Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Oprichting van een co-cultuursysteem van patiënt-afgeleide colorectale tumororganoïden en tumor-infiltrerende lymfocyten (TIL's)

3.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68346

⸱

27 juni 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1The Key Laboratory of biomarker high throughput screening and target translation of breast and gastrointestinal tumor, Affiliated Zhongshan Hospital of Dalian University, 2Department of General Surgery, Affiliated Zhongshan Hospital of Dalian University

In dit artikel

Samenvatting

Het protocol beschrijft een methode voor het creëren van een van patiënten afgeleid organoïdemodel voor colorectale kanker (CRC), gekweekt in co-cultuur met tumor-infiltrerende lymfocyten (TIL's) om hun interacties en therapeutisch potentieel te bestuderen. Dit model biedt een preklinisch platform om immuunresponsen in de micro-omgeving van de tumor te onderzoeken en om de werkzaamheid van op TIL gebaseerde therapie voor gepersonaliseerde CRC-behandeling te voorspellen.

Samenvatting

Colorectale kanker (CRC) is wereldwijd de derde meest voorkomende vorm van kanker. Tumor-infiltrerende lymfocyten (TIL's) zijn geïdentificeerd als een belangrijke prognostische marker bij CRC. De therapeutische toepassing van TIL's heeft al veelbelovende resultaten opgeleverd bij melanoom en baarmoederhalskanker. Het gebruik ervan bij CRC-therapie bevindt zich echter nog in een verkennende fase. Een geschikt in vitro model om de werkzaamheid van TIL te evalueren is momenteel niet beschikbaar, wat verdere vooruitgang op dit gebied belemmert. Patiënt-afgeleide organoïde (PDO) modellen, die de kenmerken van het oorspronkelijke tumorweefsel nauw behouden en de heterogeniteit tussen patiënten weerspiegelen, bieden een uitstekend platform voor het bestuderen van de interactie tussen CRC en TIL's. In deze studie wordt een methode beschreven om een patiënt-afgeleid CRC-organoïdemodel op te zetten uit vers gereseceerd tumorweefsel, gevolgd door isolatie en expansie van TIL's. Dit systeem maakt co-cultuur van CRC-organoïden en TIL's mogelijk, waardoor TIL-gemedieerde cytotoxiciteit en immuunresponsen kunnen worden beoordeeld. Door de werkzaamheid van TIL-dodende therapie op organoïden te analyseren, kunnen de potentiële resultaten van op TIL gebaseerde immunotherapie voor gepersonaliseerde CRC-behandeling worden voorspeld. Bovendien kan verdere engineering van TIL's hun antitumorwerkzaamheid verbeteren, wat een veelbelovende strategie biedt voor het ontwikkelen van effectievere cellulaire therapieën. Dit PDO-TIL co-cultuurmodel biedt een krachtig hulpmiddel voor preklinische evaluatie van TIL-therapieën en gepersonaliseerde behandelingsstrategieën bij CRC.

Inleiding

Colorectale kanker (CRC) is een van de meest voorkomende en dodelijke vormen van kanker ter wereld en vormt een grote uitdaging voor de volksgezondheid1. Ondanks de vooruitgang in behandelingsmodaliteiten, waaronder chirurgie, chemotherapie en immunotherapie, blijft de prognose voor CRC-patiënten, vooral die met gemetastaseerde ziekte, slecht. De tumormicro-omgeving (TME) speelt een cruciale rol bij het vormgeven van kankerprogressie en behandelingsreacties, waarbij tumor-infiltrerende lymfocyten (TIL's) naar voren komen als een belangrijk onderdeel dat de immuunrespons tegen kanker beïnvloedt2. TIL's, een diverse populatie van immuuncellen die in tumoren worden aangetroffen, zijn geïdentificeerd als significante prognostische markers in CRC, waarbij hoge niveaus van TIL-infiltratie vaak geassocieerd zijn met betere klinische resultaten3. Recente studies hebben ook het therapeutisch potentieel van TIL's benadrukt bij andere vormen van kanker, zoals melanoom4 en baarmoederhalskanker5, waar op TIL gebaseerde immunotherapie een veelbelovende werkzaamheid heeft aangetoond.

