Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Generatie van menselijke hartorganoïden uit embryonale stamcellen via stapsgewijze inductie van mesoderm en 3D-zelforganisatie

1.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68738

⸱

7 oktober 2025

 , 
1Basic Medicine Research Innovation Center for Cardiometabolic Diseases, Ministry of Education, Southwest Medical University, 2Nucleic Acid Medicine, Key Laboratory of Luzhou, Southwest Medical University, 3Department of Cardiology, The Affiliated Hospital of Southwest Medical University, Southwest Medical University, 4Key Laboratory of Medical Electrophysiology, Ministry of Education, Southwest Medical University, 5Institute of Cardiovascular Research, Southwest Medical University

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een stapsgewijze methode voor het genereren van functionele menselijke hartorganoïden uit menselijke embryonale stamcellen (hESC's). Het omvat stappen voor het ontdooien, differentiëren en rijpen van cellen en biedt een robuust platform voor hartontwikkeling en ziektemodellering.

Samenvatting

Van menselijke embryonale stamcellen (hESC) afgeleide hartorganoïden zijn meercellige driedimensionale (3D) structuren die de belangrijkste aspecten van de vroege ontwikkeling en functie van het menselijk hart samenvatten. Deze zelforganiserende organoïden vertonen spontane contractiliteit, expressie van cardiomyocytmarkers en weefselachtige architectuur die doet denken aan natuurlijk myocardium. Hier presenteren we een robuust en reproduceerbaar protocol om cardiale organoïden te genereren uit de H9 hESC-lijn via stapsgewijze lijndifferentiatie. Mesoderminductie wordt geïnitieerd door behandeling van sferoïden gedurende 36-40 uur met activine A (50 ng/ml), botmorfogenetisch eiwit 4 (BMP4, 10 ng/ml), fibroblastgroeifactor 2 (FGF2, 30 ng/ml), laduviglusib (CHIR99021, 3 μM) en een fosfatidylinositol-3-kinase (PI3K)-remmer (LY294002, 5 μM). De specificatie van de cardiale afstamming wordt vervolgens bepaald door dagelijkse blootstelling gedurende vier dagen aan BMP4 (10 ng/ml), FGF2 (10 ng/ml), een Wnt-routeremmer (XAV-939, 5 μM) en retinoïnezuur (0,5 μM). Differentiatie en rijping van cardiomyocyten worden vanaf dag 5,5 verder bevorderd met behulp van BMP4 (10 ng/ml), FGF2 (10 ng/ml) en insuline (10 μg/ml). Functionele validatie wordt bereikt door middel van time-lapse-beeldvorming en immunofluorescentieanalyse, die de generatie van contractiele cardiomyocyten bevestigen die worden gekenmerkt door cardiale troponine-T (cTnT)-expressie. Bovendien onthult 3D-immunokleuring de aanwezigheid van α-SMA en CDH5, wat wijst op het ontstaan van gladde spieren en endotheelachtige celpopulaties. Deze hartorganoïden vertonen consequent ritmische samentrekkingen; Er werd echter geen directe elektrofysiologische validatie van elektromechanische koppeling uitgevoerd. Bekende beperkingen zijn onder meer het onvermogen om organoïden te passeren en mogelijke centrale necrose tijdens uitgebreide culturen. Samenvattend biedt dit model een schaalbaar en fysiologisch relevant platform voor het bestuderen van menselijke cardiogenese, geneesmiddelreacties en aangeboren hartaandoeningen.

Inleiding

Hart- en vaatziekten blijven wereldwijd de belangrijkste oorzaak van morbiditeit en mortaliteit, wat de dringende behoefte onderstreept aan betrouwbare in vitro modellen die de ontwikkeling en functie van het menselijk hart samenvatten 1,2. Traditionele tweedimensionale (2D) monolaagculturen van cardiomyocyten, hoewel waardevol, slagen er niet in om de ruimtelijke complexiteit, meercellige interacties en elektromechanische integratie van het inheemse menselijke hart te reproduceren 3,4. 3D-hartorganoïden afgeleid van pluripotente stamcellen zijn naar voren gekomen als krachtige platforms die deze beperkingen aanpakken en zelforganiserende, meercellige structuren bieden die vroege cardiale morfogenese en functionele rijping in vitro nabootsen 5.

