Methodenartikel

Murine bilaterale nierlymfadenectomie

651 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68695

⸱

30 december 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Yale University School of Medicine, 2Department of Immunobiology, Yale University School of Medicine, 3Department of Internal Medicine, Section of Rheumatology, Yale University, 4Howard Hughes Medical Institute, Yale University School of Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een overlevingsprocedure voor een veilige en goed verdraagde bilaterale murale nierlymfadenectomie.

Samenvatting

Auto-immuunziekten zijn het gevolg van immuuncellen die zich onterecht richten op zelfweefsel, wat leidt tot pathologie en schade aan vitale organen. Secundaire lymfoïde organen dienen als locatie voor activatie van B- en T-cellen en perifere immuuntolerantie, als gevolg van antigeendrainage en antigeenpresentatieve cel (APC) transport via lokale lymfesystemen. De rol van lokaal drainerende lymfeklieren als de initiële plaats van lymfocytactivatie is beschreven in situaties van tumoren, infecties en orgaanspecifieke auto-immuunziekten, maar niet bij systemische auto-immuniteit. Systemische lupus erythematosus, een van deze ziekten, is een wijdverspreide auto-immuunziekte met veelvoorkomende nierbetrokkenheid die leidt tot nierschade en uiteindelijk falen. Verder begrip van de rol van nierlymfeklieren, die de primaire plaats zijn van antigeendrainage en APC-transport vanuit de nieren, wordt beperkt door het onvermogen om dit weefsel selectief te verstoren. Hier wordt een overlevingsprocedure beschreven voor een veilige en goed verdragen bilaterale murine nierlymfadenectomie. Inbegrepen zijn gedetailleerde instructies, visuele hulpmiddelen, handige tips voor beter succes en het oplossen van procedurele valkuilen. De langetermijnoverleving is uitstekend en is al minstens 4 maanden postoperatief waargenomen. De geremde nierlymfeklieren zijn intact en direct klaar voor latere verwerking. Deze procedure is het meest geschikt voor studies naar het lokale effect van nierlymfeklieren.

Inleiding

Auto-immuunziekten bestrijken elk orgaan in het menselijk lichaam, van relatief orgaanbeperkte ziekten zoals auto-immuunhepatitis, uveïtis en type 1 diabetes tot wijdverspreide ziekten zoals systemische sclerose en sjögrens 1,2,3,4,5. Immunologische tolerantie is een cruciale fase in de ontwikkeling van B- en T-cellen om zelfreactiviteitte voorkomen. Hoewel centrale tolerantie via klonale deletie in de thymus noodzakelijk en effectief is, laat dit alleen al gaten in de verdediging tegen auto-immuniteit 7,8 over. Perifere tolerantie is een secundaire barrière tegen zelfreactiviteit via B- en T-celanergie, deletie of T-celuitputting, die plaatsvindt in secundaire lymfoïde organen, inclusief regionale weefseldrainerende lymfeklieren na antigeendrainage 9,10. Het wordt echter ook steeds duidelijker dat autoreactieve cellen zich in deze lymfeklieren kunnen bevinden en eruit kunnen migreren bij personen die genetisch en/of ecologisch gevoelig zijn na onjuiste activatie11,12.

Systemische lupus erythematosus is zo'n auto-immuunziekte, met duidelijke betrokkenheid van B- en T-cellen in meerdere orgaansystemen13. Een bijzonder veelvoorkomende en morbide manifestatie hiervan is lupusnefritis en progressie naar eindstadium nierziekte14. Het vermogen om het directe effect van lokaal aanwezige B- en T-cellen bij auto-immuun veroorzaakte nierziekte te begrijpen, in tegenstelling tot circulerende systemische pathofysiologie, is momenteel beperkt door het onvermogen om deze klieren selectief te verstoren. Met deze leemte in gedachten is een overlevingsprocedure ontwikkeld voor de murine bilaterale nierlymfadenectomie die hier wordt beschreven.

