Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Normothermic Machine Perfusie van rattennieren voor transplantatie

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68251

⸱

27 januari 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft de ex vivo normotherme machineperfusie van een rattennier voor latere transplantatie in een ontvangende rat.

Samenvatting

De normotherme machine perfusie (NMP) techniek is een veelbelovende orgaanbehoudstechnologie die een ex-vivo orgaanevaluatie- en interventieplatform biedt. Vanwege de beperkte beschikbaarheid van klinisch afgedankte organen en de hoge kosten van modellen voor grote dieren, wordt het kleine dierenmodel van NMP beschouwd als een veelbelovend alternatief voor onderzoek. Hier hebben we een gestandaardiseerd NMP- en transplantatieprotocol voor rattennieren opgesteld, met een stapsgewijze gids voor nieraanschaf, NMP-behoud en transplantatie. De NMP-details en parameters werden vastgelegd. Alle rattenontvangers overleefden met succes deze chirurgische ingreep en NMP-techniek, en de niertransplantaatfunctie bleef na de transplantatie normaal. De overlevingsgraad en grafthistologie van NMP toonden geen significant verschil met dat van statische koude opslag (SCS) op postoperatieve dag 7. Deze nieuwe NMP-strategie in kleine diermodellen kan in de toekomst basisstudies met betrekking tot orgaanbehoud, beoordeling en interventie ten goede komen. Bovendien biedt dit model een kosteneffectief, schaalbaar platform voor preklinische tests van therapieën, beeldvormingstechnieken en perfusiegerelateerde interventies.

Inleiding

Nierziekte in het eindstadium (ESKD) is een snelgroeiende last voor gezondheids- en zorgsystemen wereldwijd 1,2,3. Hoewel dialyse in de meeste landen de overheersende therapie voor ESKD is, blijft niertransplantatie de gouden standaardbehandeling, die een betere levenskwaliteit biedt en de overleving en prognose verbetert in vergelijking met dialyse 1,3,4,5. Het tekort aan donornieren beperkt echter de verdere verspreiding van niertransplantaties en leidt tot het toenemende gebruik van transplantaties die na circulatory death (DCD) worden gedoneerd of zijn teruggewonnen van donoren met uitgebreide criteria (ECD)6,7,8.

Statische koude opslag (SCS) is momenteel de standaardmethode voor orgaanbehoud, maar langdurige koude ischemie verhoogt het risico op vertraagde graftfunctie (DGF) en veroorzaakt acute en chronische afstoting, vooral bij DCD- of ECD-grafts 9,10,11,12. Daarom is het zoeken naar een orgaanbehoudsmethode om schade aan koueschemie te minimalischemisch en de prognose van de transplantatie te verbeteren cruciaal te vinden. Normothermic machine perfusie (NMP) is een opkomende techniek voor orgaanbehoud die fysiologische omstandigheden kan nabootsen door het verwarmde en zuurstofrijke perfusaat door het orgaante laten circuleren. Dit kan ook een bijna fysiologische metabole toestand behouden, waardoor het mogelijk is de levensvatbaarheid van orgaan te beoordelen, kou-ischemische schade te verzachten enzelfs orgaanschade te herstellen. In vergelijking met SCS resulteert NMP in een lager percentage DGF en een betere prognose van de graft bij zowel DCD- als ECD-grafts 17,21,22.

De varkensnieren en klinische menselijke afgedankte nieren worden momenteel gebruikt in basis NMP-onderzoek 20,23,24. Desalniettemin moet worden opgemerkt dat varkensmodellen aanzienlijke beperkingen ondervinden, waaronder hoge verzorgingskosten, hoge doseringsvereisten en schaarste aan soortspecifieke reagentia25. Bovendien brengt het gebruik van weggegooide menselijke organen beperkte beschikbaarheid en complexe ethische beoordelingsprocessen met zich mee. Deze beperkingen beperken samen hun brede toepassing in fundamenteel onderzoek. Daarentegen bieden modellen van kleine knaagdieren (vooral rattenmodellen), hoewel momenteel ondervertegenwoordigd in de literatuur, aanzienlijk lagere operationele kosten en overvloedige commercieel verkrijgbare reagentia. Deze voordelen positioneren hen als veelbelovende platforms voor het bevorderen van basisstudies 26,27,28. Op basis van deze redenering hebben we een rat-gebaseerd NMP- en transplantatiemodel ontwikkeld en gevalideerd in dit manuscript.

