al. An Official American Thoracic Society Workshop Report: Use of Animal Models for the Preclinical Assessment of Potential Therapies for Pulmonary Fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  18. Lahm, T., et al. The effects of estrogen on pulmonary artery vasoreactivity and hypoxic pulmonary vasoconstriction: Potential new clinical implications for an old hormone. Crit Care Med. 36 (7), 2174-2183 (2008).
  19. Chen, Y., et al. Tetramethylpyrazine: A promising drug for the treatment of pulmonary hypertension. Br J Pharmacol. 177 (12), 2743-2764 (2020).
  20. Zheng, Q., et al. Established pulmonary hypertension in rats was reversed by a combination of a HIF-2α antagonist and a p53 agonist. Br J Pharmacol. 179 (5), 1065-1081 (2022).
  21. Chen, J., et al. Upregulation of mechanosensitive channel Piezo1 involved in high shear stress-induced pulmonary hypertension. Thrombo Res. 218, 52-63 (2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Bleomycine inductierechterventrikeldruklongfunctiepulmonale vasculaire remodelleringendotracheale intubatiegeforceerde vitale capaciteithistologische kleuring

Gerelateerde artikelen