Methodenartikel

Een minimaal invasieve dubbele live-knot-techniek voor het modelleren van myocardiale ischemie-reperfusieschade bij ratten

790 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68430

⸱

25 juli 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Shaanxi Key Laboratory of Chinese Medicine Fundamentals and New Drugs Research, School of Pharmacy, Shaanxi University of Chinese Medicine, 2People's Hospital of Ningxia Hui Autonomous Region, Ningxia Medical University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier stellen we een schema voor om myocardiale ischemie-reperfusieschade te induceren door linker anterieure dalende kransslagader (LAD)-gerichte dubbele actieve knoopspoelligatie, die in vitro kan worden vrijgegeven voor reperfusie op verzoek zonder secundaire thoracotomie en minimaal invasief is.

Samenvatting

Het myocardiale ischemie-reperfusieletsel (MI/RI) model is van groot belang bij het onderzoeken van de pathofysiologische mechanismen van een hartinfarct en het vergemakkelijken van de ontwikkeling van relevante geneesmiddelen. Van de veelgebruikte modelleringsmethoden heeft de traditionele polyethyleenbuis-geassisteerde kransslagaderligatiemethode echter aanzienlijke nadelen. Het vereist het heropenen van de kist om de ligatuur los te maken, wat niet alleen tijdrovend is, maar ook aanzienlijke schade toebrengt aan de proefdieren en gemakkelijk tot hun dood kan leiden. Het doel van dit onderzoek is het introduceren van een verbeterde modelvoorbereidingsmethode. Bij deze methode wordt de linker voorste dalende kransslagader (LAD) geligeerd met behulp van een dubbele spoel met levende knoop en kan de levende knoop in vitro worden geopend om reperfusie te bereiken, waardoor een tweede invasieve procedure wordt vermeden. Evaluatiemethoden zoals monitoring van elektrocardiogram (ECG), bepaling van M-mode echocardiografie (ME), Evans Blue en 2,3,5-trifenyte-trazoliumchloride-kleuring (EB-TTC) toonden aan dat deze methode stabiele MI/RI kon induceren. Dit verbeterde MI/RI-modelschema wordt gekenmerkt door zijn eenvoud en snelheid, en het slagingspercentage van het modelleren is zeer bevredigend. Over het algemeen biedt het praktische en waardevolle richtlijnen voor onderzoekers die zich bezighouden met MI/RI-onderzoek.

Inleiding

Volgens de Wereldgezondheidsorganisatie neemt coronaire hartziekten een belangrijke positie in in de wereldwijde last van hart- en vaatziekten, gekenmerkt door een hoge incidentie, hoge mortaliteit en een hoog aantal complicaties. Bovendien vertoont de ziekte een steeds jongere trend. Statistieken uit sommige ontwikkelde landen geven aan dat de incidentie van coronaire hartziekten in de leeftijdsgroep van 35 tot 40 jaar de afgelopen tien jaar met ongeveer 15%-20% is toegenomen. Reperfusiemethoden zoals trombolyse van geneesmiddelen, interventionele therapie en bypasstransplantatie van de kransslagader zijn veilig, effectief en worden veel gebruikt. Het abrupte herstel van de bloedstroom verergert echter vaak de structurele en functionele schade aan het ischemische myocardium, wat leidt tot een cascade van nadelige gevolgen. Deze omvatten apoptose en necrose van cardiomyocyten, aritmieën en systolische disfunctie, uiteindelijk culminerend in myocardiale ischemie-reperfusieschade (MI/RI)1,2. De incidentie van MI/RI-letsel is zo hoog als 25%-30%, en het mechanisme is niet volledig opgehelderd3. Daarom is het onderzoeken van effectieve preventie- en behandelingsstrategieën een belangrijk probleem geworden dat op cardiovasculair gebied moet worden aangepakt.

