Dit artikel presenteert een protocol voor de nauwkeurige echogeleide afgifte van vasculaire stamcellen aan de aortavaatwand. De techniek richt zich effectief op de vaatwand en bevordert vasculair herstel bij aorta-aneurysma's en dissecties.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Precisie-echogeleide stamcelafgifte voor vasculair herstel bij aortaaandoeningen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Aorta-aneurysma's en dissectieruptuur zijn levensbedreigende cardiovasculaire noodgevallen. Vroege preventie en beheersing van ziekteprogressie zijn essentieel voor het verbeteren van de patiëntresultaten. Vasculaire stamcellen spelen een cruciale rol bij het herstel van vasculaire letsels bij verschillende vaatziekten. Intravasculaire stamcelinjectietherapieën stuiten echter op uitdagingen bij het waarborgen van efficiënte implantatie van exogene stamcellen in de vaatwand.
Om een effectievere en minimaal invasieve benadering te onderzoeken voor het toedienen van stamcellen bij aortaaandoeningen, hebben we een echogeleide, precisiegerichte stamcelafgiftetechnologie ontwikkeld. In het bijzonder maakte de techniek gebruik van een ultra-hoge resolutie Doppler-echografiesysteem voor kleine dieren om de vaatwand van de stijgende aorta nauwkeurig te lokaliseren in muismodellen voor aortaaandoeningen. Vervolgens werden 1 × de 106 mCherry-gelabelde vasculaire stamcellen gemengd in 25 μL Matrigel geïnjecteerd met behulp van een naald van 29 G. De progressie van de ziekte werd gevolgd door echografie van kleine dieren. Ten slotte werd de aorta geoogst en geanalyseerd met behulp van 3D-beeldvorming met een lichtmicroscoop om geïnjecteerde vasculaire stamcellen te volgen.
De bovenstaande resultaten tonen aan dat de geïnjecteerde vasculaire stamcellen nauwkeurig werden afgeleverd in de vaatwand van de aorta ascendens met minimale invasiviteit, waardoor vasculair herstel bij aorta-aneurysma's en dissecties effectief werd bevorderd. Deze echogeleide stamcelafgiftetechnologie biedt een veelbelovende, minimaal invasieve methode voor stamceltransplantatie, die in de toekomst mogelijk de progressie van aorta-aneurysma's en dissecties en andere gerelateerde hart- en vaatziekten in klinieken kan beheersen.
Inleiding
Aorta-aneurysma's en -dissecties (AAD) zijn veel voorkomende en zeer dodelijke hart- en vaatziekten, die doorgaans worden gekenmerkt door een verraderlijk begin en snelle progressie. De incidentie van AAD varieert van 1.3% tot 8%, met naar schatting 150,000 tot 200,000 sterfgevallen wereldwijd per jaar 1,2. Vanwege het acute begin en de subtiele klinische symptomen verkeren veel patiënten op het moment van diagnose in kritieke toestand, waardoor het optimale venster voor behandeling ontbreekt. Hoewel farmacologische behandelingen, zoals β-adrenerge blokkers en angiotensinereceptorblokkers, de uitbreiding van het aneurysma tot op zekere hoogte kunnen vertragen, bieden deze therapieën voornamelijk symptomatische verlichting en is niet aangetoond dat ze het ontstaan of de progressie van AAD3 effectief voorkomen.
Momenteel berust de klinische behandeling voornamelijk op chirurgische ingrepen, waaronder reconstructie van de aortawortel, vervanging van de aorta, Bentall-chirurgie en endovasculaire reparatie van aorta-aneurysma's 4,5. Voor patiënten met genetische AAD, met name degenen die de chirurgische indicaties nog niet hebben bereikt, ontbreken echter effectieve etiologische behandelingen en hebben farmacologische benaderingen moeite om de ziekteprogressie op lange termijn onder controle te houden. Bij patiënten met het syndroom van Marfan (MFS) kan medische behandeling de verwijding van de aorta weliswaar vertragen, maar studies geven aan dat sommige personen een snellere snelheid van aorta-expansie ervaren en een hoger risico lopen op aortadissectie5. Daarom blijft het bieden van effectieve interventies voor deze patiënten, die nog niet aan de chirurgische criteria voldoen, een belangrijke klinische uitdaging. Het ontwikkelen van meer gerichte therapeutische strategieën is een belangrijk probleem geworden dat moet worden aangepakt bij de behandeling van aortaaandoeningen.
