Dit artikel presenteert een methode voor het bereiden van samengestelde Giant Unilamellaire blaasjes (cGUV's) met een blaasje-in-blaasjesstructuur, met aangepaste elektrische geleidbaarheid in binnenste, ringvormige en buitenste gebieden. Elektroformatie synthetiseert eenvoudige GUV's, die via osmotische shock worden omgezet in stomatocyten en cGUV's, wat een waardevol model biedt voor het bestuderen van de biofysica van cellen met kern.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Synthese van samengestelde reusachtige unilamellaire blaasjes: een biomimetisch model van nucleaatcellen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Een eenvoudig gigantisch unilamellair blaasje (sGUV) is een bolvormig blaasje ter grootte van een micron, dat is samengesteld uit een lipidedubbellaag die een waterige oplossing binnenin omsluit en in een ander waterig medium is gesuspendeerd. Als biomimetische modellen van biologische cellen zijn sGUV's gevestigde systemen voor biofysische studies. sGUV's bootsen echter voornamelijk anucleaatcellen na, waardoor hun toepassing als model voor niet-nucleaatcellen wordt beperkt. We stellen samengestelde Giant Unilamellaire blaasjes (cGUV's) voor als een geschikter biomimetisch model voor cellen met kern. cGUV's zijn blaasjes-in-blaasjesstructuren, waarbij kan worden aangenomen dat de buitenste en binnenste blaasjesdubbellagen respectievelijk de cel en het kernmembraan van een cel vertegenwoordigen.
In deze studie beschrijven we een eenvoudige methode voor de synthese van cGUV's. In het kort werden sGUV's gegenereerd met behulp van de lipidensamenstelling van DMPC en cholesterol binnen het bereik van 37-43 mol% in een sucrosemedium via de elektrovormingsmethode. Deze sGUV's werden vervolgens onderworpen aan osmotische shock door een hypertone glucose-oplossing te introduceren, waardoor een onmiddellijke overgang naar een somatocytische vorm werd veroorzaakt. Dit proces leidde tot de vorming van een tussentoestand waarbij de buitenste en binnenste blaasjes verbonden bleven via een nek, wat uiteindelijk resulteerde in de ontwikkeling van een blaasje-in-blaasjesstructuur, ook wel cGUV's genoemd.
Bovendien is bekend dat GUV's die met een hoger cholesterolgehalte in de dubbellaag zijn bereid, een verminderde ionenpermeabiliteit vertonen. Deze eigenschap maakt het mogelijk de geleidbaarheid in de ringvormige oplossing van een cGUV af te stemmen door de geleidbaarheid van het hydrerende medium aan te passen, de binnenste oplossing door hypertone glucose en de buitenoplossing door de verdunning of de toevoeging van geleidende media aan te passen, waardoor de resulterende cGUV's met gecontroleerde geleidbaarheid in de buitenste, ringvormige en binnenste gebieden worden, relevant voor elektrisch veldonderzoek. We stellen deze efficiënte en ongecompliceerde aanpak voor voor het synthetiseren van samengestelde blaasjes die kunnen worden gebruikt als een biomimetisch model voor eukaryote, gekernde cellen, waardoor hun toepassing in biofysisch onderzoek wordt bevorderd.
Inleiding
Biomimetische modellen zijn op grote schaal gebruikt om de complexe biofysische verschijnselen van celmembranen te bestuderen. Deze eenvoudigste biomimetische modellen bieden waardevolle inzichten door de interferentie van de talloze variabelen die in biologische cellen aanwezig zijn, te minimaliseren. Giant Unilamellaire blaasjes (GUV's) zijn een fundamenteel biomimetisch systeem dat wordt gebruikt om membraanbiofysica 1,2 te bestuderen. GUV's zijn goed ingeburgerd als een representatief model van het celmembraan. Ze bestaan uit een enkele bolvormige lipidedubbellaag met een diameter van 10-30 μm en zijn ingekapseld en gesuspendeerd in een waterige oplossing. In dit artikel noemen we deze sGUV's. Deze systemen zijn geconstrueerd met behulp van een bottom-up benadering, waarbij essentiële cellulaire componenten - lipiden, eiwitten en katalysatoren - worden geassembleerd om de structuur en functie van biologische membranen na te bootsen 3,4.