hESC's, zoals de H9-lijn, bezitten het intrinsieke vermogen om te differentiëren in alle somatische celtypen, inclusief cardiomyocyten, endotheelcellen en cardiale fibroblasten6. Onder gecontroleerde kweekomstandigheden kunnen hESC's door de opeenvolgende stadia van mesoderminductie, cardiale mesodermspecificatie en cardiomyocytendifferentiatie worden geleid 5,7. Dit stapsgewijze proces kan worden gereguleerd met behulp van specifieke signaalmoleculen en -remmers, waaronder activine A, BMP4, FGF2, PI3K-remmers, CHIR99021, Wnt-remmers en retinoïnezuur 5,8. Door de in vivo signaleringsomgeving van embryonale cardiale ontwikkeling nauwkeurig na te bootsen, bevorderen deze signalen efficiënte en reproduceerbare cardiogenese in vitro 5,7.

In tegenstelling tot veel organoïde systemen die inbedding in extracellulaire matrix (ECM)-componenten vereisen, zoals Matrigel, kunnen hartorganoïden zichzelf assembleren in omstandigheden met een lage adhesie zonder matrixondersteuning 5,9. Aggregatie van differentiërende hESC's in suspensie levert sferische 3D-structuren op die binnen de eerste week van differentiatie spontane slagen vertonen10. Deze organoïden bevatten functioneel relevante hartcelpopulaties en vertonen karakteristieke kenmerken, zoals sarcomere organisatie, calciumtransiënten en ritmische contracties11,12, en bieden een fysiologisch relevant model van vroeg menselijk hartweefsel.

Het vermogen om hESC-afgeleide hartorganoïden te genereren, biedt opwindende mogelijkheden voor ontwikkelingsbiologie, ziektemodellering, screening op geneesmiddelen en cardiotoxiciteitstesten13,14. Bovendien maakt integratie met genoombewerkingstechnologieën en patiëntspecifieke geïnduceerde pluripotente stamcellen (iPSC's) gepersonaliseerde ziektemodellering en therapeutische exploratie van erfelijke hartaandoeningen mogelijk.

In dit artikel presenteren we een gedetailleerd, stapsgewijs protocol voor het genereren van hartorganoïden uit menselijke embryonale stamcellen, waarbij we de belangrijkste stadia van differentiatie, kweekomstandigheden en validatietechnieken belichten. Dit platform biedt een robuust, schaalbaar systeem voor het samenvatten van de ontwikkeling van het menselijk hart en het leggen van een basis voor toekomstig translationeel onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures waarbij menselijke embryonale stamcellen (H9) betrokken zijn, werden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele richtlijnen en goedgekeurd door de Biomedical Ethics Committee van de Southwest Medical University, goedkeuring 20241023-031. Al het weefselkweekwerk dat hieronder wordt beschreven, moet worden uitgevoerd in een laminaire stromingskap van klasse II. Zorg er altijd voor dat de media en reagentia op kamertemperatuur zijn en op natuurlijke wijze in evenwicht zijn voordat ze worden gebruikt. Gebruik geen waterbad om media op te warmen.