Het algemene doel van dit protocol is het bereiken van veilige en betrouwbare excisie van bilaterale nierlymfeklieren bij muizen met een hoge postoperatieve overleving en tolerantie. Deze procedure is het meest geschikt voor studies naar het lokale effect van nierlymfeklieren op het primen, activeren en tolereren van immuuncellen die geassocieerd worden met nierziekte. Deze procedure is ideaal in combinatie met auto-immuun- of oncologische modellen die de nier aantasten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures worden uitgevoerd in overeenstemming met de protocollen van de Yale Institutional Animal Care and Use Committee. Om deze procedure te ontwikkelen, werden de 8-12 weken oude Balb/c-stam, lupusgevoelige muizen (MRL/MpJ-Faslpr/J/J) en leeftijd/geslacht/genotype gematchte schijncontrolesgebruikt. Daarnaast werden ook 8-12 weken oude wilde C57BL/6-stammuizen getest, en werden de knooppunten veilig verwijderd. Zowel mannelijke als vrouwelijke muizen werden opgenomen. De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Voorbereiding van instrumenten, dieren en de operatiekamer

  1. Steriliseer alle chirurgische instrumenten. Zorg ervoor dat het werkoppervlak en de neuskegel van het verdovingsmiddel met 70% ethanol zijn gereinigd.
  2. Stel de operatiemicroscoop op, zodat de chirurg comfortabel ergonomisch blijft.
  3. Installeer een verdamper met inhalatieverdoving met een neuskegel en zuiging voor overtollig verdovingsmateriaal. Richt een bedieningsoppervlak in met een warmwatercirculatiepad om de lichaamstemperatuur en voorraden van het dier op een handige, steriele locatie te behouden.
  4. Induceer anesthesie door 2%-3% ingeademde isofluraan toe te dienen met een zuurstofstroom van 2 L/min via de neuskegel van de inhalatie-anesthesie-vaporizer (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
    1. Zorg voor een passend vlak van anesthesie door een ademhalingsfrequentie van ongeveer 30-40 ademhalingen per minuut te bevestigen en geen reactie op een knijp in de achtervoet. Controleer periodiek opnieuw op het juiste vlak van de anesthesie en pas de isoflurane-stroomsnelheid dienovereenkomstig aan.
      OPMERKING: Alternatief is een injecteerbaar anestheticum ook geschikt.
  5. Volg de richtlijnen van het instituut voor geschikte analgesie en lokale verdoving. Zo kan men een langwerkend pijnstiller, zoals 3,25 mg/kg buprenorfine XR, subcutaan toedienen en tot 0,04 mL/5 g lichaamsgewicht van 1 mg/mL lidocaïneoplossing subcutaan toedienen op geplande incisieplaatsen.
  6. Bereid het dier voor op de procedure door het aanbrengen van oogglijmiddel, het plukken of knippen van de vacht aan de slag aan de zijde, de rug steriliseren met povodium/jodiumoplossing, gevolgd door 70% ethanol, en de rechterlaterale decubitus (rechts naar beneden) positioneren.
    1. Gebruik tape om de linkerarm van het dier bovenaan vast te zetten en de staart naar beneden te zetten om een ontspannen, maar verlengde houding te creëren (Figuur 1A). Dit zal de nier verder verplaatsen, wat resulteert in verbeterde visualisatie en blootstelling.
  7. Draag steriele handschoenen en leg steriele gordijnen over het dier met een venster naar het operatieveld. Houd de onvruchtbaarheid gedurende de hele procedure.
    1. OPTIONEEL: Injecteer 10-20 μL steriel, gefilterd 5% Evans Blue in fosfaatgeborrelde zoutoplossing in bilaterale achtervoetpads voorafgaand aan de positie van het dier, voor betere identificatie van nierlymfeklieren via drainage langs het iliacale lymfekanaal16 (Figuur 1D-G).
      OPMERKING: Let erop dat deze kleurstof de kleuringen en flowcytometrische analyses kan verstoren. Daarnaast zal Evans Blue na verloop van tijd ook de cisterna chyli infiltreren, zie "probleemoplossing" voor tips (Tabel 1).