Hoewel eenvoudige sGUV's, met alleen de waterige kern erin, vaak worden gebruikt, zijn er meer geavanceerde modellen ontwikkeld om specifieke kenmerken van biologische cellen te repliceren. GUV's met actine-ondersteunde structuren emuleren bijvoorbeeld het cytoskelet 5,6,7, terwijl zoutrijke omgevingen worden gebruikt om fysiologische omstandigheden na te bootsen. De hogere zoute omgevingen bootsen fysiologische omstandigheden na, maar het is moeilijk om ze in GUV's te verkrijgen, aangezien traditionele methoden, zoals elektroformatie 8,9, vaak ongeschikt zijn voor het synthetiseren van GUV's ter grootte van een micron onder dergelijke omstandigheden. Nieuwere methoden, zoals de gel-ondersteunde methode, waarbij polymere of zetmeelgels worden gebruikt om de zwelling van dubbellagen tijdens hydratatie te bevorderen, pakken deze beperkingen aan 10,11. Evenzo zijn morfologische veranderingen van de sGUV's bestudeerd12. De toevoeging van gesloten en open filamenten, zoals ingekapselde actine, microtubuli en andere cytoskeletale componenten, van verschillende stijfheid, en de osmotische stresstoestand erin beïnvloedt de morfologische overgang van deze osmotisch leeggelopen maar aanvankelijk quasi-sferische blaasjes. Theoretische analyse onthult diverse morfologische transformaties, waaronder buisvormige, bolvormige, racketachtige, kersachtige en druppelstructuren, die goed aansluiten bij experimentele waarnemingen12. Deze bevindingen hebben belangrijke implicaties voor het begrijpen van de organisatie van filamenten, microtubuli en nanoringen in cellen en blaasjes. Andere studies beoordelen methoden voor eiwitinkapseling en onderzoeken hoe ingekapselde actine, microtubuli en cytoskeletcomponenten de vorm van de osmotisch leeggelopen blaasjes reguleren12,13.
Verder, geïnspireerd door de eukaryote celarchitectuur, worden complexe GUV-gebaseerde modellen ontwikkeld voor de ontwikkeling van kunstmatige modellen die lijken op splijting en celdeling, reproductie en multicompartimentkenmerken van eukaryote cellen, zelfreproducerende cellen 14,15,16,17 en cellen met meerdere compartimenten. Naast structurele toepassing zijn GUV's ook de gekozen modellen voor het begrijpen van celelektroporatie - een proces waarbij een toegepast elektrisch veld porievorming in het lipidemembraan induceert als gevolg van Maxwell-spanning. GUV's, met afmetingen die vergelijkbaar zijn met biologische cellen, vertonen elektrodevorming en elektroporatie onder elektrische velden. Dergelijke studies over GUV's geven inzicht in elektromechanische eigenschappen zoals membraancapaciteit en buigstijfheid18 en in elektroporatiemechanismen 2,19,20. In de praktijk zijn deze onderzoeken echter het best representatief voor anucleaatcellen, zoals rode bloedcellen (RBC's).
Om deze kloof te overbruggen, stellen we samengestelde Giant Unilamellaire Vesicles (cGUV's) voor als een nieuw biomimetisch model voor nucleaat eukaryote cellen21,22. Deze blaasjes hebben een blaasje-in-blaasjesstructuur, waarbij de binnenste dubbellaag het kernmembraan nabootst en de buitenste dubbellaag het plasmamembraan vertegenwoordigt. Verder laten we zien hoe de elektrische geleidbaarheid van de binnenste, ringvormige en buitenste regio's kan worden gemoduleerd zonder dat geavanceerde instrumenten nodig zijn, zoals micromanipulatoren of microspuiten. Deze vereenvoudigde benadering van het synthetiseren van cGUV's biedt een veelbelovend platform voor het bevorderen van biofysisch onderzoek naar cellen met een kern.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
1. Bereiding van oplossingen van lipidenmengsels
- Bereid 1 ml oplossing van DMPC en cholesterol in een molaire verhouding van 63:37 bij een eindconcentratie van 5 mg/ml. Voeg hiervoor 149 μL DMPC toe (25 mg/ml bouillon zoals ontvangen opgelost in chloroform), 252 μL cholesterol (5 mg/ml cholesterol opgelost in chloroform) en 599 μL chloroform.