Dit artikel toont een gedetailleerd protocol voor het vaststellen van NMP en transplantatie in rattenieren. Het omvat de voorbereiding van het perfusaat en het perfusiesysteem, en een uitgebreide beschrijving van de chirurgische procedure voor zowel donor- als ontvangernieren. Dit model toont het potentieel aan om een ideaal diermodel te zijn voor het bestuderen van niertransplantatie, met name als platform voor het verwerken en monitoren van de werkzaamheid van relevante medicijnen 19,29,30,31.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dierprotocollen werden goedgekeurd door de Commissie Dierenverzorging en Gebruik van het Laboratoriumdierencentrum van de Sun Yat-sen Universiteit (nr. SYSU-IACUC-2023-000717). Alle dieren in deze studie waren mannelijke Sprague–Dawley-ratten van 7–8 weken (250–300 g), Specifiek pathogeen vrij (SPF), en voldeden aan de standaardeisen voor de veiligheid van laboratoriumdieren (zie de lijst van pathogene uitsluitingen in Aanvullende Tabel S1). Ze kregen een standaarddieet en werden ondergebracht in een ziekteverwekkervrije kamer in het Laboratoriumdierencentrum van de Sun Yat-sen Universiteit.
Steriliseer alle chirurgische instrumenten via autoclaving (121 °C, 30 min) vóór de experimenten. Gebruik uitsluitend eenmalige steriele verbruiksmiddelen tijdens de procedures en houd je strikt aan aseptische protocollen tijdens alle operaties.

1. Bereiding van basisperfusatie

  1. Combineer 2,5 g rundereserumalbumine (BSA), 50 ml RPMI 1640, 2% penicilline-streptomycine en 0,6 mg creatinine om het basisperfusaat te bereiden (Supplemental Table S2).
  2. Voeg 5% natriumbicarbonaatoplossing (0,5-1,2 mL) toe om de pH aan te passen naar ~7,3 en een basenoverschot (BE, een belangrijke indicator om het zuur-base-evenwicht van het perfusiesysteem te meten) tot ~0, wat een totaalvolume van ~60 mL oplevert.
  3. Filter de oplossing door een 0,22 μm filter om deeltjes en bacteriën te verwijderen.
    OPMERKING: De volledige perfusaat vereist 50 mL basisse perfusaat en 10 mL donorbloed (zie stap 2.13).

2. Nieraankomst

OPMERKING: Gebruik 8-0 Chirurgische hechtingen voor alle ligaturen.

  1. Induceer anesthesie met 3% isofluraan in een anesthesiekamer en handhaaf algehele anesthesie met 1,5% isoflurane gedurende de hele operatie.
  2. Voorbereiding voor de operatie.
    1. Voeg 20 ml voorgekoelde zoutoplossing toe aan een petrischaal om de nier te behouden die in stap 2.12 is geoogst.
    2. Vul een spuit met 10 ml koud hypertonisch citraat adenine (HCA) oplossing en 1.250 U heparine. Verbind de spuit met een infusie-verlengbuis en een 24 G inwelling needle.
  3. Selecteer en verdoof de donorrat met isoflurane. Bevestig voldoende anesthesiediepte door te controleren of er geen achtervoetreflexen zijn.2.3. Na inleiding van de narcose gebruik je een elektrische knipper om het buikhaar te scheren (bereik: van het xiphoïdale uitsteeksel tot de schaamsymfyse, beide zijden tot de middenaxillaire lijn).
  4. Gebruik de medische tape om de rat op rug te bevestigen op een operatiebord met een warmtekussen erop. Desinfecteer de buikhuid met een met jodium doordrenkt wattenbolletje, gevolgd door een met alcohol doordrenkte wattenbal voor extra antisepsis. Breng het steriele gaas aan op de gedesinfecteerde buikhuid.
  5. Gebruik een scalpel en een tang om een middenlijnincisie te maken van het xiphoïde proces naar de blaas (ongeveer 8 cm lang). Open achtereenvolgens de buikhuid en spierlagen.
    OPMERKING: Klem de buikwandvaten om bloeding te voorkomen indien nodig.
  6. Trek de buikwand terug met een trekhaak om het operatieveld bloot te leggen.
  7. Gebruik de pincet van de microscoop om het bindweefsel te ontleden en zo de linkernier en ureter te isoleren.
  8. Plaats een ligatuur (Ligatuur I) rond de linker urineleider. Dissectieer de linker nierureter 0,5-1,0 cm distaal van het nierhilum en katheteriseer deze met een 26 G buisje ~0,5 cm lang, en trek vervolgens ligatuur I aan (Figuur 1A,B).
  9. Scheid de linker niervaten. Plaats ligaturen op de nierslagader (Ligatuur II) en de niervena (Ligatuur III) (Figuur 1A,B).
  10. Trek de ligaturen II en III achtereenvolgens aan. Disseceer de bloedvaten en de ureter distaal van de ligatieplaats. Ontleed het perinierbindweefsel en breng de nier over naar de voorbereide petrischaal.
  11. Cannuleer de linker nierslagader met de vooraf samengestelde 24 G inwelling needle. Bevestig de canule met een ligatuur (Ligatuur IV) en perfusie met een debiet van 100 mL/u totdat de nier bleek wordt (Figuur 1A).
    OPMERKING: Vul de perfusiebuis en de inwelling needle vooraf met oplossing om luchtbellen te voorkomen.
  12. Plaats de doorbloede nier in de Petrischaal op ijs tot NMP-initiatie (zie stap 2.1.1).
    OPMERKING: Wat betreft de SCS-groep, werden de doorbloede nieren bewaard in een 15 mL centrifugebuis met HCA-oplossing bij 4 °C gedurende 3 uur, terwijl de nieren van de NMP-groep 3 uur perfusie ondergingen.
  13. Injecteer 1.250 U heparine uit de buikaorta met een 24 G inwelling needle die is verbonden met een 20 mL spuit. Vervolgens verzamel je 10 ml hepariniseerd bloed met de hierboven beschreven inwelling needle voor de daaropvolgende volledige perfusaatpreparat. Euthanaser donorratten door bloedverlies onder gehandhaafde gasanesthesie.
    OPMERKING: Het volledige perfusaat houdt het hematocriet (HCT) niveau op 6-8%.