Diermodellen zijn van het grootste belang in het onderzoek naar hart- en vaatziekten. Ze dienen als onmisbare hulpmiddelen voor het ophelderen van de pathologische mechanismen van MI/RI en voor het ontwikkelen van nieuwe therapeutische strategieën4. De betrouwbaarheid en stabiliteit van het diermodel voor myocardiale ischemie-reperfusieschade hebben een directe invloed op de succesvolle vertaling en toepassing van behandelstrategieën in de klinische praktijk. De linker voorste dalende kransslagader (LAD) is een veel voorkomend vat dat wordt aangetast door myocardischemie5. Het MI/RI-model dat is geconstrueerd door de LAD te ligeren, lijkt sterk op de pathogenese en het pathologische proces van menselijke myocardiale ischemie-reperfusieschade6. Van deze modellen is de traditionele polyethyleenbuis-geassisteerde kransslagaderligatiemethode uitgebreid gebruikt in eerdere studies. Het wijdverbreide gebruik ervan kan worden toegeschreven aan voordelen zoals een uniforme verdeling van de ligatiekracht en een zekere mate van bescherming van het vasculaire endotheel7. Ondanks de vele voordelen blijven de operationele details echter een punt van discussie onder veel onderzoekers.

Voor de traditionele ligatiemethode van de kransslagader met polyethyleenbuis moet de borstkas worden heropend om de ligatuur tijdens reperfusie los te maken. Momenteel zijn er twee belangrijke operatiemethoden: de klassieke thoracotomie ligatiemethode en de gewijzigde minimaal invasieve ligatiemethode. De klassieke thoracotomie-ligatiemethode vereist een grootschalige incisie van de borstkas om het hart volledig bloot te leggen voor ligatie6. De gemodificeerde minimaal invasieve ligatiemethode maakt gebruik van speciale instrumenten om de ligatie te voltooien via een kleinere incisie8. In de reperfusiefase vereist de klassieke thoracotomie-ligatiemethode het heropenen van de borstkas om de ligatuur los te maken, wat niet alleen tijdrovend is, maar ook ernstig trauma veroorzaakt bij de proefdieren en waarschijnlijk tot hun dood zal leiden. Bovendien kan herhaalde thoracotomie complicaties zoals infectie veroorzaken, wat de nauwkeurigheid van experimentele resultaten beïnvloedt 7,9. Bovendien, aangezien de mate van elke thoracotomie-operatie moeilijk is om volledig consistent te zijn, zal dit de variabiliteit van experimentele gegevens vergroten. Wat betreft de toepassing van de gewijzigde minimaal invasieve ligatiemethode, ondanks de kleinere incisie, brengt de procedure aanzienlijke technische uitdagingen met zich mee. Het vereist dat onderzoekers over zeer geavanceerde technische vaardigheid beschikken en vertrouwen op hoogwaardige precisie-instrumenten, zoals een stereomicroscoop. Wanneer het in een besloten ruimte wordt geprobeerd zonder de hulp van dergelijke instrumenten, bestaat er een verhoogd risico op onbedoelde beschadiging van de omliggende weefsels. Dit kan op zijn beurt de stabiliteit en betrouwbaarheid van experimentele resultaten ondermijnen.

Daarom is er dringend behoefte aan een verbeterde modelvoorbereidingsaanpak om deze uitdagingen aan te gaan. Deze studie presenteert een verbeterde methode voor het modelleren van MI/RI. De methode omvat het gebruik van een dubbele levende knoopspoel om de LAD te binden en maakt in vitro vrijgave van de levende knoop mogelijk om reperfusie te bereiken, waardoor een tweede thoracotomie niet nodig is. Gekenmerkt door zijn eenvoud van bediening en gemakkelijke beheersing, kan deze methode consequent myocardiale ischemie-reperfusieschade induceren, wat een waardevolle referentie en inspiratie biedt voor onderzoekers op het gebied van MI/RI.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het experimentele protocol werd uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van het Use of Laboratory Animals and Institutional Animal Care and Use Committee aan de ShaanXi University of Traditional Chinese Medicine (recordnummer: SUCML20240820006). Alle gegevens van dierproeven zijn gedocumenteerd volgens de ARRIVE-richtlijnen (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments). Mannelijke Sprague Dawley (SD) ratten met een gewicht van 250 g ± 20 g en een leeftijd van 6-8 weken werden gebruikt voor dit onderzoek. De details met betrekking tot de gebruikte dieren, reagentia en apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Preoperatieve voorbereiding

  1. 1.1. Vasten: Onderwerp de ratten aan een vastenperiode van 8 uur met vrije toegang tot water
  2. Kalibreren en wegen: Meet het lichaamsgewicht nauwkeurig met behulp van een elektronische weegschaal (nauwkeurigheid van 0,1 g) om de anesthesiedosis te berekenen.
  3. Anesthesie induceren: Toedienen 20% urethaanoplossing via intraperitoneale injectie in een dosis van 0,4 ml per 100 g lichaamsgewicht met behulp van een steriele spuit van 2,5 ml; Injecteer 1 cm lateraal van de ventrale middellijn.
  4. Bevestig de anesthesie: Klem de achterpoot vast met een steriele tang; afwezigheid van een terugtrekkingsreflex van de ledematen bevestigt diepe anesthesie.