Ondanks het succes van TIL's bij sommige soorten kanker, blijft hun toepassing in CRC een gebied van lopend onderzoek. De complexiteit en heterogeniteit van CRC, in combinatie met de immunosuppressieve tumormicro-omgeving, vormen uitdagingen voor effectieve TIL-gebaseerde immunotherapie6. CRC-tumoren vertonen vaak een zeer immunosuppressieve TME7, gekenmerkt door de aanwezigheid van regulerende T-cellen (Tregs), myeloïde-afgeleide suppressorcellen (MDSC's) en tumor-geassocieerde macrofagen (TAM's), die allemaal actief de TIL-functie remmen. Bovendien brengen CRC-cellen vaak immuuncheckpointmoleculen tot expressie, zoals PD-L1, die TIL-gemedieerde doding verder kunnen belemmeren8. Bovendien bemoeilijkt de genetische heterogeniteit van CRC-tumoren, in combinatie met een immunosuppressief stroma, het vermogen van TIL's om tumorcellen effectief aan te pakken en te elimineren, waardoor het moeilijker wordt om hetzelfde niveau van succes te bereiken als bij melanoom en baarmoederhalskanker9. Een kritieke lacune in het huidige onderzoek is het gebrek aan geschikte in vitro modellen die de interacties tussen CRC en TIL's nauwkeurig kunnen simuleren. Dergelijke modellen zijn essentieel voor het evalueren van het potentieel van TIL's in CRC-therapie en het optimaliseren van hun toepassing voor gepersonaliseerde behandelingsstrategieën.

Patiënt-afgeleide organoïden (BOB's) zijn naar voren gekomen als een krachtig hulpmiddel voor het modelleren van menselijke kankers10. Deze 3D-culturen, afgeleid van tumorweefsels van patiënten, bootsen de histologische en genetische kenmerken van de oorspronkelijke tumoren nauwkeurig na, waardoor een nauwkeurigere weergave van de tumorbiologie wordt geboden in vergelijking met traditionele 2D-cellijnen. PDO-modellen behouden ook de heterogeniteit tussen patiënten, waardoor ze ideaal zijn voor gepersonaliseerde geneeskundebenaderingen11. In CRC zijn PDO's gebruikt voor het screenen van geneesmiddelen en het bestuderen van tumorbiologie12, maar hun gebruik bij het evalueren van immuunresponsen, met name in de context van TIL's, blijft beperkt. Het ontwerp van een PDO-immuuncel co-cultuurmodel moet de complexiteit van de micro-omgeving in evenwicht brengen met experimentele controleerbaarheid. Hoewel componenten zoals macrofagen en dendritische cellen de biomimicry kunnen verbeteren, zijn perifere mononucleaire bloedcellen (PBMC's) de gangbare keuze geworden vanwege hun toegankelijkheid. PBMC's hebben echter een laag aandeel tumorspecifieke T-cellen en de monocytsubpopulaties kunnen de stabiliteit van de micro-omgeving verstoren13. Daarentegen verrijken TIL's van nature tumorreactieve klonen en dragen ze een in situ uitputtingsfenotype, waardoor ze een superieur model zijn voor het nauwkeurig analyseren van immuunontwijkingsmechanismen bij colorectale kanker.

Het doel van deze studie is om een nieuw in vitro platform te ontwikkelen om TIL-gemedieerde antitumorresponsen in CRC te beoordelen door een co-cultuursysteem van CRC, PDO's en TIL's op te zetten. Dit model maakt directe evaluatie van TIL-cytotoxiciteit tegen CRC PDO's en analyse van immuunresponsen binnen een patiëntspecifieke context mogelijk. Het gebruik van dit systeem kan een dieper inzicht verschaffen in het potentieel van op TIL gebaseerde immunotherapieën voor CRC en de verkenning van strategieën ondersteunen om de werkzaamheid van TIL te verbeteren door middel van technische benaderingen. Eerdere methoden werden beperkt door het kleine aantal TIL's14. In de meeste gevallen werden PBMC's eerst gedurende twee weken samen met BOB's gekweekt, waarna tumorspecifieke TIL's uit de PBMC's konden worden uitgebreid en vervolgens verder konden worden gekweekt met BOB's om cytotoxische effecten te observeren15. Deze aanpak lijdt echter ook onder een langere modelleringstijd en een lage totale opbrengst. Daarentegen maakt de beschreven methode het mogelijk om BOB's en TIL's te isoleren en tot stand te brengen uit kleinere tumorweefselmonsters, die vervolgens direct kunnen worden gecocultureerd. Deze aanpak kan meer gemak bieden, zowel in termen van methodologie als efficiëntie. Uiteindelijk wil dit systeem een krachtig hulpmiddel bieden voor de preklinische evaluatie van TIL-therapieën, waardoor de weg wordt vrijgemaakt voor gepersonaliseerde behandelingsstrategieën die de resultaten voor CRC-patiënten kunnen verbeteren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten met van mensen afgeleide materialen werden uitgevoerd in overeenstemming met de Verklaring van Helsinki en werden vooraf goedgekeurd door de ethische commissie van het Zhongshan-ziekenhuis verbonden aan de Dalian University (goedkeuringsnummers: KY2023-206-1). Schriftelijke geïnformeerde toestemming werd verkregen van alle patiënten die klinische monsters voor dit onderzoek hebben verstrekt. De reagentia en apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