De pathogenese van AAD omvat voornamelijk uitgebreide apoptose van gladde spiercellen (SMC's) en verdunning van de media, wat leidt tot structurele kwetsbaarheid van de aortawand. In het bijzonder is het progressieve verlies van aorta-SMC's een kenmerk van AAD, gemanifesteerd door SMC's apoptose, afbraak van extracellulaire matrix (ECM), infiltratie van immuuncellen en verhoogde oxidatieve stress2. Vasculaire stamcellen zijn een type volwassen stamcellen die zich in de vaatwand bevinden en in staat zijn om te differentiëren in SMC's of endotheelcellen. Onder normale fysiologische omstandigheden blijven stamcellen in rust, maar onder pathologische omstandigheden worden ze geactiveerd en ondergaan ze zelfvernieuwing en differentiatie om bij te dragen aan weefselherstel6. Recente studies hebben de nadruk gelegd op de cruciale rol van vasculaire wandstamcellen bij vasculair letsel, met name bij de hermodellering van adertransplantaten, atherosclerose, restenose, hypertensie en bij ziekten of pathologische aandoeningen zoals AAD 7,8,9,10,11,12,13.
Hoewel bestaande technologieën voor de toediening van stamcellen - zoals weefselspecifieke lokale injectie en systemische intraveneuze infusie - relatief geavanceerd zijn, brengt de afgifte van stamcellen aan de aortawand aanzienlijke uitdagingen met zich mee14,15. De snelle bloedstroom in de aorta, in combinatie met de dynamische samentrekking en ontspanning van de vaatwand, maakt het moeilijk om een efficiënte celafgifte te bereiken en de overleving van getransplanteerde cellen in het vaatweefsel op lange termijn te garanderen.
In deze studie beschrijven we een nieuwe, gesloten epi-membraaninjectietechniek in de vaatwand die minimaal invasieve, nauwkeurig gerichte toediening van vaatwandstamcellen onder echografische begeleiding mogelijk maakt. Deze aanpak biedt het voordeel dat ze gemakkelijk uit te voeren is, zonder dat thoracotomie of laparotomie nodig is, en vermijdt de bijbehorende complicaties. Het zorgt ook voor meer flexibiliteit tijdens het injectieproces, waardoor de gerichte concentratie van stamcellen in het gewenste gebied mogelijk is, terwijl immuunresponsen en andere bijwerkingen worden geminimaliseerd. Bovendien maakt de vooruitgang in de optische opruimingstechnologie van weefsel nu beeldvorming met subcellulaire resolutie van het hele lichaam van muizen mogelijk, wat brede toepassingen biedt voor driedimensionale reconstructie van weefselstructuren met hoge resolutie, onderzoek naar pathologische mechanismen, ziektemodellering en screening van geneesmiddelen. In combinatie met light-sheet microscopie zorgt deze technologie voor 3D-beeldvorming met een hoge ruimtelijke resolutie16. Met deze aanpak kunnen we de geïnjecteerde vasculaire stamcellen volgen en hun migratievermogen observeren. Echogeleide stamcelafgifte is dus een veelbelovende minimaal invasieve methode voor stamceltransplantatie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle experimentele procedures worden uitgevoerd in overeenstemming met de voorschriften van de Animal Research Committee van Capital Medical University en zijn goedgekeurd door de Animal Welfare and Ethics Committee van Capital Medical University.
1. Preparaat van geïnjecteerde vasculaire stamcellen
OPMERKING: Om de toestand na injectie en de effecten van vasculaire stamcellen te verifiëren, worden Sca1+-cellen geïsoleerd met behulp van immunomagnetische kralenselectie zoals eerder beschreven 17,18,19, getransfecteerd met een lentivirus dat de mCherry-reporter draagt voor latere observatie van de cellocatie en -verdeling, en vervolgens gekweekt. Cellen uit passages 5 of eerder met goede groeiomstandigheden en mCherry-gelabelde Sca1+-expressie worden gebruikt voor volgende experimenten20.