1. Ontdooien en routinematige kweek van HESC's (H9)

  1. Vitronectinecoating van kweekplaten
    1. Ontdooi vitronectinebouillon op ijs en verdun tot een werkconcentratie van 10 μg/ml met behulp van koud E8-medium.
    2. Voeg 1 ml per putje van de verdunde vitronectineoplossing toe aan een plaat met 6 putjes. Incubeer de plaat in een incubator van 37 °C met 5% CO2 gedurende 1-4 uur voor gebruik.
    3. Zuig voorafgaand aan het zaaien van cellen overtollig vitronectine op en spoel niet af.
      OPMERKING: Incubatie in de celcultuurincubator verbetert de uniformiteit van de coating en verbetert de celhechting, vooral belangrijk voor gevoelige hESC's. Laat de coatingoplossing niet opdrogen. Dit protocol maakt alleen gebruik van met vitronectine beklede platen tijdens de ontdooi- en expansiefasen van hESC om een gedefinieerde, oppervlaktegebonden ECM-vervanger te bieden. Hartorganoïden worden vervolgens gevormd door zelfaggregatie in omstandigheden met een lage adhesiessuspensie, zonder dat ECM nodig is.
  2. Ontdooien van gecryopreserveerde HESC's (H9)
    1. Laat ten minste 30-60 minuten van tevoren alle benodigde media en reagentia (bijv. E8-medium, E8 + ROCK-remmer, PBS) op natuurlijke wijze in evenwicht brengen met kamertemperatuur.
    2. Haal één cryoviale van H9 menselijke embryonale stamcellen uit de opslag van vloeibare stikstof met behulp van geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen. Dompel de cryovial onmiddellijk onder in een waterbad van 37 °C. Draai de injectieflacon voorzichtig rond en houd deze nauwlettend in de gaten.
    3. Zodra er een klein ijskristal overblijft (~90% ontdooid, ~1-2 min), brengt u de injectieflacon onmiddellijk over in een bioveiligheidskast. Desinfecteer de buitenkant van de cryovial met 75% ethanol voor opening.
    4. Breng de inhoud van de cryoviale vloeistof langzaam druppelsgewijs over in een conische buis van 15 ml met 5 ml E8-medium op kamertemperatuur, aangevuld met 10 μM Y-27632 (ROCK-remmer). Meng voorzichtig door op en neer te pipetteren met een pipetpunt met brede boring.
    5. Centrifugeer bij 200 × g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur. Zuig het bovenstaande voorzichtig op en resuspor de celpellet in 2 ml E8 + Y-27632 medium.
    6. Plaats de cellen op een met vitronectine beklede plaat met 6 putjes (vooraf voorbereid) met de gewenste zaaidichtheid (meestal 150.000-200.000 cellen/putje). Schud de plaat voorzichtig om de cellen gelijkmatig te verdelen en breng deze over naar een incubator van 37 °C met 5% CO2 .
      OPMERKING: Het gebruik van ROCK-remmer (Y-27632) is van cruciaal belang gedurende de eerste 24 uur na dooi om anoikis te voorkomen en overleving te ondersteunen.
  3. Routinematig onderhoud en passeren
    1. Vervang het medium dagelijks met 2 ml vers E8-medium per putje.
    2. Monitor dagelijks onder een fasecontrastmicroscoop; passagecellen wanneer ze ~70-80% samenvloeiing bereiken, meestal elke 3-4 dagen.
      1. Naar passage: Zuig het medium op en spoel voorzichtig af met 1 ml DPBS.
      2. Voeg 0,5 ml stamceldissociatiereagens toe en incubeer gedurende 3-5 minuten bij kamertemperatuur. Tik zachtjes op de plaat om kolonies los te maken.
      3. Verzamel de celsuspensie en plaats deze opnieuw in een splitsingsverhouding van 1:3-1:4 op vers met vitronectine beklede putjes in E8-medium met 10 μM Y-27632. Vervang na 24 uur het medium door E8 zonder ROCKi.
        OPMERKING: Voor optimaal herstel en daaropvolgende differentiatie-efficiëntie moeten HESC's worden gepasseerd als kleine clusters van 2-10 cellen.
        Het gebruik van tips met brede boring wordt aanbevolen om schuifspanning te minimaliseren. Voor het mengen kan een pipetpunt van 5 ml of een serologische pipet van 10 ml worden gebruikt.