figure-protocol-1
Figuur 1: Anatomische positionering van muis en organen en optionele Evans Blue-injectie. (A) Dierpositie en beveiliging voor blootstelling aan de linker nier. (B) Anatomische oriëntatie binnen operatieve vensters. De linker nierlymfeklierketen bevindt zich naast de bijniervaten en aorta, boven de niervaten. De rechter lymfeklier van de nier bevindt zich net boven de niervaten. (C) Dierpositie en beveiliging voor rechter nierblootstelling. (D-G) Implementatie van 20 μL 5% Evans Blue-injectie. (D) Linker achtervoet en linker nierlymfeklierketen (witte pijl) vóór het verven worden. Let op de algemene locatie van de cisterna chyli (gestreepte doos), die vaak transparant en/of moeilijk te identificeren is tenzij ze vol met lymfe zijn. (E) Linker achtervoet en linker nier-lymfeklierketen (witte pijl) 5 minuten na de verfinjectie. Let op afferente lymfevaten (zwarte pijl). (V) Rechterachtervoet en rechter nierlymfeklier (witte pijl) vóór het verven. G) Rechterachtervoet en rechter nierlymfeklier (witte pijl) 5 minuten na de verfinjectie. Let op afferente lymfevaten (zwarte pijlen). Schaalbalken: A,C = 1,0 cm; D-G (achtervoetaanzichten) = 0,5 cm; D-G (interne weergaven) = 0,1 cm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Linker nierlymfadenectomie

  1. Maak een schuine incisie van 1 cm door de huid, net onder de milt (ongeveer 1 cm onder de uiteindelijke rib). Snijd de huid bot weg van de buik- of borstwand en identificeer de milt in de buik.
    1. Maak een incisie van 1 cm door de buikwandspier net onder de milt om toegang te krijgen tot de buikholte (Figuur 2A,B).
      OPMERKING: Bij muizen met niet-gepigmenteerde huid is de milt duidelijk zichtbaar door de voorbereide huid als een donker, mobiel orgaan dat lateraal in de buik zit en net onder de uiteindelijke rib ligt.
  2. Identificeer de linkernier als een glad orgaan langs de achterste buikwand en net onder de milt. De nieren en bijbehorende nierlymfeklieren bevinden zich in het retroperitoneum. Met twee schuine tangen snijdt u botweg achter de linker nier om toegang te krijgen tot het retroperitoneum (Figuur 2C).
    OPMERKING: De juiste en veilige stompe dissectietechniek houdt in dat er met gesloten tangen kleine druk wordt uitgeoefend op het gewenste weefselvlak en het instrument zachtjes opent, waardoor de weefselvlakken uit elkaar worden getrokken.
  3. Reflecteer de linker nier anteromediaal.
  4. Met behulp van de dissectiemicroscoop identificeer je het vetkussen dat de linker nierlymfeklier omhult, die zich achter de linker nier bevindt en boven de linker niervaten ligt. Identificeer en vermijd de bijnier boven, de aorta achteraan en de cisternale chyli anteromediaal (Figuur 1B,D).
  5. Met een fijngetipte tang dissectie je bot rond de lymfekliercapsule (waarbij deze gescheiden wordt van de omliggende vaten), terwijl je zachte tegenspanning toepast met een schuine pincet (Figuur 2E). Men kan ook fijnpuntschaar gebruiken om dit vlak bot te ontleden.
  6. Met fijnpuntige rechte tangen trekt u de linker nierlymfeklier cephalad terug terwijl met fijnpuntige schaar de posteromediale aanhechtingen van de lymfeklier scherp ingesneden worden. Let op dat je de nabijgelegen bloedvaten en de cisternachyli/thoracale buis niet verstoort (Figuur 2F).
  7. Observeer het gebied voor hemostase (Figuur 2G).
  8. Breng de nier terug naar zijn anatomische locatie en sluit de buik in twee lagen (buikwand en huid) met 6-0 monofilament polypropyleen hechting in een lopende vorm. Breng steriele chirurgische lijm aan op de wond.