Inclusiecriteria waren onder meer pathologisch bevestigd primair colorectaal kankerweefsel, een voldoende steekproefomvang (≥1 cm3), geen voorgeschiedenis van neoadjuvante therapie (chemoradiatie of gerichte therapie) en ondertekende geïnformeerde toestemming. Uitsluitingscriteria omvatten een slechte monsterkwaliteit met necrose of fibrose van meer dan 50%, de aanwezigheid van gelijktijdige ernstige infectie of auto-immuunziekte, een voorgeschiedenis van andere maligniteiten en de weigering van de patiënt om deel te nemen.

1. Preparaat van het celcultuurreagens

  1. Kweekmedium voor CRC BOB's: Bereid CRC BOB's voor op het complete medium volgens de samenstelling beschreven in tabel 1.
  2. Volledig medium (CM) voor TIL's16: Vul RPMI1640 medium aan met 10% FBS, 1% penicilline-streptomycine, HEPES, 2-mercaptoethanol en 3000 IE/ml IL-2.
  3. TILs-expansiemedium (EM): Vul RPMI1640 medium aan met 10% FBS, 1% penicilline-streptomycine, HEPES en 600 IE/ml IL-2.
  4. AdDMEM++++: Supplement Advanced DMEM met 1% penicilline-streptomycine, 1% HEPES, 1% glutamine en 5 mM Y-27632.
  5. CRC-digestiebuffer: Voeg 50 μL collagenase type IV en 10 μL Penicilline-Streptomycine-Amfotericine B Oplossing toe aan AdDMEM++++.
  6. Oplossing voor het wassen van weefsel: Voeg 2% penicilline-streptomycine toe aan PBS.

2. Verwerking van weefsel afkomstig van de patiënt

  1. Reseceer het primaire tumorweefsel van colorectale kanker (uit te voeren door ervaren chirurgen). Verdeel het weefsel na het verzamelen in twee delen. Plaats een deel in AdDMEM++++ in een ijsdoos en transporteer het naar het laboratorium voor dissociatie en kweek van tumorcellen. Plaats het andere deel in 4% paraformaldehyde voor histopathologische analyse17.
  2. Ontdooi Matrigel langzaam in een koelkast van 4 °C. Verwarm de lysisbuffer van erytrocyten voor tot kamertemperatuur. Bereid een weefselschaar, tang, AdDMEM++++ medium en CRC-digestiebuffer voor.
  3. Breng de tissue over in een petrischaaltje en spoel drie keer met 5 ml PBS. Vervang door een nieuwe schaal en spoel drie keer af met een tissuewash-buffer van 5 ml om besmetting tot een minimum te beperken.
  4. Hak het weefsel fijn met een schaar, breng het over naar de spijsverteringsbuffer en incubeer in een waterbad van 37 °C gedurende 30 minuten tot volledige dissociatie.
  5. Knip het weefsel af met een weefselschaar en breng het over naar de weefselverteringsoplossing. Verteer het weefsel in een waterbad van 37 °C en controleer totdat de weefseldissociatie is voltooid.
  6. Voeg een gelijk volume AdDMEM++++ toe om de spijsvertering te neutraliseren. Centrifugeer bij 380 × g gedurende 5 minuten bij 25 °C.
  7. Gooi het bovenstaande weg met behulp van een pipet. Let op het aantal erytrocyten in de pellet. Voeg 1-3 ml erytrocytenlysaat toe en incubeer gedurende 10 minuten bij 25 °C.
    1. Beëindig de lysis met een gelijk volume AdDMEM++++. Centrifugeer gedurende 5 minuten bij 380 × g bij ongeveer 25 °C.
  8. Gooi het bovenstaande weg met behulp van een pipet en suspendeer de celpellet in een geschikt volume AdDMEM++++.
  9. Kwantificeer levensvatbare cellen met behulp van trypanblauwe uitsluiting om een eencellige suspensie van tumorweefsel te verkrijgen.