2. Monitoring van elektrocardiogram (ECG) (Figuur 1, Stap 1)

  1. Immobiliseer de rat in rugligging: Zet de romp en ledematen vast in een "ledematen-gestrekte houding" met behulp van medisch plakband op de operatietafel.
  2. Elektroden aansluiten: Breng gesteriliseerde elektrodenaalden subcutaan in de volgende volgorde in: de rechter voorpoot (aangesloten op de witte elektrode), de rechter achterpoot (aangesloten op de zwarte elektrode) en de linker achterpoot (aangesloten op de rode elektrode). Sluit deze elektroden vervolgens aan op een Lead II ECG-monitor. Zorg ervoor dat er een stabiele basislijn wordt vastgesteld en dat QRS-complexen duidelijk zichtbaar zijn op de monitor.
    NOTITIE: Zorg voor continue ECG-monitoring tijdens de procedure. Beoordeel de anesthesiediepte en de status van de rat in realtime via golfvormafwijkingen.

3. Ontharen en desinfecteren op de operatieplaats (Figuur 1, Stap 2)

  1. Mechanische ontharing: Gebruik een elektrische tondeuse om de vacht van de nek en de linker thorax te verwijderen (restlengte ≤0,5 mm).
    OPMERKING: Houd het mes in een hoek van 30° en beweeg tegen de haargroeirichting in.
  2. Chemische ontharing: Ontharingscrème gelijkmatig aanbrengen op de blootgestelde huid gedurende 2 minuten. Verwijder grondig met een steriele schraper, gevolgd door gepulseerd spoelen met een spuit van 2,5 ml met een zoutoplossing van 37 °C. Herhaal 3 keer totdat er geen residu meer achterblijft.
  3. Geleidelijke desinfectie: Desinfecteer de huid driemaal in concentrische cirkels (van binnen naar buiten) met een mengsel van 75% ethanol en jodofoor (1:1) met steriele wattenbolletjes.

4. Instelling van de ventilatorparameter

  1. Preoperatieve apparatuurcontrole: Sluit het ventilatorcircuit aan op de Y-vormige tracheale buisadapter.
  2. Parameters aanpassen ( Figuur 1, Stap 3): Stel soortspecifieke parameters in: ademvolume 3,0 ml, ademhalingsfrequentie 80 ademhalingen/min en inspiratoire-expiratoire verhouding (I:E) 2:1.
  3. Controleer de doorgankelijkheid van het circuit: Activeer de ventilator en dompel het uiteinde van het circuit onder in zoutoplossing. Observeer ritmische bubbelvorming. Als u afwezig bent, controleer dan systematisch op lekken en los problemen op.

5. Tracheale intubatie

  1. Incisiepositionering: Drapeer het operatieveld met een steriele doek. Til de huid van het onderschildklierkraakbeen op met een scherpe tang en maak met een rechte schaar een longitudinale incisie van 2,5 cm langs de luchtpijp.
  2. Laag-voor-laag dissectie: Trek de huid terug met een steriele tang (linkerhand) en voer oppervlakkige progressieve dissectie uit met een microschaar (rechterhand).
    OPMERKING: Beperk de eerste laag tot epidermis en dermis; Vermijd schade aan de spierlaag.
  3. Blootstelling aan de tracheale huid (Figuur 1, Stap 4): Gebruik een hemostatische tang voor stompe dissectie van platysma en bandspieren om 4-5 tracheaal kraakbeen bloot te leggen. Mobiliseer de luchtpijp met een tang en plaats er een siliconenslang onder voor stabilisatie.
    OPMERKING: Halsslagader en nervus vagus zijn aan beide zijden van de luchtpijp te zien, dus vermijd beschadiging van deze structuren tijdens de operatie.
  4. Tracheale intubatie ( Figuur 1, Stap 5): Maak een transversale Ω-vormige incisie (ongeveer 1/3 omtrek) tussen de 3e en 4e tracheale kraakbeenringen met behulp van een microschaar. Breng snel een siliconen endotracheale tube van 14 G in, waarbij u de dieptemarkering uitlijnt met de incisierand.
    OPMERKING: Synchroniseer na intubatie de thoracale beweging met het beademingsritme. Controleer de luchtwegdruk en ademhalingsfrequentie op afwijkingen. Pas de instellingen van de ventilator aan of controleer de doorgankelijkheid van de slang als er afwijkingen optreden.