figure-protocol-2
Figuur 2: Linker nierlymfadenectomie. (A) Linker schuine incisie net onder en achter de miltschaduw. (B) Identificatie van de milt bovenaan (witte lijn), linker bijnier achteraan (zwarte pijl) en linker nier inferieur (zwarte lijn). (C) Een vlak naar het retroperitoneum wordt gecreëerd door direct achter de nier stomp te dissecten (zwarte pijl). (D) De linker nierlymfeklier (witte pijlen) is direct zichtbaar binnen een vetschede. (E) Er wordt een vlak gevormd tussen de nabijgelegen vaten en de knoop (witte pijlen). (F) De knoop wordt voorzichtig teruggetrokken en scherp verwijderd langs het gecreëerde vlak. (G) Hemostase wordt bevestigd, en de lege ruimte (vervaagde pijlen van (D)) waar de lymfeklier (witte pijl) eerder leefde, blijkt vrij te zijn van enige resterende lymfeklier. (H) De linker lymfeklier is vaak een keten van meerdere klieren (witte pijlen). Inset is een ex vivo linker lymfeklierketen (1 mm x 3,5 mm). Schaalbalken: 0,2 cm. Tik = 1 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Rechternierlymfadenectomie

  1. Herplaats het dier in de linker laterale decubitus (linkerzijde naar beneden). Gebruik opnieuw tape om de rechterarm van het dier bovenaan vast te zetten en de staart naar beneden om een ontspannen, maar verlengde houding te creëren. Dit is vooral belangrijk aan de rechterkant, waar de lever de blootstelling kan verstoren (Figuur 1C).
  2. Maak een schuine incisie van 1 cm door de huid, net onder de uiteindelijke rib (iets meer dan de linkerkant). Snijd de huid bot los van de buik-/borstwand en maak een incisie van 1 cm door de buikwandspieren om toegang te krijgen tot de buikholte (Figuur 3A).
  3. Identificeer de rechternier als een glad orgaan langs de achterste buikwand en net onder de lever. Men kan een wattenuitstaf moeten gebruiken om de levercephalad terug te trekken. Met behulp van twee schuine tangen wordt stomweg achter de rechternier afgebroken om toegang te krijgen tot het retroperitoneum (Figuur 3B,C).
  4. Reflecteer de rechternier anteromedial.
  5. Met behulp van de dissectiemicroscoop identificeer je het vetkussen dat de rechter nierlymfeklier omsluit, die zich achter de rechternier bevindt en boven de rechter niervaten ligt. Identificeer en vermijd de bijnier superior (Figuur 1B,D).
  6. Met een fijnpuntige pincet of fijnpuntschaar dissectie je bot rond de lymfekliercapsule (waardoor deze gescheiden wordt van de omliggende vaten), terwijl je zachte tegentractie toepast met een schuine pincet (Figuur 3E).
  7. Met fijnpuntige rechte tang trekt u de rechter nierlymfeklier cephalad terug terwijl u met fijnpuntschaar scherp insnijdt in de posteromediale aanhechtingen van de lymfeklier (Figuur 3F). Wees voorzichtig dat je de nierbloedvaten niet verstoort, die net onder de lymfeklier lopen.
  8. Observeer het gebied voor hemostase (Figuur 3G).
    OPMERKING: In het algemeen heeft de rechter nierlymfeklier een groter, achterste drainerende bloedvat, dat bij succesvolle terugtrekking van de lymfeklier vaker bloedt. Het bloeden uit dit vat kan worden gecontroleerd door zachte druk met een wattenuitstaf totdat hemostase is bereikt.
  9. Breng de nier terug naar zijn anatomische locatie en sluit de buik in twee lagen (buikwand en huid) met 6-0 monofilament polypropyleen hechting in een lopende vorm. Breng steriele chirurgische lijm aan op de wond.