3. Voorbereiding van het NMP-systeem en perfusie

  1. Assembleer het perfusiesysteem (Figuur 2).
  2. Zet het waterbad om de orgelkamer op 37 °C te houden. Zet de 90%O2 gasinstroom aan om de dierlijke membraanoxygenator te oxygeneren.
  3. Meng 10 ml donorbloed (Stap 2.13) met het basisse perfusaat (Stap 1) in de orgaankamer na filtratie door een cellulaire zeef om de volledige perfusatie te verkrijgen. Laat ~2 mL van het mengmonster als basismonster staan.
  4. Zet de peristaltische pomp aan en start de perfusie (3 mL/min) en vul de perfusiebuis met het mengsel. Bevestig een steriel rond garen over de kamer met klemmen.
  5. Nadat het mengsel de buis heeft gevuld en eruit stroomt, verbind je de nier (stap 2.12) met het perfusiesysteem en start je met perfusie. Gebruik een klem om de pijpleiding vast te zetten (Figuur 1A,C).
  6. Verbind de uretercanule met een verlengbuis. Verzamel urine in een microcentrifugebuis tijdens de perfusie.
  7. Tijdens de perfusie moet de perfusiedruk op ~80 mmHg en de niertemperatuur op ~37 °C worden gehandhaafd. Monitor en registreer de perfusiestroom, druk en vasculaire weerstand (gedefinieerd als perfusiedruk gedeeld door perfusiestroom).
  8. Voeg elke 30 minuten 1,0 ml steriel water en zuurstofaat toe gedurende 20 seconden (3 L/min, 90%O2), en verzamel 1 ml perfusaat en urine die elk uur wordt geproduceerd voor het vasthouden van monsters, evenals het meten van de bloedgassen en de biochemie van het perfusaat.
  9. Aan het einde van de perfusie meet je de bloedbiochemie van het perfusaat om de fractionele uitscheiding (FE) van natrium en kalium te berekenen. De berekeningsformules voor de bovengenoemde indices zijn als volgt:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    Waarbij PNa de natriumconcentratie in het perfusaat vertegenwoordigt. UCr vertegenwoordigt de creatinineconcentratie in de urine. UNa vertegenwoordigt de natriumconcentratie in de urine. PCr vertegenwoordigt de creatinineconcentratie in het perfusaat. vertegenwoordigt de kaliumconcentratie in het perfusaat. U.K. vertegenwoordigt de kaliumconcentratie in de urine.
    1. Controleer de pH tijdens de perfusie op basis van het resultaat van bloedgassen. Verminder ventilatie bij respiratoire alkalose (hyperventilatie).
    2. In het geval van metabole acidose voeg je een geschikte hoeveelheid natriumbicarbonaatoplossing toe aan het perfusataat.
  10. Na 3 uur NMP verwijder je de ureter-verlengbuis en neem je het urinemonster.
  11. Verwijder de nier uit het perfusiesysteem. Verbind de woning met een micropomp. Perfusie de nier met voorgekoelde HCA-oplossing (bewaard in een koelkast op 4 °C en neem alleen het juiste volume op vóór gebruik) totdat de nier bleek wordt.
  12. Verwijder de nier uit de inwellingnaald. Bewaar het in HCA-oplossing op 4 °C vóór de transplantatie.