- Oogst de aorta van 6-8 weken oude C57BL/6J-muizen, scheid het adventitieve weefsel onder een microscoop en hak het fijn tot ongeveer 0,5 mm. Breng 0,04% gelatine aan op de bodem van de kweekkolf bij 37 °C in een 5% CO2 -incubator om de celaanhechting en proliferatie te bevorderen. Zuig na 20 minuten de gelatine op en leg het fijngehakte weefsel 2-3 uur op de bodem van de kweekkolf17,21 met de bodem naar boven. Nadat het weefsel stevig aan de bodem van de kweekkolf is bevestigd, plaatst u de bodem van de kweekkolf naar beneden, voegt u kweekmedium toe aan de kolf en incubert u bij 37 °C in een 5 % CO2 -incubator.
- Verwijder na 3 uur de kweekkolf en voeg DMEM-medium toe met 20% foetaal runderserum, 10 ng/ml LIF, 100 E/ml penicilline/streptomycine.
- Na 3 dagen, zodra de cellen uit het weefsel zijn gemigreerd en 80%-90% samenvloeiing hebben bereikt, voegt u 0,05% trypsine toe en subkweekt u ze in een verhouding van 1:3.
- Vervang voor passage 3 het medium door DMEM met 15% foetaal runderserum; vervang voor passage 5 het medium door DMEM met 10% foetaal runderserum (andere componenten blijven ongewijzigd).
- Vereer de adventitiële vaatcellen en incubeer ze op ijs met anti-Sca1+ microbeads. Voeg de celsuspensie toe aan een kolom die is uitgerust met een magnetisch celsorteersysteem en verzamel ze18. Gebruik cellen met goede groeicondities uit passages 5 of eerder voor volgende experimenten.
OPMERKING: Om de vitaliteit van de cellen te garanderen, wordt aanbevolen dat cellen voor in vivo injectie een levensvatbaarheid van ≥90% hebben, zoals bepaald door Trypan-blauwkleuring. - Voeg een uur voor de injectie 0,05% trypsine toe aan de cellen, tel ze met behulp van een hemocytometer en verwijder het bovenstaande door te centrifugeren bij kamertemperatuur bij 200 × g gedurende 5 minuten.
- Resuspendeer de cellen in Matrigel (voorontdooid bij 4 °C) in een concentratie van 4 × 107 cellen/ml als drager voor stamceltransplantatie, om de in vivo groeiomgeving na te bootsen. Draai het mengsel voorzichtig en bewaar het op ijs tot het klaar is voor injectie.
2. Preoperatieve preparatie van muizen
- Onderwerp de muizen aan nuchtere toxiciteit 12 uur voor de injectie zonder het water te beperken.
- Veeg de anesthesie-inductiekamer en het ultrasone platform grondig af met 75% ethanol.
- Breng oogzalf aan en plaats de muis in de anesthesie-inductiekamer, met een zuurstofstroom ingesteld op 1 l/min en de isofluraanconcentratie ingesteld op 2-3%. Wacht tot de pijnreflex verdwijnt, wat wijst op een succesvolle anesthesie, en verwijder dan voorzichtig de muis uit de kamer.
- Plaats de neus en mond van de muis onder een verdovingsmasker en stel de isofluraanconcentratie in op 1,5-2%. Plaats de muis dorsaal op een platform van 37 °C om de blootstelling van de buik te maximaliseren.
- Breng geleidende gel aan op de vier elektroden op het platform en gebruik medische tape om de vier poten van de muis aan de elektroden te bevestigen om de fysiologische status te controleren.
OPMERKING: De operator draagt steriele handschoenen, een masker, een operatiemuts en een steriele operatiejas. - Gebruik een steriel wattenstaafje om ontharingscrème op de injectieplaats aan te brengen, laat 1 minuut intrekken en veeg het vervolgens voorzichtig af met een nieuw wattenstaafje. Desinfecteer de injectieplaats 3x met jodiumtinctuur.
- Drapeer de operatieplaats, bereid aseptisch een steriele spuit voor en onderhoud het steriele veld.
3. Echogeleide injectie van vaatwandcellen
OPMERKING: Alle echografieprocedures worden uitgevoerd met behulp van een echografiesysteem en software (zie de materiaaltabel). Gebruik sondes met een middenfrequentie van 40 MHz en er worden naalden van 29 G gebruikt.