6. Voorbereiding van de intercostale incisie

  1. Markeer de incisieplaats: Gebruik een steriele chirurgische marker om de linker sternale rand in de 3e-4e intercostale ruimte af te bakenen (geïdentificeerd door het punt van maximale apicale impuls te palperen). Teken een lengtelijn van 3,0 cm.
  2. Laag-voor-laag dissectie: Til de huid op met een steriele tang en snijd langs de gemarkeerde lijn met behulp van een steriele schaar. Breng de hemostatische tang subcutaan in een hoek van 30° in en voer een stompe dissectie uit parallel aan de intercostale ruimte om de spierlaag te scheiden.
  3. Ribdoorsnijding: Transecteer de 3e en 4e ribben en intercostale spieren met behulp van een microschaar. Opmerking: Als er een bloeding in de intercostrische slagader optreedt, breng dan onmiddellijk een steriel wattenstaafje aan met stevige druk gedurende 60 s om hemostase10 te bereiken.

7. Lokalisatie en ligatie van de linker anterieure dalende (LAD) slagader

  1. Bevestig de ligatieplaats (Figuur 1, Stap 6): Vergroot de intercostale ruimte tot 4 cm met behulp van een sternaal oprolmechanisme om het hart bloot te leggen. Ontleed voorzichtig het hartzakje (identificeer thymusweefsel als de witte structuur boven het hart). Plaats de LAD 2 mm onder het middelpunt van de "V" gevormd door de longconus (rechter oorschelp uitsteeksel) en de linker oorschelp (driehoekige klepstructuur).
  2. Naaldkalibratie (Figuur 1, Stap 7-1): Klem een 6-0 polypropyleen hechtdraad (met naald) vast met behulp van een microtang. Betreed het myocardium 1 mm lateraal van de mid-distale LAD-overgang in een hoek van 15° ten opzichte van het myocardiale oppervlak (diepte: 1 mm; breedte: 2 mm), van rechts naar links.
  3. Dubbele slipknot-techniek (Figuur 1, Stap 7-1 - 7-5): Nadat de ligatuurdraad door het myocardium is gehaald, rolt u het ene uiteinde van de ligatuurdraad met de naaldpunt in een spoel met een microscopisch kleine tang en rijgt u het andere uiteinde in de spoel en trekt u er voorzichtig aan om de fixatie strakker te maken. Knoop het andere uiteinde van de ligatuurdraad opnieuw vast door de bovenstaande handeling te herhalen om een dubbele knoopstructuur te vormen en ervoor te zorgen dat de twee uiteinden van de ligatuurdraad evenwijdig aan elkaar buiten de borstholte worden gelaten.
    OPMERKING: Tijdens het aanhaalproces werden micropincetten gebruikt om geleidelijk met zachte en gelijkmatige kracht aan te spannen, terwijl myocardiale kleurveranderingen werden waargenomen om de mate van ischemie te bepalen, om overmatige inspanning te voorkomen die leidt tot vaatruptuur of onveilige ligatie. De succesvolle opstelling van het model werd bevestigd door het observeren van de ischemische bleekheid van de voorwand/apicale regio van de linkerventrikel en de aanhoudende ST-segmentelevatie ≥ 0,2 mV op het elektrocardiogram, en de ischemische timer van 30 minuten werd onmiddellijk gestart na bevestiging van de succesvolle ligatie.

8. Hechtdraad en herstel van de thoracale onderdruk

  1. Ribsluiting: Verwijder het sternale oprolmechanisme. Sluit de intercostale spieren rond ribben 3-4 met behulp van een 4-0 resorbeerbare hechtdraad in een continu vergrendelingspatroon (2 mm steekintervallen).
    OPMERKING: Vermijd contact tussen de ligatiehechtdraad en sluitingshechtingen om interferentie met de reperfusie te voorkomen.
  2. Sluiting van de spierlaag en luchtafvoer: Benader de oppervlakkige grote en kleine borstspieren met een 4-0 hechting. Vóór het definitief aandraaien, steekt u een naaldloze spuit van 2,5 ml in het laatste steekgat om intrathoracale lucht aan te zuigen terwijl een assistent de hechting vastzet.
    NOTITIE: Bewaak de thoracale beweging op spontane ademhaling (zoals aangegeven door asynchroon ritme ten opzichte van de beademingsapparatuur).
  3. Huidafsluiting en desinfectie: Hecht de huid continu met 4-0 hechting. Desinfecteer drie keer volgens de richtlijnen van Protocol 3.3.