figure-protocol-3
Figuur 3: Rechter nierlymfadenectomie. (A) Rechter schuine incisie net onder en achter de uiteindelijke rib. (b) De leverrand wordt bovenaan (witte lijn) en de linker nier beneden (zwarte lijn) geïdentificeerd. De rechterbijnier wordt verborgen door de leverrand. (C) Een vlak naar het retroperitoneum wordt gecreëerd door direct achter de nier stomp te dissecten (zwarte pijl). (D) De rechter nierlymfeklier (witte pijlen) is direct zichtbaar binnen een vetschede. (E) Er wordt dan een vlak rond de knoop gecreëerd (witte pijl). (F) De knoop wordt voorzichtig teruggetrokken en scherp verwijderd langs het gecreëerde vlak. (G) Hemostase wordt bevestigd, en de lege ruimte (vervaagde pijlen van (D)) waar de lymfeklier (witte pijl) eerder leefde, blijkt vrij te zijn van enige resterende lymfeklier. (H) De rechter lymfeklier is een enkele, bolvormige knoop (witte pijl). Inset is een ex vivo lymfeklier (2 mm x 1,5 mm). Schaalbalken: 0,2 cm. Tik = 1 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Postoperatieve zorg

  1. Breng het dier naar een schone kooi, die half op en half op een warmwater-circulerende mat toegang tot voedsel en water is.
  2. Laat het dier herstellen van de narcose (~10-15 min) en houd nauwlettend in de gaten op tekenen van stress. Als dieren niet snel herstellen van de narcose met passend gedrag (zoals verhoogde ademhalingsfrequentie, zelfherstellen, lopen, verzorgen), euthanasen het dier humane (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
  3. Wanneer alle dieren van de narcose zijn hersteld, breng dan de kooien terug naar de dierenverzorgingsfaciliteit met toegang tot water, voer, bodembedekking en verrijkingsmaterialen ad libitum.
  4. Controleer muizen postoperatief elke 12 uur gedurende 3 dagen op tekenen van pijn of stress (bijv. gebogen houding, verminderde activiteit, verminderde betrokkenheid, slechte verzorging). Muizen die tekenen van stress vertonen, op humane wijze inslapen.
  5. Als je permanente hechtingen gebruikt (zoals 6-0 monofilament polypropyleen), controleer dan de incisies op postoperatieve dag 10 en verwijder eventueel resterende hechtingsmateriaal.

5. Lymfeklierbehandeling

OPMERKING: De verwijderde lymfeklier is direct klaar om in pijpleidingen te gaan voor verdere latere toepassingen.

  1. Bij het eerst leren van deze procedure en anatomie, bevestig dan de excisie van de lymfeklier via histologie of flowcytometrie met behulp van antistofkleuringen naar keuze.
  2. Plaats het weefsel in celkweekmedia (bijv. DMEM, RPMI) of fosfaatgeborrelde zoutoplossing (PBS) op ijs voor levende celtechnieken of in fixatieve (bijv. 10% neutrale gebuffreerde formaline, 4% paraformaldehyde) voor geplande histologie.
    OPMERKING: Een snelle, maar minder nauwkeurige, manier om lymfeklieren te bevestigen is het verwijderde monster in PBS te plaatsen. In het algemeen zinkt een monster van voornamelijk lymfeklieren, terwijl een monster van voornamelijk vetweefsel zal drijven; echter, verdere bevestigende tests worden aanbevolen bij het optimaliseren van deze procedure.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze procedure kan in 15-20 minuten per muis worden uitgevoerd. Om de nauwkeurigheid van deze procedure te bevestigen, werden bilaterale nierlymfadenectomieën uitgevoerd bij vijf nestgenoten van 8-12 weken oud, leeftijd, geslacht en genotype. Alle muizen verdragen de procedure goed met 100% perioperatieve overleving. Verwijderde monsters werden in PBS op ijs gelegd. Alle monsters zonken onmiddellijk, wat een laag vetgehalte bevestigde. Verwijderde monsters (en vier afzonderlijke visceral...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hier wordt een overlevingsprocedure beschreven voor een veilige en goed verdragen bilaterale murine nierlymfadenectomie. De grootste beperking van deze procedure is de relatief kleine grootte van de nierlymfeklieren, waardoor een operatiemicroscoop nodig is. Zonder een operatiemicroscoop kan een betrouwbare resectie moeilijk te bereiken zijn. Sommige genetische muismodellen hebben vergrote lymfeklieren, waardoor identificatie en techniek leren gemakkelijker worden17