4. Niertransplantatie van ratten

OPMERKING: Gebruik 8-0 hechtingen voor alle ligaturen en de 11-0 hechtingen voor het uitvoeren van anastomose van het niervat en de urineleider. Gebruik de 3-0 hechtingen voor anastomose van buikhuid en spieren.

  1. Een dag voor de operatie injecteer meloxicam (2 mg/kg) intraperitoneaal in alle ontvangende ratten voor analgesie. Induceer anesthesie met 3% isofluraan in een anesthesiekamer en handhaaf algehele anesthesie met 1,5% isoflurane gedurende de hele operatie. Breng postoperatief 2% lidocaïnespray aan op de buikincisieplaats voor lokale analgesie.
  2. Selecteer en verdoof de ontvangende rat in de anesthesiekamer. Bevestig voldoende anesthesiediepte door te controleren of er geen achterste reflexen zijn.
  3. Na inleiding van de narcose gebruik je een elektrische tondeuse om het buikhaar te scheren (Bereik: van het xiphoïdale uitsteeksel tot de symfyse schaam, beide zijden tot de middenaxillaire lijn).
  4. Gebruik de medische tape om de rat op rug te bevestigen op een operatiebord met een warmtekussen erop. Desinfecteer de buikhuid met een met jodium doordrenkt wattenbolletje, gevolgd door een met alcohol doordrenkte wattenbal voor extra antisepsis. Herhaal bovenstaande desinfectieprocedure in totaal drie keer. Breng het steriele gaas aan op de gedesinfecteerde buikhuid.
  5. Gebruik een scalpel en een tang om een middenlijnincisie te maken van het xiphoïde proces naar de blaas (ongeveer 8 cm lang). Open achtereenvolgens de buikhuid en spierlagen. Klem de buikwandvaten om bloeding te voorkomen.
  6. Trek de buikwand terug met een trekhaak om het operatieveld bloot te leggen. Isoleer en ontbloot de rechternier van bindweefsel. Dissocieer en ligaer de rechter niervaten (Ligatuur V) en ureter (Ligatuur VI). Verwijder de rechternier aan het distale uiteinde van ligatuur V en het proximale uiteinde van ligatuur VI (Figuur 1A,D).
  7. Isoleer en ontbloot de linker niervaten. Klem vervolgens de linker nierslagader en ader achtereenvolgens af met een vasculaire klem. Snijd de linkernier af door de niervaten en de ureter door te snijden (Figuur 1A,E).
  8. Maak de vasculaire lumina van zowel slagader als vena volledig bloot. Spoel de linker nierslagader en -ader van de ontvanger door met hepariniseerde zoutoplossing (Aanvullende Tabel S2) totdat er geen restvloeistof meer van het lumen is.
  9. Breng de linkernier van de donor in stap 3.12 over naar de linkerbuikholte van de ontvanger. Na de overdracht breng je elke 3-5 minuten ijskoude zoutoplossing aan op de nier om hypometabole omstandigheden te behouden en ischemische schade te beperken.
  10. Voer end-to-end anastomose uit van de nierslagader (Anastomose I) en de ader (Anastomose II) met behulp van 11-0 hechtingen. Spoel het transplantaatoppervlak tijdens het hechtingsproces met koude zoutoplossing.
    1. Maak een onderbroken sluiting van zowel de boven- als de onderste pool van de nierslagader.
    2. Maak een continue sluiting van het ventrale aspect van de nierslagader. Ontbloot het dorsale deel van de nierslagader. Maak een continue sluiting van het dorsale deel van de nierslagader.
      OPMERKING: Draai de hechtingen aan om te zorgen dat er geen openingen in de vatwand zitten. Zorg voor een volledige dikke oppositie van de vaatwand bij elke hechtingplaatsing, terwijl transmurale penetratie naar de contralaterale zijde wordt vermeden.
    3. Maak een onderbroken sluiting van zowel de boven- als de onderste pool van de nierader.
    4. Maak een continue sluiting van het dorsale aspect van de nierader. Bevestig de continue anastomotische hechting voordat je doorgaat met de volgende sluiting. Maak een continue sluiting van het ventrale aspect van de nierader.
  11. Maak de vasculaire klemmen los en open de nierslagader en -ader.
    OPMERKING: Als er een kleine hoeveelheid bloeding is, gebruik dan een schone wattenbal om te drukken en het bloeden te stoppen.
  12. Plaats de 26 G ureterale canule van de ureter van de donor in de ureter van de ontvanger. Bevestig de ureterale stomp aan zowel de rechter- als de linkerkant (Anastomose III).
  13. Bevestig het transplantaat door het bindweefsel aan het perirenale vetweefsel te hechten (Figuur 1A, F).
  14. Bekijk het uiterlijk van het transplantaat vóór het sluiten van de buik (Figuur 1A,G). Na de ingreep hecht je achtereenvolgens de buikspierlaag en de huidlaag en sluit je de buikholte. Breng lidocaïnespray aan op de anastomose. Gebruik een warmtekussen om de lichaamstemperatuur van de rat tijdens het herstel te behouden en plaats de rat in een metabole kooi om te monitoren zodra hij loopt.
    OPMERKING: Voer een gelaagde sluiting van de buikwand uit met nauwkeurige weefselappositie en zorg voor spanning bij elke hechtingplaatsing. Voeg bij het sluiten van de huid een deel van de onderliggende spierlaag toe om de vorming van dode ruimtes te voorkomen.