2. Differentiatie van HESC's (H9) in cardiale afstamming

  1. Inductie van mesodermale differentiatie (dag 0-1,5)
    OPMERKING: Vermijd het direct differentiëren van vers ontdooide HESC's (H9) in hartorganoïden. Het is van cruciaal belang dat de cellen eerst worden gepasseerd en gedurende ten minste één passage worden bewaard voordat differentiatie wordt geïnitieerd om een optimale cellevensvatbaarheid en gezonde differentiatie te garanderen. Het differentiëren van cellen onmiddellijk na het ontdooien kan leiden tot slechte resultaten als gevolg van een aangetaste celgezondheid.
    1. Preinductie zaaien: Wanneer hPSC's ongeveer 70% confluentie bereiken, dissocieer de cellen dan voorzichtig in kleine clusters met behulp van een geschikt dissociatiereagens. Resuspendeer de clusters in 2 ml E8-medium aangevuld met 10 μM ROCK-remmer (Y-27632).
    2. Aggregatie: Zaai 200 μL van de celsuspensie (meestal 12.000-15.000 cellen) in elk putje van een ultralage bevestigingsplaat met 96 putjes en centrifugeer de plaat vervolgens bij 200 × g gedurende 3 minuten bij kamertemperatuur om celaggregatie op de bodem van elk putje te vergemakkelijken.
    3. Incubatie: Plaats de plaat in een incubator van 37 °C met 5% CO2 en kweek deze gedurende 24 uur om de vorming van compacte en uniforme embryoïde lichamen (EB's) mogelijk te maken.
    4. Bereid basaal cultuurmedium (BC-M) door 50% IMDM, 50% F12-nutriëntenmengsel, 15 μg/ml insuline-transferrine-selenium (ITS-G), 450 μM monothioglycerol en 5 mg/ml runderserumalbuminefractie V te combineren.
    5. Bereid MD-M voor door BC-M aan te vullen met activine A (50 ng/ml), BMP4 (10 ng/ml), CHIR99021 (3 μM), FGF2 (30 ng/ml) en LY294002 (5 μM).
    6. Mesodermale inductie: Na 24 uur aggregatie EB's gedurende 36 uur induceren met MD-M.
      OPMERKING: Om de inductie-efficiëntie en consistentie van cardiale organoïden te garanderen, hebben we het gebruik van H9 hESC's strikt beperkt tot binnen drie passages na ontdooiing. Deze strategie is van cruciaal belang voor het behoud van een hoge differentiatie-efficiëntie en algehele experimentele betrouwbaarheid.
      Voorzichtige behandeling tijdens mediumuitwisseling is van cruciaal belang om de integriteit van de gevormde aggregaten te behouden. Vermijd het verstoren van de sferische morfologie van de EB's.
  2. Inductie van cardiale mesodermale differentiatie (dag 1.5-5.5)
    OPMERKING: De Wnt-signaleringsremmer (XAV-939) is van cruciaal belang om posterieure mesodermale signalen te onderdrukken en de specificatie van de cardiale afstamming te bevorderen. Retinoïnezuur speelt een dosisgevoelige rol bij anteroposterieure patronen; overmatige RA kan leiden tot specificatie van de voordarm.
    1. Supplement BC-M (samenstelling beschreven in stap 2.1) met BMP4 (10 ng/ml), FGF2 (10 ng/ml), retinoïnezuur (0,5 μM) en XAV-939 (5 μM) voor de bereiding van cardiaal mesodermale differentiatiemedium (CMD-M).
    2. Na 36-40 uur mesodermale inductie wordt de MD-M zorgvuldig opgezogen en vervangen door CMD-M gedurende 4 dagen met elke dag een gemiddelde verandering.
      OPMERKING: Behandel aggregaten voorzichtig tijdens mediumveranderingen om mechanische verstoring of door stress veroorzaakte apoptose te voorkomen.
      Gedurende deze periode worden sferoïden compacter en georganiseerder. Vroege tekenen van betrokkenheid van de cardiale afstamming kunnen op dag 5 worden waargenomen onder helderveldmicroscopie.
  3. Specificatie cardiale organoïde (dagen 5.5-7.5)
    1. Supplement BC-M (samenstelling beschreven in stap 2.1) met BMP4 (10 ng/ml), FGF2 (10 ng/ml) en insuline (10 mg/ml) om het cardiale organoïde specificatiemedium (COS-M) te bereiden.
    2. Zuig op dag 5.5 voorzichtig CMD-M aan en vervang deze gedurende 2 dagen door COS-M met elke dag een gemiddelde verandering.
      OPMERKING: BMP4 en FGF2 bevorderen synergetisch de expansie van de cardiale voorlopercellen en onderdrukken in dit stadium niet-cardiale lotgevallen. Insuline ondersteunt de metabole activiteit en de structurele ontwikkeling van differentiërende cardiomyocyten.
  4. Rijping van cardiale organoïden
    OPMERKING: Vermijd volledige dissociatie of pipetteren van sferoïden tijdens de overdracht. Cardiomyocyten zijn zeer gevoelig voor schuifspanning.
    1. Vul BC-M (samenstelling beschreven in stap 2.1) aan met insuline (10 mg/ml) voor de bereiding van het hartorganoïde rijpingsmedium (COM-M).
    2. Vanaf dag 7.5 overstappen op COM-M. Voer dagelijks mediumveranderingen uit om het voedingsniveau op peil te houden en metabolisch afval te verwijderen terwijl stress tot een minimum wordt beperkt.
    3. Zoek van dag 8 tot dag 12 naar spontane kloppingen van hartorganoïden, wat meestal duidelijk wordt onder een lichtmicroscoop.
    4. Bevestig op dag 12+ dat het contractiele ritme regelmatig en aanhoudend is.
      OPMERKING: Beat rate en morfologie kunnen worden gekwantificeerd met behulp van timelapse-microscopie en beeldanalysetools.
      Elektrofysiologische analyse (bijv. calciumbeeldvorming of MEA) kan vanaf dag 12 worden uitgevoerd om de functionele rijpheid te beoordelen.