9. De ventilator uitschakelen

  1. Extubatie: Trek de endotracheale tube langzaam terug terwijl u observeert op spontane ademhaling.
  2. Tracheale en spiersluiting: Hechtdraad tracheaal kraakbeen ringen in de lengterichting met behulp van een 4-0 hechtdraad om een luchtdichte afdichting te garanderen. Herbenadering van de nekspieren.
  3. Huidsluiting en desinfectie (Figuur 1, Stap 8): Sluit de nekhuid af met een 4-0 hechtdraad. Desinfecteer met met ethanol en povidon-jodium doordrenkte steriele wattenstaafjes. Verwijder de lakens en breng de rat over naar een verwarmingskussen van 38 °C voor reperfusie.
    OPMERKING: Als spontane ademhaling mislukt, brengt u de endotracheale tube opnieuw in en herhaalt u de stappen 8.1-8.3 voordat u opnieuw probeert te extuberen.

10. Ischemie-reperfusie

  1. Maak de ligatuur los (Figuur 1, Stap 9): Maak na 30 minuten ischemie de eerste knoop los door horizontaal aan de ligatuurdraad aan het ene uiteinde van de banderolleernaald te trekken, maak vervolgens de tweede knoop los door aan de ligatuurdraad aan het andere uiteinde te trekken en vervolgens horizontaal van links naar rechts te trekken om ervoor te zorgen dat er geen weerstand is die bewijst dat de dubbele knoop met succes is losgemaakt.
    OPMERKING: Als EB-TTC dubbel verven nodig is, kan de ligatuurlijn niet worden uitgetrokken.
  2. Reperfusievalidatie: Bevestig de ST-segmentresolutie op ECG als bewijs van succesvolle reperfusie12.

11. Bepaling van M-mode echocardiografie (ME) 10

  1. Voorbereiding vóór de procedure: Beoordeel 2 uur na de reperfusie de anesthesiediepte en vul deze indien nodig aan. Immobiliseer de rat in rugligging en breng 2 mm ultrasone gel van 37 °C aan op het precordiale gebied.
  2. Gegevensverzameling: Schakel het ultrasone systeem in. Selecteer het vooraf ingestelde protocol, stel de MX250-sonde in op 18 MHz en neem M-mode-beelden op van de beweging van de linkerventrikel. Sla afbeeldingen op de juiste manier op.
  3. Gegevensanalyse: Bereken de linkerventrikelejectiefractie (LVEF), fractionele verkorting (LVFS), eindsystolische diameter (LVIDs), einddiastolische diameter (LVIDd) en slagvolume (SV) met behulp van systeemgeïntegreerde software.
    OPMERKING: Leg gegevens vast van ≥3 opeenvolgende hartcycli; Rapporteer gemiddelde waarden voor statistische nauwkeurigheid.