- Bereid nog een oplossing van 1 ml DMPC: Cholesterol in een molaire verhouding van 57:43 bij 5 mg/ml, meng 139,8 μl DMPC (25 mg/ml bouillon zoals ontvangen opgelost in chloroform), 301 μl cholesterol (5 mg/ml, bereid uit poeder opgelost in chloroform) en 559,2 μl chloroform.
- Om de lipidendubbellaag te kleuren, voegt u 100 μL Nijlrood (uit een stockoplossing van 5 mM) toe aan 1 ml van het lipidenmengsel dat DMPC en cholesterol bevat in een molaire verhouding van 63:37 (beschreven in stap 1.1 en 1.2). U kunt ook 30 μL Liss Rhod-PE (1 mg/ml voorraad Liss Rhod-PE) toevoegen aan de 1 ml bereid lipidenmengsel (beschreven in stap 1.1 en 1.2).
OPMERKING: Aangezien het oplosmiddel (chloroform) zeer vluchtig is, kan het na herhaaldelijk openen van de injectieflacon voor gebruik van de stockoplossing (25 mg/ml DMPC) geconcentreerd raken, waardoor de samenstelling kan veranderen.
2. Elektrovormingsprotocol voor het synthetiseren van eenvoudige Giant Unilamellaire blaasjes (sGUV's)
- Reinig dia's met indiumtinoxide (ITO) grondig met een afwasmiddeloplossing en spoel af met gedeïoniseerd water (0,055 μS/cm). Reinig de dia's met een 100% ethanoloplossing, spoel ze af met gedeïoniseerd water en droog ze af in een oven op 85 °C.
- Identificeer de geleidende zijde van de ITO-gecoate geleiders met behulp van een stroomtang. Zet de gereinigde ITO-gecoate schuif vast op de spin coater-tafel met behulp van een vacuüm met de geleidende kant naar boven.
- Breng 25 μL van de lipideoplossingen aan (bereid in stap 1.1) door vier druppels van de oplossing op de geleidende zijde van het ITO-objectglaasje te werpen. Neem vervolgens nog een ITO-objectglaasje en breng 25 μL van de lipideoplossingen aan (bereid in stap 1.2) door vier druppels van de oplossing op de geleidende zijde van het ITO-glaasje te werpen.
- Droog beide met lipiden beklede objectglaasjes vacuüm in een exsiccator die minimaal 2 uur in het donker wordt bewaard.
OPMERKING: Bescherming tegen licht beschermt de lipiden tegen mogelijke chemische veranderingen. - Plaats een met lipiden beklede ITO-objectglaasje (bedekt met lipide bereid in stap 1.1) parallel aan andere schone ITO-objectglaasjes, geleidende kant naar elkaar toe, met een 3 mm dikke siliconenrubberen afstandhouder ertussen. Sluit het geheel af met een klem om een veilige elektrovormingskamer te creëren.
- Volg dezelfde procedure als beschreven in stap 2.5 voor het ITO-gecoate objectglaasje met lipidenoplossing bereid in stap 1.2 om een elektrovormingskamer te vormen.
- Plaats beide kamers in een incubator die op 38-40 °C wordt gehouden en vul de kamer met 100 mM sacharoseoplossing met behulp van een spuit van 2 ml. Pas gedurende 4 uur een wisselstroomveld van 5 Vpp toe bij een frequentie van 10 Hz met behulp van een tweekanaals functiegenerator.
NOTITIE: Zorg ervoor dat de geleidende zijde van de ITO-schuif correct is vastgeklemd aan de krokodillenklemmen die zijn aangesloten op de functiegenerator. - Koppel de elektroformatiekamer los van de functiegenerator. Haal de kamer uit de broedmachine en laat afkoelen tot kamertemperatuur. Oogst de gesynthetiseerde sGUV's uit beide kamers met behulp van een spuit en breng ze elk over in een microcentrifugebuis van 2 ml en incubeer ze gedurende 1 uur bij kamertemperatuur (25-27 °C) voordat ze worden blootgesteld aan een osmotische shock.