- Stel het ultrasone platform in op een hoek van ongeveer 30° ten opzichte van de vloer. Laat de bediener naar de rechterkant van het dier kijken, met de kop van het dier naar links gericht. Breng ultrasone gel aan op het onthaarde en gedesinfecteerde gebied.
- Plaats de sonde aan de rechterkant van het borstbeen om de lange as van de aortaboog weer te geven.
- Laad 25 μL van de suspensie van 1 × 106 vaatwandstamcellen in Matrigel in de 29 G naald. Veeg de naaldpunt vóór de injectie af met steriele alcohol om ectopische implantatie van stamcellen te minimaliseren.
- Bevestig de spuit met de celsuspensie aan het echogeleide injectieapparaat en zorg ervoor dat de naaldrichting is uitgelijnd met de sonde en in een hoek van 45° ten opzichte van de borstwand.
- Leid de injectienaald langzaam in het ultrasone gezichtsveld, stel deze in op het brandvlak en lijn deze uit met de markeringslijn van het injectiepad.
- Als de naald de huidrand nadert, gebruik dan een stompe tang om de huid en buikwand vast te pakken en steek de naald snel door de borstwand.
- Richt de naald onder echografische begeleiding op het adventitiële gebied tussen de innominate slagader en de aortaboog. Verwijder de spuit voorzichtig op en neer om de positie van de naald te bevestigen.
- Druk op de spuit om de celsuspensie in het doelgebied te injecteren.
- Trek de injectienaald langzaam terug en desinfecteer de prikplaats volgens de standaardprocedures.
OPMERKING: Na chirurgische ingrepen moeten muizen op een verwarmingskussen van 37 °C worden geplaatst totdat ze volledig bij bewustzijn zijn en in staat zijn om sternaal liggen te behouden, en ze moeten continu worden gecontroleerd terwijl ze op het verwarmingskussen liggen. Breng de dieren vervolgens over naar schone kooien met schoon strooisel. Continue monitoring moet elk uur gedurende 24 uur worden uitgevoerd om te beoordelen op mogelijke postoperatieve complicaties, waaronder een gebogen houding en verminderde activiteit.
4. Verduidelijking van het vaatweefsel
- Injecteer mCherry-gelabelde Sca1+ -stamcellen in het adventitiële gebied op de kruising van de innominante slagader en de aortaboog. Euthanaseer de muizen na 4 weken met CO2 en verzamel vervolgens het aortaweefsel na perfusie.
- Fixeer het aortaweefsel gedurende 4 uur bij kamertemperatuur met 4% paraformaldehyde, gevolgd door PBS-wasbeurten gedurende 3 x 1 uur. Breng het weefsel over in een oplossing voor het opruimen van het weefsel en incubeer gedurende 2 dagen op een schudplatform bij 37 °C om transparantie te verkrijgen.
OPMERKING: De oplossing voor het opruimen van weefsel waarnaar wordt verwezen, is een mengsel van 10% N-butyldiethanolamine en 10% Triton-X-100 opgelost in ddH2O11. - Was de tissue 3 x 2 uur met PBS op kamertemperatuur. Breng het weefsel over naar PBS dat primair CD31-antilichaam (1:100) bevat en incubeer gedurende 24 uur bij 4 °C.
- Na 3 x 1 uur wassen met PBS, incubeer je de tissue met de ezel anti-geit (1:800) op kamertemperatuur gedurende 3-4 uur, gevolgd door PBS-wassen gedurende 3 x 1 uur.
- Breng het weefsel over naar een oplossing voor het matchen van de brekingsindex en incubeer nog minstens 2 dagen voor voortdurende transparantie.