5. Perioperatieve toediening en postoperatieve detectie

  1. Perioperatief medicatiebeheer: De volgende medicijnen werden dagelijks toegediend via intraperitoneale injectie: Meloxicam in een dosis van 2 mg/kg voor perioperatieve analgesie, van 1 dag voor de operatie tot 3 dagen na de operatie. Methylprednisolonnatriumsuccinaat in een dosis van 4 mg/kg ter preventie van afstoting van allograft, vanaf de dag van de operatie tot en met postoperatieve dag 7. Monitor en registreer de overleving en dagelijkse urineproductie van de ontvangende ratten na de operatie.
  2. Op de zevende postoperatieve dag doof je de rat en verzamel je bloed uit de buikaorta voor biochemische metingen. Oogst de niertransplantaat. Euthanaser de ratten door exslingering onder langdurige gasanesthesie na weefselverzameling.
  3. Hecht niermonsters op in een 4% paraformaldehyde (PFA) oplossing en verwerk ze vervolgens via standaard dehydratatie, clearing en paraffine-inbedding (Supplementtabel S3). Snijd de paraffine-ingebedde blokken op een dikte van 4 μm. Vervolgens kleurt u met Hematoxyline en Eosin (H&E, Supplementtabel S4) en Periodic Acid-Schiff (PAS, Supplementtabel S5) voor histologische evaluatie.
    OPMERKING: De gedetailleerde kleuringsprocedures zijn weergegeven in Aanvullende Tabel S3, Aanvullende Tabel S4 en Aanvullende Tabel S5.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Met de beschreven methode kunnen geïsoleerde rattennieren levensvatbaar blijven voor ex vivo normotherme machineperfusie gedurende minstens 3 uur. Tijdens NMP blijft de perfusieweerstand van de nieren (Figuur 3A, de volledige onderliggende dataset van Figuur 3 en Figuur 4 is beschikbaar in Aanvullende Tabel S6.) stabiel gehandhaafd op 5,958 ± 1,106 mmHg/(mL/min), wat de sta...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

NMP kan de duur van graftischemie verkorten en de beoordeling en behandeling van graftkwaliteit ex vivo mogelijk maken. Er is echter geen uniforme standaard voor de NMP van het ratmodel. In dit artikel ontwikkelden we een diermodel voor NMP en daar...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten om te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door financiering van de National Natural Science Foundation of China (Algemeen Programma, Subsidie nr. 82470778); de Nationale Stichting Natuurwetenschappen van China (Youth Science Foundation Project, subsidie nr. 82201961); de Natuurwetenschappelijke Stichting van de provincie Guangdong (Algemeen Programma, subsidienummer 2024A1515011447); en het Guangdong Provinciale Sleutellaboratorium voor Orgaandonatie en Transplantatieimmunologie (Subsidienummer 2023B1212060020); de Sun Yat-sen Universiteit - ARM Nierregeneratie & Reconstructie Joint Lab (Subsidie nr. SYSU-50000-20240428-0001).