3. Vormovergang bij osmotische shock (sGUV-naar-Stomatocyte-naar-cGUV)
- Breng 200 μl sGUV's gesuspendeerd in hydraterende media die 100 mM sacharoseoplossing bevatten, over naar een observatiekamer.
- Breng 125 μL glucoseoplossing (300 mM) toe aan deze sGUV-suspensie met 200 μL 100 mM sucrose in de observatiekamer om een osmotische schok te induceren die de vormovergang van de sGUV's initieert.
OPMERKING: Volg dezelfde procedure (gegeven in stap 3) voor sGUV-synthese van de lipidensamenstelling gegeven in stap 1.1 en 1.2 voor osmotische schokgestuurde vormovergang. - Laat de door osmotische shock geïnduceerde sGUV's 1 uur rusten in de observatiekamer die op de microscopietrap is geplaatst.
- Om de vormovergang van sGUVS uit te voeren en te observeren, plaatst u de waarnemingskamer (elektrolaskamer, een petrischaaltje, een holteplaatje of een andere kamer die kan worden gebruikt voor microscopie-observatie) op het podium van een omgekeerde microscoop en laat u de blaasjes bezinken.
- Bewaak de vormovergangen die zich in de kamer voordoen. Gebruik Differential Interference Contrast (DIC) en epifluorescentiemicroscopie met Plan fluor, ELWD 20x/0.45 en Plan fluor, ELWD 40x/0.60 objectieven om de vormovergangen van de sGUV's te observeren.
- Observeer de vorming van stomatocytische blaasjes tijdens de overgang. Houd de kamer in de loop van de tijd in de gaten naarmate grotere blaasjes zich op de bodem nestelen, gevolgd door een groter aantal kleinere blaasjes.
4. Wijziging van de geleidbaarheid in de binnenste, ringvormige en buitenste regio's van cGUV's
- Pas de geleidbaarheid van oplossingen in verschillende regio's van cGUV's (binnenste, ringvormige en buitenste) aan door de juiste hoeveelheden (μL) van een 7,5 mM stockzoutoplossing toe te voegen voordat u een osmotische schok aan sGUV's geeft.
- Om bijvoorbeeld een hogere geleidbaarheid in de buitenste en binnenste gebieden te creëren in vergelijking met het ringvormige gebied, brengt u 200 μL sucroseoplossing over in de elektrolaskamer. Voeg 20 μL 7,5 mM zoutoplossing toe aan de kamer. Induceer osmotische shock door 125 μl 300 mM glucoseoplossing toe te voegen.
- Laat de osmotisch geschokte sGUV's 3-4 uur rusten. In dit geval worden cGUV's verkregen met een hogere geleidbaarheid in de buitenste en binnenste gebieden dan in het ringvormige gebied aan het einde.
- Voer elektrodevorming van cGUV's uit door een wisselstroom elektrisch potentiaal van 7,5 Vpp bij 100 kHz toe te passen met behulp van een functiegenerator in een elektrolaskamer die draadelektroden bevat die op een afstand van 500 μm van elkaar zijn geplaatst.
- Na het toepassen van een AC-elektrisch veld, maak je een video met 10 frames/s en observeer je de afgeplatte vormvervorming van de buitenste blaasjes en de prolate vormvervorming van de binnenste blaasjes, wat een hogere geleidbaarheid in de buitenste en binnenste gebieden bevestigt dan in het ringvormige gebied in cGUV-domeinen.
5. Microscopie-analyse van cGUV's
- Omgekeerde microscoopbeeldvorming: Voer differentiële interferentiecontrast (DIC) en epifluorescentiemicroscopie uit met behulp van een omgekeerde microscoop en gekoppeld aan een monochromatische camera. Gebruik DIC en epifluorescentiemicroscopie met Plan fluor, ELWD 20x/0,45 en Plan fluor, ELWD 40x/0,60 objectieven om de vormovergangen van de sGUV's te observeren. Gebruik een groene filter (EX 510-560, DM 575, BA 590) voor de Nijlrode kleuring dubbellaag voor het epifluorescentieonderzoek.