3. Voorbereiding op cryopreservatie

  1. Breng de hartorganoïden voorzichtig over van de kweekplaat met behulp van een pipet met brede boring om mechanische belasting te voorkomen. Plaats ze in een conische buis van 15 ml en laat de organoïden 3-5 minuten op natuurlijke wijze bezinken door de zwaartekracht zonder centrifugeren.
  2. Bereid Cryopreservatie Medium (Cryo-CM) met de volgende componenten (eindconcentraties): 80% CM-M, 10% FBS, 10% DMSO.
  3. Resuspendeer de hartorganoïden voorzichtig in 500 μL Cryo-CM per cryovial.
  4. Plaats cryovials in een vriescontainer op basis van isopropanol. Bewaren bij -80 °C gedurende 12-24 uur om een geleidelijke afkoeling bij ~1 °C/min te garanderen.
  5. Na een nacht invriezen, brengt u de injectieflacons over naar de opslag van vloeibare stikstof voor langdurige bewaring.
    OPMERKING: We hebben de hartorganoïden gecryopreserveerd met een dichtheid van ongeveer 20-30 rijpe organoïden per cryovial, gesuspendeerd in 1 ml cryopreservatiemedium.

4. Herstel en ontdooien van cardiale organoïden

  1. Om organoïden terug te winnen, ontdooit u de flesjes snel in een waterbad, brengt u de hartorganoïden over naar CM-M-medium, centrifugeert u voorzichtig om DMSO te verwijderen en suspendeert u de organoïden opnieuw in verse CM-M.
    OPMERKING: Het kloppen na de dooi wordt meestal binnen 24-48 uur hervat, afhankelijk van de rijpheid van de organoïden en de kwaliteit van de verwerking.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De succesvolle differentiatie van H9 hESC's in cardiale organoïden begint met de robuuste heropleving en het onderhoud van pluripotente stamcellen. Bij ontdooien vertonen hESC's een hoge levensvatbaarheid en hechting wanneer ze worden geplateerd op met vitronectine gecoate platen in E8-medium aangevuld met een ROCK-remmer. Binnen 24-48 uur kunnen compacte kolonies met gedefinieerde randen en hoge kern-tot-cytoplasma-verhoudingen worden waargenomen, wat wijst op herstel van typische onged...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De succesvolle generatie van cardiale organoïden uit H9 hESC's is gebaseerd op nauwkeurige temporele en ruimtelijke regulatie van belangrijke signaalroutes om de vroege cardiale ontwikkeling na te bootsen. Dit protocol vat de kritieke stadia van mesoderm-inductie, cardiale afstammingsspecificatie en zelforganisatie samen in 3D-contractiele structuren in een chemisch gedefinieerd systeem. De methode biedt een robuust en reproduceerbaar platform voor het modelleren van de ontwikkeling van ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