De auteurs willen het Laboratoriumdierencentrum van de Sun Yat-sen Universiteit bedanken voor het beschikbaar stellen van proefdieren, faciliteiten en instrumentatie. Figuur 1 en Figuur 2 zijn gemaakt met FigDraw; Graphpad Prism bood datagrafiekdiensten aan, en Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited voerde paraffinesecties en pathologische kleuring uit.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Alcohol (75 %)MUSIYANJJ-75-1
BloodtransfusieapparatuurFoshan Youzhan Tech Co., LtdYZDW-15-5
Bovine Serum Albumine (BSA)Aladdin Scientific Corp .B265991-100g
Celzeef (70 μm)Corning Life Science(Wujiang) Co., Ltd352350
Centrifugebuis (1,5 mL)Corning Life Science(Wujiang) Co., LtdMCT-150-C- 1
Centrifugebuis (15 mL)ExCell BioCS015-0001
KaasjesdoekHenan PiaoAn Group Co., LtdKlein formaat
WattenstaafjeFoshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., LtdKZ3-12
CreatinineShanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdS20198-100g
Dubbele ronde naald nylon hechtdraad (11-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdSYZ-11-0
Elektronische weegschaalSENSSUNEHA17
VloeistofdispenserZhiyu MedicalYZ-00-0231
GaasZITTARC11001-001
VerwarmingskussenGuangzhou Dewei Biological Technology Co., LtdDK0032
Heparine natriuminjectie (12500 U, 2 mL)Chengdu Hepatunn Pharmaceutical Co., LtdH51021209
InfraroodthermometerDeliDL333380
Injectiespuit (1 mL)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Injectiespuit (10 mL) Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Injectiespuit (20 mL)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
IsofluraanRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1 bloedanalyzerAbbott04P75-03 (US)
i-STAT CG4+ CartridgeAbbott03P85-25
i-STAT CHEM8+ CartridgeAbbott09P31-25
Vloeibare verlengingsbuisJiangxi Hongda Medical Equipment Group LTDZJ983
Micro-1 Rat OxygenatorDongguan Kewei Medical Instrument Co-, LtdMicro-MO
MicropompEDCAPTAINSYS-3011
Naaldfilter (0,22 μm)Merck milliporeSLGPR33RB
OrgaanopreserveringsoplossingYangtze River Pharmaceutical GroupHCA II
OxygenatorOwgelsOZ-3-02HWO
Penicilline-Streptomycine (10.000 U/mL)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
PeristaltiekpompKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
PeristaltiekpompbuisFoshan Youzhan Tech Co., LtdLG-1-14
PetrischaalBKMAMBKM001
DruksensorEdwards Lifesciences CorporationJIBPT-A-01-EDW
DruksensorontvangerSingularity MedicalCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 mL)Corning Life Science(Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
ZoutoplossingYXH PHARMACYA1001346
SD-rattenLaboratory Animal Center of Sun Yat-Sen UniversityNA
ScheerapparaatBeyotimeFS600
Enkelvoudige hoeknaald nylon hechtdraad (3-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDJZ-3-0
Enkelvoudige ronde naald Nylon hechtdraad (8-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDYZ-8-0
Kleine dieranesthesiemolenRWD Life Science Co., LTDR500
Kleine dier meerorgaanperfusiemolenLife Perfusor MedicalPU-100Bevat metalen schaal, Waterbad, Verwarmingspomp en Temperatuursensor
Kleine dier chirurgiesetBeyotimeFS500
Natriumbicarbonaat oplossing(NaHCO3, 5 %)Dongguan Puji Medical Technology Co., LtdH20064480
Steriele chirurgische folieHengAo TechnologySKR-BY-DD0001
Steriele waterHaiwang BioH35021140
Rechte I.V. Katheter (24 G)Foshan Youzhan Tech Co., Ltd20230816-1
Chirurgisch operatiemicroscoopMurziderMSD203
TapeMinnesota Mining and Manufacturing Co,. Ltd1527C-0
Tee ConnectorFoshan Youzhan Tech Co., LtdWGST-10
Y-type indwellende I.V. Katheternaald (24 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-5
Y-type indwellende I.V. Katheternaald (26 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-6