OPMERKING: DIC-beelden geven waardevolle inzichten in de status van de verbonden nek en bevestigen of deze intact blijft of fusie ondergaat om cGUV's te vormen. - Gebruik ImageJ-software om een schaalbalk in te voegen en microscopiebeelden bij te snijden. Als u een schaalbalk wilt toevoegen, gaat u naar Analyseren | Stel Schaal in om de afbeelding te kalibreren en ga vervolgens naar Analyseren | Gereedschap | Schaalbalk om de schaalbalk in te voegen.
- Confocale microscopie voor morfologie: Om een beter begrip van de cGUV-morfologie te verkrijgen, wordt een confocale lasermicroscoop gebruikt voor het scannen van de z-as met een stapgrootte van 1 μm. Beeldvorming met confocale microscoop: gebruik een confocale laserscanmicroscoop met een Plan-Apochromat 40x/1.3 olie DIC-objectieflens om de cGUV's in beeld te brengen. Beeld Nijlrode of Rhodamine-PE gekleurde cGUV's af met behulp van een rode eenkanaalsmodus, met een excitatiegolflengte van 561 nm en een emissiebereik van 561-695 nm.
- Als u het .czi-bestand van de afbeelding wilt wijzigen en extraheren in de aan de microscoop gekoppelde software, voegt u afbeeldingen in zoals een schaalbalk en schakelt u 2D- en 3D-weergave in, en gaat u vervolgens naar Verwerking | Werkwijze | Parameters en klik op Toepassen om een afbeelding in JPG-formaat te krijgen.
- Voorbereiding op confocale microscopie: vul een waterige oplossing met cGUV's in een aangepaste kamer (onderste glas vervangen door dekglaasglas) voor confocale beeldvorming. Laat het monster 10-15 minuten ongestoord staan om de cGUV's genoegen te laten nemen met confocale beeldvorming; laad het cGUVs-mengsel in de caviteitsschuif en sluit af met een dekglaasje om de bewegingen van cGUV's te stoppen. Hierna analyseert u de cGUV's door middel van confocale microscopie en z-scanning met intervallen van 1 μm.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
sGUV's werden gesynthetiseerd met behulp van de elektrovormingsmethode (zoals weergegeven in figuur 1) en met behulp van een spuit uit de kamer geoogst. De geoogste sGUV's werden aanvankelijk gevisualiseerd onder een omgekeerde microscoop en onderworpen aan een osmotische schok om hun transformatie in een stomatocytvorm te induceren. Na verdere membraanremodellering wordt deze stomatocyt getransformeerd in een blaasje-in-blaasjesstructuur die een samengestel...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De samenstelling en de soorten lipiden bepalen in grote mate de mechanische eigenschappen van de dubbellaag die een GUV vormt. Een dubbellaag bestaande uit DMPC/Chol vertoont unieke vormovergangen wanneer deze wordt blootgesteld aan een osmotische schok. Onder een sterke hypertone osmotische schok wordt de waterige vloeistof in de sGUV verdreven, wat leidt tot de vervorming van de GUV-dubbellaag. De waargenomen vormovergangen worden voornamelijk beïnvloed door de uitwaartse stroming van ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.