3. Vaststelling van BOB-modellen en TIL-cultuur

  1. Verdeel de eencellige suspensie van tumorweefsel in twee porties: gebruik de ene voor het opstellen van BOB-modellen en de andere voor TILs-kweek.
  2. Meng na het tellen van de cellen 80.000 cellen per putje van de celsuspensie met Matrigel in een verhouding van 1:1 voor het vaststellen van het PDO-model.
  3. Resuspendeer de resterende celsuspensie in CM in een plaat met 24 putjes in een concentratie van 1 × 106 cellen/ml voor TILs-cultuur.
  4. Observeer dagelijks. Maak foto's om de status van BOB's en TIL's vast te leggen. Vervang het medium elke 2 dagen.

4. Zuivering en uitbreiding van TIL's

  1. Kweek TIL's gedurende 10-20 dagen vóór zuivering.
  2. Verzamel TIL's in een centrifugebuis. Spoel de putplaat af met vers medium en verzamel de resterende cellen van de putplaat.
  3. Centrifugeer gedurende 5 minuten bij 125 × g bij ongeveer 25 °C.
  4. Gooi het bovenstaande weg met behulp van een pipet. Wassen met 2 ml PBS en opnieuw centrifugeren bij 125 × g gedurende 5 minuten bij ongeveer 25 °C.
  5. Voer celtelling uit.
  6. Gebruik CD3+ magnetische kralen voor het sorteren om CD3+T-cellen18 te isoleren.
  7. Incubeer het antilichaam met de celsuspensie bij 4 °C gedurende 10-15 minuten.
  8. Incubeer de magnetische kralen met de antilichaamcelsuspensie bij 4 °C gedurende 10-15 minuten.
  9. Plaats de sorteerkolom in de sorteermagneet. Voeg de celsuspensie toe aan de kolom en zorg ervoor dat alleen de met magnetische kralen gelabelde positieve cellen in de sorteerkolom worden bewaard.
  10. Verwijder de sorteerkolom uit het magnetisch veld. Voeg bufferoplossing toe om de positieve cellen in de kolom te elueren. Resuspendeer de cellen in 2 ml PBS en centrifugeer gedurende 5 minuten bij 195 × g bij ongeveer 25 °C.
  11. Gooi het bovenstaande weg met behulp van een pipet. Resuspendeer de cellen in een plaat met 12 putjes met vers EM-medium in een concentratie van 1 × 106 cellen/ml. Voeg 5 μg/ml CD3-antilichaam toe. Breng de cellen elke 3 dagen door in nieuwe kweekkolven.

5. Histologie en IHC-karakterisering van BOB's

  1. Zuig het kweekmedium op nadat de organoïden zijn uitgegroeid tot een grootte van 50 μm.
  2. Fixeer de organoïde bolletjes direct in 4% paraformaldehyde. Zuig de organoïden op, centrifugeer bij 195 × g gedurende 5 minuten bij ongeveer 25 °C, veranker in 2% agarose, laat uitharden en breng over op 4% paraformaldehyde voor fixatie gedurende de nacht.
  3. Voer de volgende dag gradiëntuitdroging uit. Bereid wasblokken voor, snijd secties van 4 μm, rehydrateer met behulp van een gradiënt en voer immunohistochemische kleuring uit met behulp van CK7-, CK20-, Ki-67- en CDX-2-antilichamen.