12. Evans Blue en 2,3,5-trifenyt-trazoliumchloride (EB-TTC) kleuring

  1. Re-intubatie: Verwijder achtereenvolgens hechtingen van de nekhuid, spieren en luchtpijp. Breng een endotracheale tube in en sluit deze aan op het beademingsapparaat om de ademhaling op peil te houden.
  2. Re-thoracotomie: Verwijder hechtingen van de borsthuid, spieren en ribben. Gebruik een thoracale retractor om de intercostale ruimte te verbreden en het hart volledig bloot te leggen.
  3. Verdeel de LAD-slagader: Vergelijk de LAD-slagader opnieuw; bevestig succesvolle ligatie door apicale bleekheid en aanhoudende ST-segmentelevatie op ECG te observeren.
  4. EB injecteren: Gebruik een insulinespuit van 0,5 ml om 0,3 ml 1,5% Evans Blue-oplossing op te zuigen. Ontleed vervolgens snel de aortaboog, steek de spuitnaald in de aorta en zet deze vast met een micro-hemostatische klem. Injecteer vervolgens de Evans Blue-oplossing en observeer het hart op uniforme blauwe kleuring.
  5. Snijd het hart weg: Snijd het hart na 30 s na de injectie weg met een steriele schaar. Dompel het onmiddellijk onder in zoutoplossing en spoel herhaaldelijk om achtergebleven bloed en Evans Blue te verwijderen. Vries het hart in bij -80 °C.
  6. Snijd het hart door: Verwijder na 20 minuten bevriezing het hart. Snijd met een chirurgisch mes vijf dwarse plakjes van 1 mm dik loodrecht op de cardiale lengteas van de top tot de basis.
  7. Bevlekken met TTC: Laat de plakjes in evenwicht komen tot kamertemperatuur. Breng ze over in een amberkleurige centrifugebuis van 50 ml met 1,5% TTC-oplossing. Incubeer de buis in een voorverwarmde thermostatische schudder bij 37 °C gedurende 30 minuten onder tegen licht beschermde omstandigheden.
  8. Beeldacquisitie en -analyse: Fixeer de plakjes na het kleuren gedurende 12 uur in paraformaldehyde. Leg beelden met een hoge resolutie vast en kwantificeer het infarctgebied (IA), het risicogebied (AAR) en het totale linkerventrikelgebied (LV) met behulp van Image J-software. Bereken de myocardinfarctverhouding als IA/(AAR+IA) en de ischemie-risicoverhouding als (AAR+IA)/LV, volgens de methodologie beschreven door Cai et al12.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