Dankbetuigingen
Rupesh Kumar bedankt het ministerie van Human Resource Development (MHRD), de regering van India, voor de PMRF-fellowship en noodsubsidie. We zijn dankbaar voor de confocale laserscanmicroscoop van de Central Facility, IRCC, IIT Bombay.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Cholesterol (Sigma grade, 99%) | Avanti Polar Lipids, Inc. | C8667 | Voor sGUV-synthese |
| Choloroform | Merck Life Science Pvt. Ltd. | DA2P711602 | gebruikt als oplosmiddel voor de bereiding van lipidestokoplossing |
| DMPC | Avanti Polar Lipids, Inc. | 850345C | Voor sGUV-synthese |
| Ethanol | Hayman | F204325 | Voor het schoonmaken van ITO-slides |
| FITC-DEXTRAN (4 Kda-MW) | Sigma-Aldrich | 466994 | Voor inkapsling in de binnenste blaasjes van cGUV |
| Glucose | Sigma-Aldrich | G-7021 | Voor de bereiding van glucose-oplossing, gebruikt voor osmotische schok op sGUV opgeschort in de sucrose-oplossing |
| Liss Rhod PE | Sigma-Aldrich | 810150C-1MG | Om lipidemoleculen te kleuren |
| Nile red | Sigma-Aldrich | 72485 | Voor het kleuren van cGUV- en sGUV-membraan |
| Natriumchloride (NaCl) | Sigma-Aldrich | 1936060521 | Voor de bereiding van zoutstokoplossing, om de geleidbaarheid van de cGUV-compartimenten te veranderen |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | S9378 | Voor sucrose-oplossing als een hydraterend medium van de elektroformatiekamer |
| Uitrusting | |||
| Cavitly slides | Blue star | cGUV-suspensie geplaatst voor microscoopobservatie | |
| cMOS pco.edge 4.2 camera | Excelitas | 61009524 | Voor fluorescente monochromatische beelden en DIC-beelden |
| Dekglas (22 x 60 mm) | Blue star | Voor het bedekken van caviteitsslides | |
| Eppendrof Electrofusion kamer | Sigma-Aldrich | sGUV-suspensie geplaatst in de kamer voor osmotische en microscoopobservatie, elke andere eenvoudige kamer kan ook worden gebruikt | |
| Functiegenerator (Dual kanaal) | Tektronix | AFG3022C | Functiegenerator gebruikt om AC elektrisch veld af te geven aan elektroformatie kamer |
| Incubator | lokaal aangepast | elektroformatiekamer geplaatst op 40? | |
| ITO slides | Sigma-Aldrich | 576352-10PAK | ITO slides gebruikt in elektroformatiemethode |
| Nikon Eclipse omgekeerde microscoop | Nikon | TE2000-U | Voor visualisatie van sGUV en cGUV |
| Siliconen laag (3 mm dik) | Sigma-Aldrich | GF49463141 | Voor de afstand in de elektroformatiekamer |
| Spuit (2 mL) | Becton Dickinson India Pvt Ltd. | 300844 | Gebruikt bij het injecteren van een hydraterend medium en het oogsten van de sGUV uit de elektroformatiekamer |
| Zeiss confocale microscoopopstelling | Centrale faciliteit van IIT Bombay |
Referenties
- Dimova, R. Chapter one - Giant vesicles: A biomimetic tool for membrane characterization. Advances in planar lipid bilayers and liposomes. Iglic, A. 16, 1-50 (2012).
- Maoyafikuddin, M., Thaokar, R. M. Effect of the waveform of the pulsed electric field on the cylindrical deformation of uncharged giant unilamellar vesicles. Langmuir. 39 (28), 9660-9670 (2023).
- Nair, K. S., Bajaj, H. Advances in giant unilamellar vesicle preparation techniques and applications. Adv Colloid Interface Sci. 318, 102935(2023).
- Göpfrich, K., et al. One-pot assembly of complex giant unilamellar vesicle-based synthetic cells. ACS Synth Biol. 8 (5), 937-947 (2019).
- Chen, S., Sun, Z. G., Murrell, M. P. In vitro reconstitution of the actin cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. J Vis Exp. (186), e64026(2022).
- Merkle, D., Kahya, N., Schwille, P. Reconstitution and anchoring of cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. ChemBioChem. 9 (16), 2673-2681 (2008).
- Fink, A., et al. Extracellular cues govern shape and cytoskeletal organization in giant unilamellar lipid vesicles. ACS Synth Biol. 12 (2), 369-374 (2023).
- Angelova, M. I., Dimitrov, D. S. Liposome electroformation. Faraday Discuss Chem Soc. 81, 303-311 (1986).
- Angelova, M. I., Soléau, S., Meleard, P., Faucon, F., Bothorel, P. Preparation of giant vesicles by external AC electric fields. Kinetics and applications. Trends in Colloid and Interface Science VI. Progress in Colloid & Polymer Science. Helm, C., Loesche, M., Moehwald, H. 89, 127-131 (1992).
- Weinberger, A., et al. Gel-assisted formation of giant unilamellar vesicles. Biophys J. 105 (1), 154-164 (2013).