6. IF-karakterisering van TIL's

  1. Zuiver de TIL's, kweek ze totdat een voldoende aantal is bereikt en extraheer een deel voor karakterisering.
  2. Karakteriseer de suspensiecellen met behulp van de schilfermethode. Stel het toerental van de flaker in op 343 × g gedurende 4 minuten bij ongeveer 25 °C.
  3. Tel en zaai de cellen op 1 × 104 per dia.
  4. Bevestig de cellen stevig aan de objectglaasjes door middel van centrifugeren.
  5. Fixeer de cellen met 4% paraformaldehyde gedurende 15 minuten en was drie keer met PBS.
  6. Incubeer met blokkeeroplossing (PBS met 2% FBS) gedurende 1 uur.
  7. Incubeer met primaire antilichamen (CD45, CD3, EpCAM) gedurende 1 uur bij kamertemperatuur. Was drie keer met PBS.
  8. Bereid en incubeer met het secundaire antilichaam volgens de door de fabrikant aanbevolen concentratie gedurende 1 uur bij kamertemperatuur. Was drie keer met PBS.
    OPMERKING: Besteed aandacht aan de homologie van antilichamen.
  9. Incubeer met DAPI gedurende 15 minuten bij ongeveer 25 °C.
  10. Bekijk de gekleurde cellen onder een fluorescentiemicroscoop.

7. Co-cultuursysteem voor BOB's en TIL's

  1. Voeg IFN-γ toe aan het organoïde medium om de antigeenpresentatie te verbeteren. Incubeer bij 37 °C met 5% CO2 gedurende 24 uuren 15.
  2. Verdun het anti-CD28-antilichaam met PBS. Smeer een plaat met 96 putjes in door 50 μl van de antilichaamoplossing aan elk putje toe te voegen. Sluit de plaat af met afdichtfolie en incubeer gedurende 24 uur bij 4 °C.
  3. Dissocieer na 24 uur de organoïden tot afzonderlijke cellen met behulp van TrypLE. Tel de cellen en was twee keer met PBS.
  4. Verzamel de gepaarde TIL's, tel de cellen en was twee keer met PBS.
  5. Inoculeer organoïden met 1 × 104 cellen per putje en inoculeer TIL's met 1 × 105 cellen per putje om een effector-to-target (E:T) verhouding van 10:1 voor co-cultuur te bereiken.
  6. Voer co-cultuur uit in RPMI 1640-medium aangevuld met 10% FBS, 1% penicilline-streptomycine, 3000 E/ml IL-2 en 20 μg/ml anti-PD-1-blokkerend antilichaam. Incubeer gedurende 3 dagen en maak beelden voor observatie en documentatie.
    OPMERKING: Stel organoïden zonder TIL's in als controlegroep.

8. Functionele bepaling van TIL's door middel van flowcytometrie

  1. Verzamel de BOB's en TIL's aan het einde van de co-cultuurperiode.
  2. Was de cellen twee keer met PBS door centrifugeren op 300 × g gedurende telkens 5 minuten. Gooi het bovenstaande weg met behulp van een pipet.
  3. Bereid de antilichaamcocktail voor die CD3-FITC, CD4-APC/Cyanine7, CD8-APC, CD107a-PE-Cyanine7, CD279-PE en 7-AAD bevat.
  4. Resuspendeer de cellen in 100 μl van de antilichaamcocktail en incubeer gedurende 20 minuten bij kamertemperatuur, beschermd tegen licht.
  5. Voeg 1 ml PBS toe om de cellen te wassen. Centrifugeer gedurende 5 minuten bij 300 × g en gooi het bovenstaande met een pipet weg.
  6. Resuspendeer de cellen in 500 μl PBS.
  7. Voer flowcytometrie-analyse uit. Zie aanvullende figuur 1 voor de gedetailleerde analysestrategie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Vaststelling en karakterisering van CRC BOB's
Tumormonsters werden verkregen van CRC-patiënten. Vers gereseceerd CRC-tumorweefsel werd gebruikt om BOB's en TIL's vast te stellen, die vervolgens werden gebruikt in PDO-TIL-cocultuurexperimenten (Figuur 1).

figure-results-1
Figuur 1

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie maakt gebruik van van de patiënt afgeleid CRC-weefsel om zowel tumorcellen als TIL's te verkrijgen, waaruit BOB's worden vastgesteld en TIL's worden uitgebreid. De interactie tussen deze twee componenten wordt vervolgens onderzocht via een co-cultuursysteem.