ECG
Het elektrocardiogram werd gedurende het hele proces opgenomen, van vóór de ligatie van het rattenhart tot 120 minuten na ischemie-reperfusie. De veranderingen in het elektrocardiogram worden weergegeven in figuur 2A. Tijdens ischemie vertoonde het ST-segment een opwaartse booghoogte en was de T-golf lang en piekte. Na reperfusie nam de elevatie van het ST-segment geleidelijk terug.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Ligatie van de kransslagader, een klassieke methode voor het vaststellen van het myocardiale ischemie-reperfusieletselmodel, is van groot belang in het onderzoek naar hart- en vaatziekten12. Sinds de jaren 1980 is de polyethyleen buis-geassisteerde kransslagaderligatiemethode, ontwikkeld door Yamamoto et al., op grote schaal toegepast in wetenschappelijke onderzoekslaboratoria over de hele wereld. Deze methode biedt verschillende voordelen, waaronder controleerbar...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het Science and Technology Innovative Talent Program van Shaanxi University of Chinese Medicine (nr. 2024-CXTD-03), Shaanxi Provincial Administration of Traditional Chinese Medicine Research Projects (nr. SZY-KJCYC-2025-JC-043), en Onderzoeks- en Ontwikkelingsprogramma van Shaanxi Provinciaal Departement van Wetenschap en Technologie (Nr. 2024CY-JJQ-36).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.5 mL insulin syringe Wuxi Yushou Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NJ9o4dBdpXt4bT?tk=YobMVflhtgI Gebruikt om EB te absorberen en via de aortaboog te injecteren 
2,3,5-triphenyte-trazoliumchlorideShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.S19026Voor hartkleuring 
2.5 mL wegwerpbare steriele spuitRobust Ping An Medical Technology Co., Ltd.20231230Gebruikt om anesthetica te zuigen en ratten anesthetisch te maken door intraperitoneale injectie; gebruikt om lucht uit de borstholte van ratten te verwijderen tijdens operaties met gesloten borst.
4 % paraformaldehydeGuangzhou Viggs Biotechnology Co., Ltd.SW002Gebruikt om het hart te fixeren na kleuring
4-0 hechtdraadShandong Haidike Medical Products Co., Ltd.Voor het naaien van ribben, spieren en huid 
6-0 hechtdraadJiangsu Beiyueshen Medical Device Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NKQ9XNVD1J56np?tk=R8NKVfPJIUMVoor ligatie van LAD 
Naald voor acupunctuur Beijing Luoya Shanchuan Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NQZzrSfBLQ9OYZ?tk=yW5aVfPuXP3Gebruikt om de huid van rattenpoten te doorboren en de elektrocardiogram-elektrodenlijn aan te sluiten.
Haarverwijderaar voor dierenJinyun New Concept Household Products Co.https://e.tb.cn/h.6NJe67IEMgxPfUt?tk=9boIVflb6mm Voor haarverwijdering 
OntharingscrèmeGuangzhou Miyanshe Brand Management Co., Ltd.https://3.cn/2fP-knZw Voor diepe ontharing 
EthanolTianjin Tianli Chemical Reagent Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NnxsK8EAvBV1Zu?tk=ja1XVflVhfM Voor desinfectie 
Evans BlueSigmaE2129Voor hartkleuring 
Hemostatische pincet Shanghai Aide Medical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NQkHWD25dxnsv4?tk=xA1VVflTXjWGebruikt om de insulinespuiten vast te zetten en het bloed van de aortaboog te stoppen 
Medische microschaarNanjing Ji Xiaobao Trading Co.https://e.tb.cn/h.6NJu33PgNRJCO1L?tk=smZjVflr730Gebruikt om de luchtpijp en ribben open te snijden 
Medische microscopische pincetNanjing Ji Xiaobao Trading Co.https://e.tb.cn/h.6Nqn2dyJIUjUN6n?tk=MEMaVflGK0bVoor het knijpen van 6-0 hechtdraad om LAD te binden
Medisch scalpelShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NJyfb9CWH5Sj32?tk=HW0kVflEyOL Voor het snijden van het hart tijdens EB-TTC-kleuring
Medische schaarShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NJCLzckQnXXEPe?tk=CtcTVflFJQw Gebruikt om rattenhuid en hechtingen te snijden.
Medische chirurgische doekHenan Meideqi Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NqItN9yA0xttr9?tk=cCCIVflzFjr Gebruikt om een steriele chirurgische ruimte te bieden 
Medisch tapeZhejiang Aotai Medical Technology Co.https://e.tb.cn/h.6N93etxLPPlJ9ZQ?tk=DfblVflAo5dGebruikt om ratten te fixeren 
Medisch pincetJiangsu Videocon Medical Technology Co.https://e.tb.cn/h.6NreHXQv2YTJkIl?tk=S1imVfO17QVGebruikt om de mate van anesthesie bij ratten te beoordelen, huid, ribben en andere weefsels te klemmen, en onderhuidse spieren en pericard af te pellen.
Medisch ultrasoon koppelingsmiddel Qingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.https://3.cn/2fPpwB-j Gebruikt om de efficiëntie van ultrasone transmissie te verbeteren
Normale zoutoplossing Shandong Qidu Pharmaceutical Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NMCUFJIti2EsiU?tk=FXBBVfOV1iNGebruikt voor het wassen van resterende ontharingscrème 
Draagbare kleur-Doppler-echografieVINNO Technology Co., Ltd.Vinno 6 Gebruikt voor de bepaling van M-modus echocardiografie bij ratten 
Povidon-jodiumShandong Anjie High-tech Disinfection Technology Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NqAb4WsT3xjMb9?tk=mhFxVfO4G1GVoor desinfectie 
Chirurgische plaat voor rattenShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NQyjjGNGInF3Eu?tk=qgQwVflHilH Gebruikt om ratten te fixeren 
Koudepreservator Zhejiang Zhixing Ultra-low Temperature Technology Co.DL-78Voor het bevriezen van het hart 
SilicagelbuizenShandong Chengwu Sano Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6N9L82XWNGlgDDG?tk=pWzCVfOQIgNGebruikt om de luchtpijp te ondersteunen 
Kunstmatige ademhalingsapparaat voor kleine dierenAnhui Zhenghua Biological Equipment Co., Ltd.DW-3000HGebruikt om ratten te helpen ademen na een thoracotomie 
Steriele wattenbol Qingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NJbKVmD0b7QhTf?tk=wMceVfOTrBX Voor het dippen van ethanol en povidone