- Maoyafikuddin, M., Pundir, M., Thaokar, R. Starch aided synthesis of giant unilamellar vesicles. Chem Phys Lipids. 226, 104834(2020).
- Shi, C., et al. Morphological transformations of vesicles with confined flexible filaments. Proc Natl Acad Sci USA. 120 (18), e2300380120(2023).
- Litschel, T., Schwille, P. Protein reconstitution inside giant unilamellar vesicles. Annu Rev Biophys. 50, 525-548 (2021).
- Kurihara, K., et al. Self-reproduction of supramolecular giant vesicles combined with the amplification of encapsulated DNA. Nat Chem. 3 (10), 775-781 (2011).
- Zong, W., et al. A fissionable artificial eukaryote-like cell model. J Am Chem Soc. 139 (29), 9955-9960 (2017).
- Zong, W., Li, Q., Zhang, X., Han, X. Deformation of giant unilamellar vesicles under osmotic stress. Colloids Surf B: Biointerfaces. 172, 459-463 (2018).
- Shin, J., Jang, Y. Multicompartment synthetic vesicles for artificial cell applications. ACS Appl Eng Mater. 2 (12), 2758-2770 (2024).
- Riske, K. A., Dimova, R. Electro-deformation and poration of giant vesicles viewed with high temporal resolution. Biophys J. 88 (2), 1143-1155 (2005).
- Maoyafikuddin, M., Kulkarni, S. V., Thaokar, R. M. Synthesis method and high salt concentration can affect electrodeformation of GUVs under strong pulsed DC fields. ACS Omega. 10 (7), 6427-6436 (2025).
- Behera, N., Thaokar, R. M. Numerical modeling of giant pore formation in vesicles under msPEF-induced electroporation: Role of charging time and waveform. Bioelectrochemistry. 164, 108926(2025).
- Kumar, R., Chakrabarti, R., Thaokar, R. M. Compound giant unilamellar vesicles as a bio-mimetic model for electrohydrodynamics of a nucleate cell. Soft Matter. 20 (35), 6995-7011 (2024).
- Sinha, K. P., Thaokar, R. M. Electrohydrodynamics of a compound vesicle under an AC electric field. Journal of Physics. 29 (27), 275101(2017).
- Méléard, P., et al. Bending elasticities of model membranes: Influences of temperature and sterol content. Biophys J. 72 (6), 2616-2629 (1997).
- Dimova, R. Recent developments in the field of bending rigidity measurements on membranes. Adv Colloid Interface Sci. 208, 225-234 (2014).
- Needham, D., McIntosh, T. J., Evans, E. Thermomechanical and transition properties of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol bilayers. Biochemistry. 27 (13), 4668-4673 (1988).
- Almeida, P. F. F., Vaz, W. L. C., Thompson, T. E. Lateral diffusion in the liquid phases of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol lipid bilayers: a free volume analysis. Biochemistry. 31 (29), 6739-6747 (1992).
- de Meyer, F., Smit, B. Effect of cholesterol on the structure of a phospholipid bilayer. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (10), 3654-3658 (2009).
- Kraske, W. V., Mountcastle, D. B. Effects of cholesterol and temperature on the permeability of dimyristoylphosphatidylcholine bilayers near the chain melting phase transition. Biochim Biophys Acta. 1514 (2), 159-164 (2001).
- Corvera, E., Mouritsen, O. G., Singer, M. A., Zuckermann, M. J. The permeability and the effect of acyl-chain length for phospholipid bilayers containing cholesterol: theory and experiment. Biochim Biophys Acta. 1107 (2), 261-270 (1992).
- Kamiya, K., Osaki, T., Takeuchi, S. Formation of vesicles-in-a-vesicle with asymmetric lipid components using a pulsed-jet flow method. RSC Advances. 9 (52), 30071-30075 (2019).
- Doğan Güzel, F., Kaur, J., Zendeh, Z. Cheap portable electroformed giant unilamellar vesicles preparation kit. J Liposome Res. 33 (2), 183-188 (2023).
- Kaur, J., et al. On-chip label-free impedance-based detection of antibiotic permeation. IET Nanobiotechnol. 15 (1), 100-106 (2021).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