Referenties

  1. Collins, A. J., et al. Excerpts from the US Renal Data System 2009 Annual Data Report. Am J Kidney Dis. 55 (1 Suppl 1), A6-A7 A1-A420 (2010).
  2. Skorecki, K., Chertow, G. M., Marsden, P. A., Taal, M. W., Yu, A. S. L. Brenner & Rector's The Kidney. , 10th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2016).
  3. Thurlow, J., et al. Global epidemiology of end-stage kidney disease and disparities in kidney replacement therapy. Am J Nephrol. 52 (2), 98-107 (2021).
  4. Schnuelle, P., Lorenz, D., Trede, M., Van Der Woude, F. J. Impact of renal cadaveric transplantation on survival in end-stage renal failure: evidence for reduced mortality risk compared with hemodialysis during long-term follow-up. J Am Soc Nephrol. 9 (11), 2135(1998).
  5. O'Connell, P. J., et al. The role of kidney transplantation as a component of integrated care for chronic kidney disease. Kidney Int Suppl (2011). 10 (1), e78-e85 (2020).
  6. Wu, D. A., Watson, C. J., Bradley, J. A., Johnson, R. J., Forsythe, J. L., Oniscu, G. C. Global trends and challenges in deceased donor kidney allocation. Kidney Int. 91 (6), 1287-1299 (2017).
  7. Fang, X., et al. Long-term outcomes of kidney transplantation from expanded criteria donors with Chinese novel donation policy: donation after citizens' death. BMC Nephrol. 23, 325(2022).
  8. Gill, J., et al. Use and outcomes of kidneys from donation after circulatory death donors in the United States. J Am Soc Nephrol. 28 (12), 3647-3657 (2017).
  9. Debout, A., et al. Each additional hour of cold ischemia time significantly increases the risk of graft failure and mortality following renal transplantation. Kidney Int. 87 (2), 343-349 (2015).
  10. Jing, L., Yao, L., Zhao, M., Peng, L., Liu, M. Organ preservation: from the past to the future. Acta Pharmacol Sin. 39 (5), 845-857 (2018).
  11. Kvietkauskas, M., Leber, B., Strupas, K., Stiegler, P., Schemmer, P. Machine perfusion of extended criteria donor organs: immunological aspects. Front Immunol. 11, 192(2020).
  12. Hosgood, S. A., Brown, R. J., Nicholson, M. L. Advances in kidney preservation techniques and their application in clinical practice. Transplantation. 105 (11), e202-e214 (2021).
  13. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. First in man renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion. Transplantation. 92 (7), 735-738 (2011).
  14. Radajewska, A., Krzywonos-Zawadzka, A., Bil-Lula, I. Recent methods of kidney storage and therapeutic possibilities of transplant kidney. Biomedicines. 10 (5), 1013(2022).
  15. Bellini, M. I., et al. Organ reconditioning and machine perfusion in transplantation. Transpl Int. 36, 11100(2023).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Dormer, J., Nicholson, M. L. The use of ex vivo normothermic perfusion for the resuscitation and assessment of human kidneys discarded because of inadequate in situ perfusion. J Transl Med. 13, 329(2015).
  17. Georgiades, F., Hosgood, S. A., Butler, A. J., Nicholson, M. L. Use of ex vivo normothermic machine perfusion after normothermic regional perfusion to salvage a poorly perfused DCD kidney. Am J Transplant. 19 (12), 3415-3419 (2019).
  18. He, X., et al. The first case of ischemia-free kidney transplantation in humans. Front Med (Lausanne). 6, 276(2019).
  19. López-Martínez, S., Simón, C., Santamaria, X. Normothermic machine perfusion systems: where do we go from here. Transplantation. 108 (1), 22(2024).
  20. Zulpaite, R., et al. Ex vivo kidney machine perfusion: therapeutic potential. Front Med (Lausanne). 8, 808719(2021).
  21. Elliott, T. R., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Normothermic kidney perfusion: an overview of protocols and strategies. Am J Transplant. 21 (4), 1382-1390 (2021).
  22. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  23. Pool, M. B. F., Hartveld, L., Leuvenink, H. G. D., Moers, C. Normothermic machine perfusion of ischaemically damaged porcine kidneys with autologous, allogeneic porcine and human red blood cells. PLoS One. 15 (3), e0229566(2020).
  24. Bouari, S., Eryigit, Ö, de Bruin, R. W. F., IJzermans, J. N. M., Minnee, R. C. Optimizing porcine donor kidney preservation with normothermic or hypothermic machine perfusion: a systematic review. Artif Organs. 45 (11), 1308-1316 (2021).
  25. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  26. Czogalla, J., Schweda, F., Loffing, J. The mouse isolated perfused kidney technique. J Vis Exp. (117), e54712(2016).
  27. Mahboub, P., et al. The efficacy of HBOC-201 in ex situ gradual rewarming kidney perfusion in a rat model. Artif Organs. 44 (1), 81-90 (2020).