In eerdere studies werden TIL's geëxtraheerd met behulp van complexe instrumentatie19 of rechtstreeks uit tumorweefselsuspensies20. Deze methoden...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China [82172822]; Ondersteuningsprogramma voor talentinnovatie op hoog niveau van het Dalian Science and Technology Bureau [2021RD02]; Gezamenlijk plan van het provinciale wetenschaps- en technologieprogramma van Liaoning [2024JH2/102600067]; Provinciaal project voor internationale samenwerking op het gebied van wetenschap en technologie van Liaoning [2024JH2/101900006].

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Advanced DMEM/F-12Gibco12634028
2-Mercaptoethanolsigma63689
4% paraformaldehydeBBIE672002-0100
7-AADBiolegend420403
A83-01Tocris2939
B27 supplementGibco17504-44
CD107a-PE-Cyanine7Biolegend328618
CD279-PEBiolegend329906
CD3 Monoclonal Antibody (OKT3)Invitrogen14-0037-82
CD3-FITCBiolegend300406
CD45 (Intracellular Domain) (D9M8I) CST13917S
CD4-APC/Cyanine7Biolegend300518
CD8-APCBiolegend344722
CDX-2MXBRMA-0631
CK20MXBKit-0025
CK7MXBKit-0021
Dylight 488, Goat Anti-Rabbit IgGAbbkineA23220
Dylight 549, Goat Anti-Mouse IgGAbbkineA23310
EGFPeprotechAF-100-15
EpCAMCST36746T
Fetal Bovine Serum (FBS)CellmaxSA211.02
FGF 10Peprotech100-26
Gastrin (Human)Tocris3006
GlutaMax 100xGibco35050-061
HepesSigmaH4034
HEPESSigmaH4034
Human CD3+ Cell Separation Kit (RUO)RWDK1201-10
Human IFN-gamma Recombinant ProteinPeproTech300-02-20UG
Ki-67CST9449s
Matrigelcorning354234
N-AcetylcysteineSigmaA9165
NicotinamideSigmaN0636
Nivolumab (anti-PD-1)SellerkA2002 
Penicillin/StreptomycinSigmaV900929
penicillin-streptomycinNCM BiotechC100C5
PrimocinInvivogenAnt-pm-1
RBC Lysis Bufferthermo-invitrogen00-4300-54
Recombinant Human IL-2 (carrier-free)Biolegend589104
RPMI 1640Gibco
SB202190SellerkS1077
Trypan Blue stain 0.4%thermo-invitrogenT10282
Ultra-LEAF Purified anti-human CD28 AntibodyBiolegend302934
Ultra-LEAF Purified anti-human CD3 AntibodyBiolegend317325
Y-27632SellerkS1049