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

R.A.F. is adviseur van Glaxo Smith Kline, Plythera Inc. en Ventus Therapeutics. Alle andere auteurs geven geen concurrerende belangen aan.

Dankbetuigingen

Wij danken J. Alderman, B. Cadugan, E. Hughes-Picard en J. Horrocks voor administratieve hulp, en C. Hughes voor het beheer van de muizenkolonie. H.N.B. is fellow van het Yale Surgeon Scientist Training Program, dat dit project gedeeltelijk financierde en ondersteunde. Dit werk werd ook gefinancierd door het Howard Hughes Medical Institute (aan R.A.F.) en de American College of Surgeons Resident Research Award (aan H.N.B.).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AnesthesiecircuitAlleOf injecteerbaar anestheticum
BD LSRII flow cytometer (of equivalent)BD BiosciencesUitgerust met FACS Diva Software
Buprenorfine XRAlleVoor pijnstilling
Celkweekmedium Alle(voor levende celtechnieken; d.w.z. DMEM of RPMI)
DAPIBiolegend422801Werkconcentratie: 15 ug/mL
Dual/twin gooseneck microscoop LED-verlichtingAlle
Ethanol (70% in water)AlleVoor reiniging
FITC-geconjugeerd anti-muis CD45.2 (104)Biolegend109806Werkconcentratie: 5 ug/mL
Pincet: Gebogen fijne puntpincet (x2)RobozRS-5058Materiaal: Dumoxel; Patroon #5, 45 graden hoek; puntmaat 0,1 X 0,06mm
Pincet: Fijne puntpincetRobozRS-4960Materiaal: Dumostar; Patroon #1; Puntmaat: 0,20 X 0,12mm
Pincet: Fijne puntpincetRobozRS-4966Materiaal: Dumostar, Biologische tip; Patroon #3; Puntmaat: 0,08 x0,04mm
LidocaineAlleVoor pijnstilling
MuizenJaxVoor C57BL/6 stam, wild type muizen: The Jackson Laboratories #000664
NaalddriversRobozRS-6410Castroviejo naaldhouder; Recht
OperatiemicroscoopLeicaMZ9.5Leica Mz9.5 stereo hoofdoperatiemicroscoop
OPTIONEEL: Evans Blue kleurstofSigmaE2129-10GVoor lymfetracering.
Fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS)Alle
Povidon/JodiumoplossingAlleVoor huidvoorbereiding/sterilisatie
Schaar: Extra fijne puntschaarRobozRS-5605McPherson-Vannas; 3mm snijrand; gebogen
Schaar: Middelgrote schaarRobozRS-5676Noyes; 13mm snijrand; recht
Chirurgische lijmAlleb.v. 3M Vetbond weefselkleefmiddel
Hechtdraad: 6-0 blauw monofilament polypropyleenAlle
WeefselfixatiefAlle(voor geplande histologie; d.w.z. 10% neutraal gebufferd formaline of 4% paraformaldehyde)
Warm-watercirculerend verwarmingskussenAlle
Muizen  The Jackson LaboratoriesVoor Balb/c stam, Lupus-gevoelige muizen (MRL/MpJ-Fas-lpr/J): #000485