OPMERKING: De oplossing voor het matchen van de brekingsindex waarnaar wordt verwezen, is een mengsel van 45% antipyrine, 30% nicotinamide en 0,5% N-butyldiethanolamine opgelost in ddH2O11. - Bereid een 2% agarosegel voor, verwarm en smelt deze, sluit het transparante weefsel in agarosegel en laat het afkoelen om zijn vorm als een cilinder met een diameter van 5 mm te behouden. Bevestig het op het podium van een light-sheet microscoop en scan het in 3D. Onder de volgende specificaties: Verlichtingsobjectief: 2 eenheden van 10x 0,3 numerieke opening (NA) waterdompellenzen; Detectie objectief: 1 eenheid van 10x 0,5 NA multi-immersie lens; Vergrotingswisselaar: 1x/0,75x, beeldvorming werd uitgevoerd.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Echogeleide afgifte van vasculaire stamcellen
In deze studie werd echogeleide injectie uitgevoerd met behulp van een kleurendoppler-echografiesysteem voor kleine dieren (Figuur 1A,B). Tijdens de procedure werden de muizen geïmmobiliseerd op een verwarmd ultrasoon platform, waarbij indien nodig aanpassingen aan het platform en de ultrasone sonde werden aangebracht (Figuur 1C).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
AAD's veroorzaakt door genetische mutaties worden geclassificeerd als erfelijke AAD, waarvan MFS de meest voorkomende is. AAD vertegenwoordigt de meest levensbedreigende complicatie van MFS22. Om deze aandoening te onderzoeken, gebruikten we een gerenommeerd muismodel van MFS (Fbn1C1041G/+ muizen), dat spontaan aorta-aneurysma's ontwikkelt, waardoor het ideaal is voor vroege interventiestudies. Dit model omzeilt ook de extra weefselbeschadiging...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.
Dankbetuigingen
Dit werk werd ondersteund door een subsidie van het National Science and Technology Major Project (2023ZD0503304), de National Natural Science Foundation of China (32271231) en het National Key Research and Development Program of China (2023YFC3606500). We danken Dr. Chao Zheng voortechnische ondersteuning bij 3D-beeldvorming.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 0.1% Gelatin solution | OriCell | GLT-11301 | |
| 1.5 mL microtubes | Axygen | MCT-150-C | |
| 10 μL pipette tips | Labselect | T-001-10 | |
| 1000 μL pipette tips | Labselect | T-001-1000 | |
| 15 mL centrifuge tube | Labselect | CT-002-15A | |
| 200 μL pipette tips | Labselect | T-001-200 | |
| 5 mL micro-centrifuge tube | biosharp | BS-50-M | |
| 50 mL centrifuge tube | Labselect | CT-002-50A | |
| Antipyrine | Macklin | A800873 | |
| Anti-Sca-1 MicroBead Kit | Miltenyi Biotec | 130-123-124 | |
| Bruker Luxendo MuVi -SPIM system | |||
| CD31 | R&D | AF3628 | Verdunningsverhouding 1:100 |
| CUBIC-L | weefselklaringsoplossing | ||
| CUBIC-RA | brekingsindex-aanpassingsoplossing | ||
| DMEM | ATCC | 30-2002 | |
| donkey anti-goat secondary antibody, Alexa Fluor 488 | Invitrogen | A11055 | Verdunningsverhouding 1:800 |
| FBS | Corning | 35-076-CV | |
| HBLV-mcherry-PURO | HANBIO | ||
| Homogenizer tubes | Labselect | HGT-003-200 | |
| Image-Guided Needle Injection Apparatus | Visualsonics | ||
| Insulin Syringe | BD | 328421 | |
| Isoflurane | Ameixin | LAT-YFW | |
| Light-Sheet Microscopes | Bruker Luxendo | MuVi-SPIM | |
| Matrigel | Corning | 356234 | |
| Microscan MS400 transducer | Visualsonics | ||
| Mouse Handling and Physiological Monitoring Platform | Visualsonics | ||
| N-Butyldiethanolamine | Macklin | N802391 | |
| Nicotinamide | Macklin | N814605 | |
| PBS | biosharp | BL302A | |
| Puralube ophthalmic ointment | EQUL | 1703321138 | |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | T9284 | |
| Trypan Blue Stain Solution | Solarbio | C0040 | |
| Trypsin-EDTA | Gibco | 25200-072 | |
| Vevo 2100 lmaging System | yiswelsonics | ||
| Vevo Integrated Rail System II | yiswelsanics |
Referenties
- Cui, H., et al. Untargeted metabolomics identifies succinate as a biomarker and therapeutic target in aortic aneurysm and dissection. Eur Heart J. 42 (42), 4373-4385 (2021).
- Liu, H., et al. Ncf1 knockout in smooth muscle cells exacerbates angiotensin II-induced aortic aneurysm and dissection by activating the STING pathway. Cardiovasc Res. 120 (9), 1081-1096 (2024).
- Wang, Q., et al. Targeting metabolism in aortic aneurysm and dissection: From basic research to clinical applications. Int J Biol Sci. 19 (12), 3869-3891 (2023).
- Asta, L., D'angelo, G. A., Marinelli, D., Benedetto, U. Genetic basis, new diagnostic approaches, and updated therapeutic strategies of the syndromic aortic diseases: Marfan, Loeys-Dietz, and vascular Ehlers-Danlos syndrome. Int J Environ Res Public Health. 20 (16), 6615(2023).
- Isselbacher, E. M., et al. 2022 ACC/AHA guideline for the diagnosis and management of aortic disease: A report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on clinical practice guidelines. Circulation. 146 (24), e334-e482 (2022).
- De Morree, A., Rando, T. A. Regulation of adult stem cell quiescence and its functions in the maintenance of tissue integrity. Nat Rev Mol Cell Biol. 24 (5), 334-354 (2023).
- Ni, Z., et al. Multilineage commitment of Sca-1+ cells in reshaping vein grafts. Theranostics. 13 (7), 2154-2175 (2023).
- Karamariti, E., et al. DKK3 (Dickkopf 3) alters atherosclerotic plaque phenotype involving vascular progenitor and fibroblast differentiation into smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (2), 425-437 (2018).
- Jiang, L., et al. Nonbone marrow CD34+ cells are crucial for endothelial repair of injured artery. Circ Res. 129 (8), e146-e165 (2021).
- Tao, J., Cao, X., Yu, B., Qu, A. Vascular stem/progenitor cells in vessel injury and repair. Front Cardiovasc Med. 9, 845070(2022).
- Wu, H., et al. Aneurysm is restricted by CD34+ cell-formed fibrous collars through the PDGFRb-PI3K axis. Adv Sci (Weinh). 12 (7), e2408996(2024).
- Zou, S., et al. Activation of bone marrow-derived cells and resident aortic cells during aortic injury. J Surg Res. 245, 1-12 (2020).
- Wong, M. M., Hong, X., Karamariti, E., Hu, Y., Xu, Q. Generation and grafting of tissue-engineered vessels in a mouse model. J Vis Exp. (97), e52565(2015).
- Bagno, L., Hatzistergos, K. E., Balkan, W., Hare, J. M. Mesenchymal stem cell-based therapy for cardiovascular disease: Progress and challenges. Mol Ther. 26 (7), 1610-1623 (2018).
- Galow, A. M., Goldammer, T., Hoeflich, A. Xenogeneic and stem cell-based therapy for cardiovascular diseases: Genetic engineering of porcine cells and their applications in heart regeneration. Int J Mol Sci. 21 (24), 9686(2020).
- Liang, X., Luo, H. Optical tissue clearing: Illuminating brain function and dysfunction. Theranostics. 11 (7), 3035-3051 (2021).
- Le Bras, A., et al. Adventitial Sca1+ cells transduced with etv2 are committed to the endothelial fate and improve vascular remodeling after injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (1), 232-244 (2018).
- Tsai, T. -N., et al. Contribution of stem cells to neointimal formation of decellularized vessel grafts in a novel mouse model. Am J Pathol. 181 (1), 362-373 (2012).
- Yu, B., et al. Vascular stem/progenitor cell migration induced by smooth muscle cell-derived chemokine (C-C motif) ligand 2 and chemokine (C-X-C motif) ligand 1 contributes to neointima formation. Stem Cells. 34 (9), 2368-2380 (2016).
- Du, S., et al. Safety markers for rhabdomyosarcoma cells using an in vivo imaging system. Oncol Lett. 16 (1), 1031-1038 (2018).
- Xie, Y., et al. Leptin induces Sca-1+ progenitor cell migration enhancing neointimal lesions in vessel-injury mouse models. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (11), 2114-2127 (2017).
- Milewicz, D. M., et al. Marfan syndrome. Nat Rev Dis Primers. 7 (1), 64(2021).
- Li, L., Chen, X., Wang, W. E., Zeng, C. How to improve the survival of transplanted mesenchymal stem cell in ischemic heart. Stem Cells Int. 2016, 9682757(2016).
- Hay, C. A., Sor, R., Flowers, A. J., Clendenin, C., Byrne, K. T. Ultrasound-guided orthotopic implantation of murine pancreatic ductal adenocarcinoma. J Vis Exp. (153), e60497(2019).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