Referenties

  1. Eng, C., et al. Colorectal cancer. Lancet. 404 (10449), 294-310 (2024).
  2. Sarnaik, A. A., Hwu, P., Mulé, J. J., Pilon-Thomas, S. Tumor-infiltrating lymphocytes: A new hope. Cancer Cell. 42 (8), 1315-1318 (2024).
  3. Paijens, S. T., Vledder, A., De Bruyn, M., Nijman, H. W. Tumor-infiltrating lymphocytes in the immunotherapy era. Cell Mol Immunol. 18 (4), 842-859 (2021).
  4. Betof Warner, A., Corrie, P. G., Hamid, O. Tumor-infiltrating lymphocyte therapy in melanoma: Facts to the future. Clin Cancer Res. 29 (10), 1835-1854 (2023).
  5. Huang, H., et al. Phase I study of adjuvant immunotherapy with autologous tumor-infiltrating lymphocytes in locally advanced cervical cancer. J Clin Invest. 132 (15), e157726(2022).
  6. Mengus, C., et al. In vitro modeling of tumor-immune system interaction. ACS Biomater Sci Eng. 4 (2), 314-323 (2018).
  7. Wang, H., Tian, T., Zhang, J. Tumor-associated macrophages (tams) in colorectal cancer (crc): From mechanism to therapy and prognosis. Int J Mol Sci. 22 (16), 8470(2021).
  8. Rasyid, N. R., et al. The potential of PD-1 and PD-L1 as prognostic and predictive biomarkers in colorectal adenocarcinoma based on TILs grading. Curr Oncol. 31 (12), 7476-7493 (2024).
  9. Chen, E., Zeng, Z., Zhou, W. The key role of matrix stiffness in colorectal cancer immunotherapy: Mechanisms and therapeutic strategies. Biochim Biophys Acta Rev Cancer. 1879 (6), 189198(2024).
  10. Xu, H., Jiao, D., Liu, A., Wu, K. Tumor organoids: Applications in cancer modeling and potentials in precision medicine. J Hematol Oncol. 15 (1), 58(2022).
  11. Lv, J., et al. Construction of tumor organoids and their application to cancer research and therapy. Theranostics. 14 (3), 1101-1125 (2024).
  12. Ooft, S. N., et al. Patient-derived organoids can predict response to chemotherapy in metastatic colorectal cancer patients. Sci Transl Med. 11 (513), eaay2574(2019).
  13. Magré, L., et al. Emerging organoid-immune co-culture models for cancer research: From oncoimmunology to personalized immunotherapies. J Immunother Cancer. 11 (5), e006290(2023).
  14. Matsueda, S., Chen, L., Li, H., Yao, H., Yu, F. Recent clinical researches and technological development in til therapy. Cancer Immunol Immunother. 73 (11), 232(2024).
  15. Cattaneo, C. M., et al. Tumor organoid-t-cell co-culture systems. Nat Protoc. 15 (1), 15-39 (2020).
  16. Itzhaki, O., et al. Establishment and large-scale expansion of minimally cultured "young" tumor infiltrating lymphocytes for adoptive transfer therapy. J Immunother. 34 (2), 212-220 (2011).
  17. Yao, Y., et al. Patient-derived organoids predict chemoradiation responses of locally advanced rectal cancer. Cell Stem Cell. 26 (1), 17-26.e16 (2020).
  18. Moore, D. K., Motaung, B., Du Plessis, N., Shabangu, A. N., Loxton, A. G. Isolation of b-cells using miltenyi macs bead isolation kits. PLoS One. 14 (3), e0213832(2019).
  19. Albrecht, H. C., et al. Generation of colon cancer-derived tumor-infiltrating t cells (tils) for adoptive cell therapy. Cytotherapy. 25 (5), 537-547 (2023).
  20. Tan, Y. S., Lei, Y. L. Isolation of tumor-infiltrating lymphocytes by ficoll-paque density gradient centrifugation. Methods Mol Biol. 1960, 93-99 (2019).
  21. Ou, L., et al. Patient-derived melanoma organoid models facilitate the assessment of immunotherapies. EBioMedicine. 92, 104614(2023).
  22. Huang, H., et al. Patient-derived organoids as personalized avatars and a potential immunotherapy model in cervical cancer. iScience. 26 (11), 108198(2023).
  23. Parikh, A. Y., et al. Using patient-derived tumor organoids from common epithelial cancers to analyze personalized T-cell responses to neoantigens. Cancer Immunol Immunother. 72 (10), 3149-3162 (2023).
  24. Wherry, E. J. T cell exhaustion. Nat Immunol. 12 (6), 492-499 (2011).
  25. Xu, Y., et al. An engineered IL-15 cytokine mutein fused to an anti-PD1 improves intratumoral T-cell function and antitumor immunity. Cancer Immunol Res. 9 (10), 1141-1157 (2021).
  26. Chang, C. H., et al. Posttranscriptional control of T cell effector function by aerobic glycolysis. Cell. 153 (6), 1239-1251 (2013).
  27. Trefny, M. P., et al. Deletion of Snx9 alleviates CD8 T cell exhaustion for effective cellular cancer immunotherapy. Nat Commun. 14 (1), 86(2023).
  28. Sarnaik, A. A., et al. Lifileucel, a tumor-infiltrating lymphocyte therapy, in metastatic melanoma. J Clin Oncol. 39 (24), 2656-2666 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Colorectale kankerosganoïdenOrganoïde Co-cultuurPatiëntafgeleide OrganoïdenTIL-expansieCD3 Magnetische BeadsFlowcytometrieIsolatie van ImmuuncellenBeoordeling van CytotoxiciteitImmunofluorescentiekleuring
Oprichting van een co-cultuursysteem van patiënt-afgeleide colorectale tumororganoïden en tumor-infiltrerende lymfocyten (TIL's)
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.