  28. Czogalla, J., Grahammer, F., Puelles, V. G., Huber, T. B. A protocol for rat kidney normothermic machine perfusion and subsequent transplantation. Artif Organs. 45 (2), 168-174 (2021).
  29. Thompson, E. R., et al. Novel delivery of cellular therapy to reduce ischemia reperfusion injury in kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1402-1414 (2021).
  30. Huijink, T. M., et al. Metformin preconditioning and postconditioning to reduce ischemia reperfusion injury in an isolated ex vivo rat and porcine kidney normothermic machine perfusion model. Clin Transl Sci. 14 (1), 222-230 (2021).
  31. Ferdinand, J. R., et al. Cytokine absorption during human kidney perfusion reduces delayed graft function-associated inflammatory gene signature. Am J Transplant. 21 (6), 2188-2199 (2021).
  32. Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early DCD graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
  33. Tingle, S. J., et al. Normothermic and hypothermic machine perfusion preservation versus static cold storage for deceased donor kidney transplantation. Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD011671(2024).
  34. Venema, L. H., et al. Effects of oxygen during long-term hypothermic machine perfusion in a porcine model of kidney donation after circulatory death. Transplantation. 103 (10), 2057-2064 (2019).
  35. Sui, M., et al. A new HC-A II solution for kidney preservation: a multi-center randomized controlled trial in China. Ann Transplant. 19, 614-620 (2014).
  36. Hamelink, T. L., et al. Renal normothermic machine perfusion: the road toward clinical implementation of a promising pretransplant organ assessment tool. Transplantation. 106 (2), 268(2022).
  37. Stimmeder, S., Leber, B., Sucher, R., Stiegler, P. Genetic modulation: future trends toward graft optimization during machine perfusion. Transplantation. 108 (3), 614-624 (2024).
  38. You, H., et al. A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection. J Vis Exp. (180), e63464(2022).
  39. Shrestha, B., Haylor, J. Review of surgical techniques of experimental renal transplantation in rats. Exp Clin Transplant. 15 (4), 373-380 (2017).
  40. Ju, C., Xue, L., Cheng, H., Jin, Z. Optimized method to harvest both kidneys from one donor rat for transplantation. BMC Surg. 18, 66(2018).
  41. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: a novel and simplified surgical approach. J Vis Exp. (147), e59403(2019).
  42. Căluşi, T., Sorohan, B., Iordache, A., Purcaru, F. Cold ischemia time as a risk factor for graft dysfunction types in kidney transplant recipients. Chirurgia. 119 (5), 572(2024).
  43. Gorayeb-Polacchini, F. S., et al. Impact of cold ischemia time on kidney transplant: a mate kidney analysis. Transplant Proc. 52 (5), 1269-1271 (2020).
  44. Weissenbacher, A., et al. Hemodynamics and metabolic parameters in normothermic kidney preservation are linked with donor factors, perfusate cells, and cytokines. Front Med (Lausanne). 8, 801098(2022).
  45. Lantinga, V. A., et al. Impact of device variability and protocol differences on kidney function during normothermic machine perfusion: a comparative study using porcine and human kidneys. Artif Organs. 49 (1), 93-107 (2024).
  46. Fayek, S. A., et al. Ureteral stents are associated with reduced risk of ureteral complications after kidney transplantation: a large single center experience. Transplantation. 93 (3), 304(2012).
  47. Brubaker, D. K., Lauffenburger, D. A. Translating preclinical models to humans. Science. 367 (6479), 742-743 (2020).
  48. Mullins, L. J., Conway, B. R., Menzies, R. I., Denby, L., Mullins, J. J. Renal disease pathophysiology and treatment: contributions from the rat. Dis Model Mech. 9 (12), 1419-1433 (2016).
  49. Gao, S., et al. A rat model of orthotopic kidney transplantation based on nonanastomotic technique. Transplant Proc. 53 (10), 3080-3086 (2021).
  50. Franzin, R., et al. Renal delivery of pharmacologic agents during machine perfusion to prevent ischaemia-reperfusion injury: from murine model to clinical trials. Front Immunol. 12, 673562(2021).
  51. Moeckli, B., et al. Evaluation of donor kidneys prior to transplantation: an update of current and emerging methods. Transpl Int. 32 (5), 459-469 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Niertransplantatie bij rattenorgaanbewaringex vivo perfusieniertroggingklein diermodelstatische koude bewaringfunctie van het niertransplantaatvasculaire anastomoseperfusieparameters
Normothermic Machine Perfusie van rattennieren voor transplantatie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.