Referenties

  1. Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. Myocardial ischemia-reperfusion injury: a neglected therapeutic target. J Clin Invest. 123 (1), 92-100 (2013).
  2. Ibáñez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. J Am Coll Cardiol. 65 (14), 1454-1471 (2015).
  3. Algoet, M., et al. Myocardial ischemia-reperfusion injury and the influence of inflammation. Trends Cardiovasc Med. 33 (6), 357-366 (2023).
  4. Rahman, A., et al. Large animal models of cardiac ischemia-reperfusion injury: Where are we now. Zool Res. 44 (3), 591-603 (2023).
  5. Luan, F., et al. Cardioprotective effect of cinnamaldehyde pretreatment on ischemia/ reperfusion injury via inhibiting NLRP3 inflammasome activation and gasdermin D mediated cardiomyocyte pyroptosis. Chem Biol Interact. 368, 110245(2022).
  6. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. J Vis Exp. (86), e51329(2014).
  7. Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury. Methods Mol Biol. 1717, 145-153 (2018).
  8. Marek-Iannucci, S., Thomas, A., Gottlieb, R. A. Minimal invasive pericardial perfusion model in swine: A translational model for cardiac remodeling after ischemia/reperfusion injury. Front Physiol. 11, 346(2020).
  9. Xiong, Y., et al. Decreased MFN2 activates the cGAS-STING pathway in diabetic myocardial ischaemia-reperfusion by triggering the release of mitochondrial DNA. Cell Commun Signal. 21 (1), 192(2023).
  10. Peng, L., et al. Cardioprotective activity of ethyl acetate extract of Cinnamomi Ramulus against myocardial ischemia/reperfusion injury in rats via inhibiting NLRP3 inflammasome activation and pyroptosis. Phytomedicine. 93, 153798(2021).
  11. Xu, H., et al. Resveratrol pretreatment alleviates myocardial ischemia/reperfusion injury by inhibiting STIM1-mediated intracellular calcium accumulation. J Physiol Biochem. 75 (4), 607-618 (2019).
  12. Cai, W., et al. Alox15/15-HpETE aggravates myocardial ischemia-reperfusion injury by promoting cardiomyocyte ferroptosis. Circulation. 147 (19), 1444-1460 (2023).
  13. Zhao, G., et al. A novel anti-inflammatory strategy for myocardial ischemia-reperfusion in rats with cinnamamide derivative compound 7. Int Immunopharmacol. 136, 112370(2024).
  14. Chen, L. Q., Wang, W. S., Li, S. Q., Liu, J. H. Minocycline relieves myocardial ischemia-reperfusion injury in rats by inhibiting inflammation, oxidative stress and apoptosis. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 26 (8), 3001-3009 (2022).
  15. Liu, Z., et al. Shuangshen ningxin formula attenuates cardiac microvascular ischemia/reperfusion injury through improving mitochondrial function. J Ethnopharmacol. 323, 117690(2024).
  16. J'Undra, N., Pegues, M. M., et al. Disparities in 180-day infection rates following coronary artery bypass grafting and aortic valve replacement. J Thorac Cardiovasc Surg. S0022-5223 (25), 00017-00020 (2025).
  17. Peng, J. -F., et al. Targeted mitochondrial drugs for treatment of myocardial ischaemia-reperfusion injury. J Drug Target. 30 (8), 833-844 (2022).
  18. Sun, Q., et al. A minimally invasive approach to induce myocardial infarction in mice without thoracotomy. J Cell Mol Med. 22 (11), 5208-5219 (2018).
  19. Olatoye, O., Yasir, A. -O., Gregory, D. R. Initial experience of left atrial appendage ligation using penditure in a minimally invasive cardiac surgical approach. Innovations. 20 (1), 19-21 (2025).
  20. Wagenaar, A., Wiegerinck, R. F., Heijnen, V. V. T., Post, M. J. Percutaneous microembolization of the left coronary artery to model ischemic heart disease in rats. Lab Animal. 45 (1), 20-27 (2016).
  21. Kainuma, S., et al. Influence of coronary architecture on the variability in myocardial infarction induced by coronary ligation in rats. PLoS One. 2 (8), e0183323(2017).
  22. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Hajjar, R. Abstract 130: The Diversity of Coronary Artery and Myocardial Infarction in Mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (Suppl_1), A130(2021).
  23. Lysenko, A. V., Salagaev, G. I., Lednev, P. V., Belov, Y. V. The results of coronary artery bypass grafting by using of surgical microscope. Pirogov J Surg. 6, 5-10 (2019).
  24. Guo, Y., et al. Genetic background, gender, age, body temperature, and arterial blood pH have a major impact on myocardial infarct size in the mouse and need to be carefully measured and/or taken into account: results of a comprehensive analysis of determinants of infarct size in 1,074 mice. Basic Res Cardiol. 107 (5), 288(2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

RattenmodelLigatie van de coronaire arterieLinkerventrikel descenderende arterieElectrocardiogrammonitoringEchocardiografieEvans Blue kleuring
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen