Methodenartikel

Een gestructureerde aanpak van extubatie bij mechanisch beademde ratten

763 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68510

⸱

18 juli 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Department of Anesthesiology, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Department of Intensive Care Medicine, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Laboratory of In Vivo Electrophysiology, Core Facility Center of Capital Medical University, 4Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie stelt een gestructureerde extubatiebenadering voor die is afgestemd op rattenmodellen van mechanische ventilatie (MV). De aanpak vergemakkelijkt een soepele overgang van MV naar spontane ademhaling, terwijl extubatiegerelateerde complicaties worden geminimaliseerd. Standaardisatie van spenen, luchtwegbeheer en zorg na extubatie verbetert de betrouwbaarheid en reproduceerbaarheid van experimentele studies.

Samenvatting

Mechanische beademing (MV) wordt veel gebruikt in de intensive care, maar gaat gepaard met verschillende complicaties die van invloed zijn op zowel korte- als langetermijnresultaten, waaronder door beademing geïnduceerd longletsel, door beademing geïnduceerde middenrifdisfunctie en beademingsgerelateerd hersenletsel. Dit zijn belangrijke componenten van het post-intensive care unit syndroom (PICS). Knaagdiermodellen zijn van vitaal belang voor het onderzoeken van de langdurige effecten en onderliggende mechanismen van MV, maar gestandaardiseerde post-extubatiemodellen blijven beperkt. Extubatie is een kritieke overgangsstap die vaak inconsistent wordt uitgevoerd in bestaande rattenmodellen, wat leidt tot mislukkingen en complicaties. Deze studie presenteert een gestructureerde extubatiebenadering in vier stappen voor Sprague-Dawley-rattenmodellen van MV, ontworpen om de overgang van MV naar spontane ademhaling te optimaliseren en tegelijkertijd extubatiegerelateerde complicaties te minimaliseren. De aanpak omvatte: (1) het starten van het spenen door propofol-sedatie te verminderen tot 50% en het beoordelen van de gereedheid via ademhalingsfrequentie, verplaatsing van de borstkas, arteriële bloedgassen en reflexen; (2) voorbereiding op extubatie door middel van vrijmaking van de luchtwegen en behoud van oxygenatie; (3) het uitvoeren van extubatie met aanhoudende sedatie en gecontroleerde verwijdering van de buis; en (4) het bieden van zorg na extubatie met continue monitoring en zuurstofondersteuning. Dit model is gevalideerd door middel van 20 succesvolle extubaties na aanvankelijke mislukkingen en biedt een waardevol platform voor het bestuderen van de langetermijneffecten van MV, met name in de context van PICS. Deze aanpak is geoptimaliseerd voor 6 uur MV en wordt verondersteld uitbreidbaar te zijn naar andere stammen en langere ventilatieduur, hoewel dergelijke aanpassingen zorgvuldige validatie en monitoring vereisen om de betrouwbaarheid en het dierenwelzijn te garanderen.

Inleiding

Mechanische beademing (MV) blijft een hoeksteen van kritieke zorg, biedt essentiële ademhalingsondersteuning bij acuut ademhalingsfalen en dient als een essentieel hulpmiddel tijdens anesthesie voor chirurgische ingrepen1. MV wordt echter in verband gebracht met een reeks complicaties, zoals door beademing geïnduceerd longletsel2, door ventilatie geïnduceerde middenrif- en uitademingsspierdisfunctie 3,4,5,6 en beademingsgeassocieerd hersenletsel 7,8. Deze complicaties dragen bij aan falen van extubatie, langdurig verblijf op intensive care-afdelingen (ICU) en ziekenhuizen, en verhoogde mortaliteit9. Naarmate de overlevingskansen op de IC verbeteren, is de aandacht steeds meer verschoven naar de langetermijngevolgen van MV, waarbij het post-ICU-syndroom (PICS) naar voren komt als een cruciaal punt van zorg10. De pathofysiologische mechanismen die aan de basis liggen van PICS blijven onduidelijk, deels vanwege het gebrek aan betrouwbare diermodellen om de nuances van herstel na extubatie en langetermijngevolgen van MV11 vast te leggen.

Rattenmodellen zijn cruciaal geweest bij het bevorderen van het begrip van door MV geïnduceerde verwondingen en bieden schaalbaarheid, reproduceerbaarheid en mechanistische inzichten. De meeste bestaande modellen richten zich echter op de acute effecten van MV, waarbij tracheostomie de overheersende methode is voor MV in experimentele omgevingen 12,13,14. Hoewel de tracheostomie MV en het spenen vergemakkelijkt, omzeilt het de bovenste luchtwegen, een kritieke anatomische en functionele barrière. Dit verhoogt de vatbaarheid voor pulmonale complicaties zoals ventilator-geassocieerde longontsteking15,16. Bovendien verstoort de afwezigheid van nasale luchtstroom in tracheostomiemodellen de synchronisatie van het hersennetwerk. Dit bemoeilijkt onderzoek naar cognitieve en neurologische uitkomsten 17,18. Endotracheale intubatie-/extubatiemodellen daarentegen behouden de integriteit van de bovenste luchtwegen. Ze vermijden de inherente nadelen van een tracheostomie en lijken meer op het klinische traject van het spenen van MV.

Bestaande extubatiemodellen zijn echter vaak niet gestandaardiseerd, wat leidt tot aanzienlijke variabiliteit in de overgang van MV naar spontane ademhaling19,20. Dit gebrek aan structuur brengt risico's met zich mee van extubatiegerelateerde complicaties, waaronder luchtwegobstructie, ademnood en aspiratie, wat kan leiden tot sterfte bij dieren. Dergelijke mislukkingen brengen niet alleen het vermogen in gevaar om langetermijnresultaten te onderzoeken, maar maken het oorspronkelijke MV-model ook ineffectief, waardoor kostbare tijd, middelen en financiële investeringen worden verspild. Deze problemen onderstrepen de cruciale behoefte aan een gestructureerde extubatiebenadering om succesvolle overleving na extubatie en robuuste langetermijnstudies te garanderen.

Om deze uitdagingen aan te gaan, werd een gestructureerde extubatiebenadering ontwikkeld voor Sprague-Dawley (SD) rattenmodellen die nauw aansluit bij de klinische praktijken voor het spenen van MV. Deze aanpak omvat vier belangrijke fasen: het naderen van het spenen, de voorbereiding op extubatie, het uitvoeren van extubatie en de zorg na de extubatie. De belangrijkste procedurele aanbevelingen zijn onder meer het handhaven van lichte tot matige sedatie tijdens het spenen, met name het verminderen van propofol-infusie tot 50% van de dosis die wordt gebruikt tijdens volledige MV - om spontane ademhaling mogelijk te maken en tegelijkertijd agitatie te voorkomen. De bereidheid tot extubatie moet worden beoordeeld op basis van een stabiele ademhalingsfrequentie van 60-70 ademhalingen per minuut en voldoende spontane ademvolumes, die kunnen worden benaderd met behulp van een eenvoudige, gekalibreerde zelfgemaakte weegschaal. Volledig herstel van het bewustzijn is niet vereist voorafgaand aan extubatie. De behandeling met propofol moet worden gestaakt op het moment van extubatie om het risico op door intubatie geïnduceerde agitatie verder te verminderen. Door het extubatieproces te standaardiseren, minimaliseerde deze aanpak de variabiliteit, vermeed extubatiegerelateerde complicaties en verbeterde overlevingskansen. Dit model is geoptimaliseerd voor een MV-duur van maximaal 6 uur; het verlengen van MV na deze periode kan aangepaste sedatieprotocollen, incrementele speenstrategieën en zorgvuldige fysiologische monitoring noodzakelijk maken om overleving en betrouwbare resultaten te garanderen. Hoewel gevalideerd bij SD-ratten, kan het protocol worden aangepast voor andere stammen door de ventilatie-instellingen aan te passen om rekening te houden met stamspecifieke ademhalingsmechanica en variërende vatbaarheid voor longbeschadiging. Met de juiste aanpassingen kan de gestructureerde aanpak ook ventilatiestudies op langere termijn ondersteunen, waardoor zowel de reproduceerbaarheid als de translationele relevantie in experimentele modellen worden verbeterd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De studie richtte zich op gedragstesten na extubatie en werd goedgekeurd door de Animal Experiments and Experimental Animal Welfare Committee van Capital Medical University (nr. AEEI-2024-391). Alle ratten van 8 weken oud (SD, mannetje, 200-250 g) werden gedurende 3 dagen voorafgaand aan het experiment geacclimatiseerd in de dierenfaciliteit van de Capital Medical University. De rat werd gehuisvest in een gecontroleerde omgeving, waaronder een licht/donkercyclus van 12 uur die begon om 8:00 uur, een temperatuur van 25 °C ± 1 °C en een luchtvochtigheid die op 50% ± 10% werd gehouden. Voedsel en water werden ad libitum verstrekt. Alle procedures met anesthesie, afzuiging en bloedbehandeling werden uitgevoerd met de juiste veiligheidsmaatregelen, waaronder het gebruik van persoonlijke beschermingsmiddelen, steriele technieken en naleving van institutionele bioveiligheidsprotocollen. Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de ARRIVE-richtlijnen. Alle apparatuur die in dit onderzoek is gebruikt, wordt weergegeven in figuur 1. De lijst van reagentia en de gebruikte apparatuur is opgenomen in de materiaaltabel.

1. Video laryngoscopie-geassisteerde orale intubatie

  1. Bereid het intubatieapparaat voor.
    1. Gebruik een op maat gemaakt intubatieapparaat, aangepast van een apparaat voor het verwijderen van oorsmeer (schepdiameter 5,5 mm, gebogen in een tongspatel). Dit apparaat is uitgerust met een lichtbron en camera, Bluetooth-gekoppeld aan een smartphone voor real-time visualisatie (Figuur 2A).
  2. Selecteer een endotracheale tube.
    1. Kies een 16-G endotracheale tube op basis van het gewicht van de rat.
  3. Anesthesie induceren (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
    1. Injecteer propofol (2 mg/100 g) via de staartader. Bevestig de anesthesie door de afwezigheid van visuele reacties en teenbeknelling te verifiëren. Bewaak de distale huidskleur als een indicator van de oxygenatiestatus.
  4. Plaats de rat.
    1. Zet de verdoofde rat vast op een tafel met kleine dieren. Bevestig ledematen en snijtanden en houd de lichaamstemperatuur op 37-38 °C met behulp van een verwarmingsdeken voor kleine dieren.
  5. Voer intubatie uit.
    1. Trek de tong voorzichtig naar de rechter mondhoek. Plaats het intubatieapparaat aan de basis van de tong en beweeg het naar de epiglottis.
    2. Til de punt van het apparaat op om de glottis bloot te leggen. Breng de endotracheale tube in tijdens de inademing (Figuur 2-C). Eenmaal geïntubeerd, wordt de rat aangesloten op de ventilator.

2. Mechanische ventilatie

  1. Sluit de zuurstofconcentrator aan.
    1. Pas de juiste zuurstofconcentratie aan en sluit deze aan op de ventilator (meestal 80%).
  2. Stel ventilatorparameters in.
    1. Ventileer de rat gedurende 6 uur met behulp van een ventilator voor kleine dieren met longbeschermende instellingen: ademvolume: 4-6 ml/kg, PEEP: 0 cmH2O.
  3. Zorg voor anesthesie: Breng propofol (4 mg/kg/uur) toe via een spuitpomp.
  4. Monitor bloedgassen.
    1. Test arteriële bloedgassen elke 3 uur met behulp van een bloedgasanalysator. Bewaak continu de distale huidskleur tussen bloedgasanalyses als indicator van de oxygenatiestatus.

3. Extubatieprocedure voor controle van het eindpunt van de luchtwegdruk (APEC)

OPMERKING: Nadat de geplande duur van mechanische beademing is voltooid, gaat u verder met het extubatieprotocol in vier stappen: (1) Het spenen naderen, (2) Extubatie voorbereiden, (3) Extubatie uitvoeren en (3) Verzorgen na extubatie (Figuur 3). Deze systematische aanpak zorgt voor een soepele overgang naar spontane ademhaling, terwijl extubatiegerelateerde complicaties worden geminimaliseerd en de integriteit van het experimentele model behouden blijft.

  1. Naderend spenen
    1. Verminder de infusie van propofol: Verlaag de infusiesnelheid van propofol met 50% om reactivering van het middenrif mogelijk te maken en tegelijkertijd de bewegingen van ledematen en hoofd te minimaliseren.
    2. Beoordeel de bereidheid om te spenen: controleer de volgende parameters voordat u de ventilator loskoppelt - Ademhalingsfrequentie: 60-70 ademhalingen/min; Verplaatsing van de borstkas: ≥1 mm (meet met een stalen naald die op de processus xiphoid is geplaatst); PaCO2: 35-45 mmHg; pH: 7,35-7,45; Aanwezigheid van snorharen en tongreflexen (optioneel).
      OPMERKING: De snorharen- en tongreflexen werden gedefinieerd als binaire indicatoren (afwezig of aanwezig). De snorhaarreflex verwijst naar de onwillekeurige beweging of spiertrekkingen van de vibrissae als reactie op lichte tactiele stimulatie. De tongreflex werd gekenmerkt door het terugtrekken of bewegen van de tong bij zachte stimulatie.
    3. Ventilator loskoppelen: Koppel de ventilator los zodra aan alle criteria is voldaan en ga verder met het voorbereiden van de rat op extubatie.
  2. Voorbereiding op extubatie
    1. Zorg voor oxygenatie: Gebruik een zelfgemaakt gezichtsmasker om voldoende oxygenatie te behouden (meestal 80%) en gebruik huidskleur als indicator van de oxygenatiestatus.
    2. Secretie van de luchtwegen zuiveren: Gebruik een zelfgemaakt afzuigapparaat (verkorte epidurale katheter [~5,5 cm] aangesloten op een spuit van 10 ml). Regel de zuigsnelheid op ~2 ml/s gedurende 3-4 s per sessie.
    3. Na een adequate voorbereiding en vrijmaking van de luchtwegen, gaat de procedure over tot de uitvoering van extubatie.
      OPMERKING: Het typische secretievolume is <0,5 ml per zuigbeurt. Afzuiging wordt elke 30 minuten uitgevoerd tijdens MV om accumulatie te minimaliseren. Op het moment van extubatie was de zuigfrequentie gewoonlijk 5-8 keer, met een geschatte hoeveelheid van 2-4 ml in totaal.
  3. Extubatie uitvoeren
    1. Behoud van sedatie: Houd propofol op de helft van de dosis om agitatie tijdens extubatie te voorkomen.
    2. Verwijder de endotracheale tube: Gebruik een techniek met twee handen en stabiliseer de kop van de rat met de linker wijsvinger en duim. Verwijder de tube voorzichtig met de rechter wijsvinger en duim.
    3. Stop met propofol: Stop met propofol-infusie onmiddellijk na extubatie.
      OPMERKING: Succesvolle extubatie mag niet leiden tot hypoxemie of hypercapnie. En na een succesvolle extubatie is ijverige zorg na de extubatie essentieel.
  4. Zorg na extubatie
    1. Bewaak vitale functies: Bewaak de ademhalingsfrequentie, de inspiratoire amplitude en de distale huidskleur.
    2. Zorg voor zuurstofvoorziening: Gebruik een zelfgemaakt gezichtsmasker om te zorgen voor voldoende zuurstoftoevoer (meestal ~80%).
    3. Bereid je voor op re-intubatie: Houd alle intubatieapparaten (Figuur 1) bij de hand en klaar voor onmiddellijk gebruik indien nodig.
      OPMERKING: De gemiddelde observatietijd tot herstel van de oprichtreflex is 48,5 minuten ± 10,4 minuten. Arteriële bloedgasanalyse werd uitgevoerd bij een mediaan van 20 minuten, met PaO2 van 73,2 mmHg ± 4,6 mmHg en PaCO2 van 48,3 mmHg ± 3,6 mmHg.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze gestructureerde extubatiebenadering werd ontwikkeld op basis van vier mislukte extubaties en 20 daaropvolgende succesvolle extubaties. In de eerste vier pogingen werd extubatie uitgevoerd op basis van de ervaring of het individuele oordeel. Redenen voor de mislukte extubatie van de vier ratten waren onder meer agitatie tijdens extubatie (n = 2), respiratoire insufficiëntie na extubatie (n = 1) en luchtwegobstructie door secreties (n = 1). Deze misluk...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In deze studie werd een gestructureerde APEC-extubatiebenadering opgesteld voor een rattenmodel van MV, geïnspireerd door de eerste vier mislukte extubaties en de onderliggende oorzaken. Alle 20 ratten die met deze aanpak werden geëxtubeerd, slaagden erin en voltooiden de daaropvolgende gedragstesten binnen de volgende drie dagen. De aanpak, bestaande uit vier belangrijke stappen - het naderen van het spenen, het voorbereiden van extubatie, het uitvoeren van extubatie en zorg na extubati...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Er worden geen belangenconflicten, financieel of anderszins, verklaard door de auteurs.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
16G Endotracheal TubeNJKEWBIONAEndotracheal tube
Blood Gas AnalyzerEpocal IncEPOC readerMonitor blood gases
Intravenous CatheterIntrocan Safety4254074BIndwelled in the arteries and veins
Micro-syringe PumpSLGO Medical TechnologyCP-1000Infusion of drugs
Pet Oxygen ConcentratorBeijing zhongshidichuang Science and technology development Co.,LtdZS-MVSupply of oxygen
Small Animal Heating BlanketBeijing zhongshidichuang Science and technology development Co.,LtdZS-TMaintain temperature
Small Animal VentilatorNJKEWBIOKW-100Provide breathing

Referenties

  1. Dasta, J. F., Mclaughlin, T. P., Mody, S. H., Piech, C. T. Daily cost of an intensive care unit day: The contribution of mechanical ventilation. Crit Care Med. 33 (6), 1266-1271 (2005).
  2. Slutsky, A. S. History of mechanical ventilation. From Vesalius to ventilator-induced lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 191 (10), 1106-1115 (2015).
  3. Reynolds, S. C., et al. Mitigation of ventilator-induced diaphragm atrophy by transvenous phrenic nerve stimulation. Am J Respir Crit Care Med. 195 (3), 339-348 (2017).
  4. Shi, Z. H., et al. Changes in respiratory muscle thickness during mechanical ventilation: Focus on expiratory muscles. Anesthesiology. 134 (5), 748-759 (2021).
  5. Shi, Z. H., et al. Expiratory muscle dysfunction in critically ill patients: Towards improved understanding. Intensive Care Med. 45 (8), 1061-1071 (2019).
  6. Van Den Berg, M., et al. Super-relaxed myosins contribute to respiratory muscle hibernation in mechanically ventilated patients. Sci Transl Med. 16 (758), eadg3894(2024).
  7. González-López, A., et al. Mechanical ventilation triggers hippocampal apoptosis by vagal and dopaminergic pathways. Am J Respir Crit Care Med. 188 (6), 693-702 (2013).
  8. Pun, B. T., Ely, E. W. The importance of diagnosing and managing ICU delirium. Chest. 132 (2), 624-636 (2007).
  9. Trudzinski, F. C., et al. Risk factors for prolonged mechanical ventilation and weaning failure: A systematic review. Respiration. 101 (10), 959-969 (2022).
  10. Voiriot, G., et al. Chronic critical illness and post-intensive care syndrome: From pathophysiology to clinical challenges. Ann Intensive Care. 12 (1), 58(2022).
  11. Brück, E., et al. Plasma HMGB1 levels and physical performance in ICU survivors. Acta Anaesthesiol Scand. 65 (7), 921-927 (2021).
  12. Bruells, C. S., et al. Influence of weaning methods on the diaphragm after mechanical ventilation in a rat model. BMC Pulm Med. 16 (1), 127(2016).
  13. Gayan-Ramirez, G., et al. Intermittent spontaneous breathing protects the rat diaphragm from mechanical ventilation effects. Crit Care Med. 33 (12), 2804-2809 (2005).
  14. Thomas, D., et al. Time course of diaphragm function recovery after controlled mechanical ventilation in rats. J Appl Physiol. 115 (6), 775-784 (2013).
  15. Henrich, D. E., Blythe, W. R., Weissler, M. C., Pillsbury, H. C. 3rd Tracheotomy and the intensive care unit patient. Laryngoscope. 107 (7), 844-847 (1997).
  16. Hsu, C. L., et al. Timing of tracheostomy as a determinant of weaning success in critically ill patients: A retrospective study. Crit Care. 9 (1), R46-R52 (2005).
  17. Gretenkord, S., et al. Coordinated electrical activity in the olfactory bulb gates the oscillatory entrainment of entorhinal networks in neonatal mice. PLoS Biol. 17 (1), e2006994(2019).
  18. Salimi, M., et al. Disrupted connectivity in the olfactory bulb-entorhinal cortex-dorsal hippocampus circuit is associated with recognition memory deficit in Alzheimer's disease model. Sci Rep. 12 (1), 4394(2022).
  19. Bruells, C. S., et al. Recovery of diaphragm function following mechanical ventilation in a rodent model. PLoS One. 9 (1), e87460(2014).
  20. Dénervaud, V., Gremlich, S., Trummer-Menzi, E., Schittny, J. C., Roth-Kleiner, M. Gene expression profile in newborn rat lungs after two days of recovery of mechanical ventilation. Pediatr Res. 78 (6), 641-649 (2015).
  21. De Souza, A. B. F., et al. Effects in vitro and in vivo of hesperidin administration in an experimental model of acute lung inflammation. Free Radic Biol Med. 180, 253-262 (2022).
  22. Almeida, M. R., et al. The effects of different ventilatory modes in female adult rats submitted to mechanical ventilation. Respir Physiol Neurobiol. 284, 103583(2021).
  23. Cândido, L. D. S., et al. Different tidal volumes may jeopardize pulmonary redox and inflammatory status in healthy rats undergoing mechanical ventilation. Oxid Med Cell Longev. 2021, 5196896(2021).
  24. Da Silva, A. C. L., et al. Sigh maneuver protects healthy lungs during mechanical ventilation in adult Wistar rats. Exp Biol Med (Maywood). 245 (15), 1404-1413 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Mechanische ventilatieextubatie van rattengestructureerde extubatieventilator ge nduceerde schadediafragmadysfunctiehersenletselweaningprotocolzorg na extubatieluchtwegklaringpropofolsedatie

Gerelateerde artikelen