Referenties

  1. Amador-Patarroyo, M. J., Peñaranda, A. C., Bernal, M. T. Autoimmunity. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  2. Echeverri, A. F., Tobón, G. J. Systemic autoimmune diseases. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  3. García-Carrasco, M., et al. Autoimmune disorders and pathogenesis. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  4. Sarmiento-Monroy, J. C., Mantilla, R. D., Rojas-Villarraga, A., Anaya, J. -M., et al. Lupus and immunological profiling. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. In: Anaya, J.-M. (2013).
  5. Solari, N. F., Cherñavsky, A. C., et al. Rheumatologic autoimmune syndromes. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  6. Kamradt, T., Mitchison, N. A. Tolerance and autoimmunity. N Engl J Med. 344 (9), 655-664 (2001).
  7. Rouiz-Argüelles, A., et al. Hematologic autoimmune conditions. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  8. Venanzi, E. S., Benoist, C., Mathis, D. Good riddance: Thymocyte clonal deletion prevents autoimmunity. Curr Opin Immunol. 16 (2), 197-202 (2004).
  9. Meng, X., et al. Immunological mechanisms of tolerance: Central, peripheral and the role of T and B cells. Asia Pac Allergy. 13 (4), 175-186 (2023).
  10. Swartz, M. A., Hubbell, J. A., Reddy, S. T. Lymphatic drainage function and its immunological implications: From dendritic cell homing to vaccine design. Semin Immunol. 20 (2), 147-156 (2008).
  11. O'Byrne, A. M., Van Baarsen, L. G. M. Lymph nodes as gatekeepers of autoimmune diseases. RMD Open. 10 (4), e004097(2024).
  12. Hampton, H. R., Chtanova, T. Lymphatic migration of immune cells. Front Immunol. 10, 1168(2019).
  13. Fortuna, G., Brennan, M. T. Systemic lupus erythematosus: Epidemiology, pathophysiology, manifestations, and management. Dent Clin North Am. 57 (4), 631-655 (2013).
  14. Hanly, J. G., et al. The frequency and outcome of lupus nephritis: Results from an international inception cohort study. Rheumatology. 55 (2), 252-262 (2016).
  15. Andrews, B. S., et al. Spontaneous murine lupus-like syndromes: Clinical and immunopathological. J Exp Med. 148, 1198-1215 (1978).
  16. Harrell, M. I., Iritani, B. M., Ruddell, A. Lymph node mapping in the mouse. J Immunol Methods. 332 (1-2), 170-174 (2008).
  17. Morse, H. C., et al. Abnormalities induced by the mutant gene, lpr. Patterns of disease and expression of murine leukemia viruses in SJL/J mice homozygous and heterozygous for lpr. J Exp Med. 161 (3), 602-616 (1985).
  18. Ayalon, G., et al. Antibody semorinemab reduces tau pathology in a transgenic mouse model and engages tau in patients with Alzheimer's disease. Sci Transl Med. 13 (593), eabb2639(2021).
  19. Dong, X., et al. Antigen presentation by dendritic cells in renal lymph nodes is linked to systemic and local injury to the kidney. Kidney Int. 68 (3), 1096-1108 (2005).
  20. Lan, H. Y., Nikolic-Paterson, D. J., Atkins, R. C. Trafficking of inflammatory macrophages from the kidney lymph nodes during experimental glomerulonephritis. Clin Exp Immunol. 92, 336-341 (1993).
  21. Karmali, R. J., Suami, H., Wood, C. G., Karam, J. A. Lymphatic drainage in renal cell carcinoma: Back to the basics. BJU Int. 114 (6), 806-817 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Nierlymfeklierennierschadetrafficking van immuuncellenextractie van lymfeklierenflowcytometrieauto immuunziekten van de nierantigeendrainageCD45 positieve cellenmuischirurgie

Gerelateerde artikelen