We danken Junfeng Ji (School of Basic Medical Science, Zhejiang University, China) en Tao Luo (School of Basic Medical Science, Zhejiang University, China) voor het vriendelijk verstrekken van hESC's (H9). Dit werk werd ondersteund door subsidies van de National Natural Science Foundation of China (Grant No. U23A20398 aan C.Z.), Sichuan Science and Technology Program (Grant No. 2022YFS0578 en 2022YFS0614 aan C.Z.), Research Start-up Foundation van Southwest Medical University (Grant No. 00040155 aan C.Z.), Research Start-up Foundation van Southwest Medical University (Grant No. 00170071 aan B.W.), De strategische samenwerkingsprogramma's voor wetenschap en technologie van de gemeentelijke volksregering van Luzhou en de Southwest Medical University (subsidie nr. 2024LZXNYDJ088 aan BW), het strategische samenwerkingsproject voor wetenschap en technologie van de Southwest Medical University (subsidie nr. 2024PZXNYD01 aan BW) en de oprichting van de Southwest Medical University (subsidie nr. 2024ZKZ014 aan BW).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.02% EDTABeyotimeC0198
6 well  plateCORNING3516
7.5% bovine serum albuminACMECAC11954
96-well ultra-low attachment plateCORNING7007
Alexa Fluor 488 Donkey anti-Mouse IgGYeasen34106ES60
Alexa Fluor 555 Goat anti-rabbitInvitrogenA-21428
CHIR-99021 monohydrochlorideYeasen52965ES10
DMSO SolarbioD8370
Dulbecco Phosphate-Buffered Saline (D-PBS)Yeasen60152ES76
FBSGibco10099141C
FGF2 Protein, Human, RecombinantTargetMolTMPY-00749-50 μg 
Ham's F-12 Nutrient Mixlife technologies11765054
hPSC-CDM (Essential 8 medium)Cauliscell400105
Human BMP-4 Recombinant ProteinGibcoPHC9534
IMDM, GlutaMAX Supplementlife technologies31980030
Insulin-Transferrin-Selenium (ITS -G)Gibco41400045
LY294002Sellecks1105-50mg
MonothioglycerolSigma-AldrichM6145
Mouse anti-αSMAAbmartMN50104
ProLong Diamond Antifade Mountant with DAPIInvitrogenP36966
Rabbit anti-CDH5AbmartTA6265
Rabbit anti-cTNTInvitrogen701620
Recombinant Human BMP-4 ProteinYeasen92053ES20
Recombinant Human Insulin Yeasen40112ES25
Recombinant Human/Mouse/Rat Activin A ProteinYeasen91702ES10
ReLeSRStemcell100-0483
Retinoic AcidSigma-AldrichR2625
VitronectinGibcoA14700
XAV-939SelleckS1180
Y-27632 2HCl (ROCK inhibitor)SelleckS1049

Referenties

  1. Savoji, H., et al. Cardiovascular disease models: A game-changing paradigm in drug discovery and screening. Biomaterials. 198, 3-26 (2019).
  2. Ni, B., Ye, L., Zhang, Y., Hu, S., Lei, W. Advances in humanoid organoid-based research on inter-organ communications during cardiac organogenesis and cardiovascular diseases. J Transl Med. 23 (1), 380(2025).
  3. Mohr, E., Thum, T., Bär, C. Accelerating cardiovascular research: Recent advances in translational 2D and 3D heart models. Eur J Heart Fail. 24 (10), 1778-1791 (2022).
  4. Thomas, D., Choi, S., Alamana, C., Parker, K. K., Wu, J. C. Cellular and engineered organoids for cardiovascular models. Circ Res. 130 (12), 1780-1802 (2022).
  5. Lewis-Israeli, Y. R., et al. Self-assembling human heart organoids for the modeling of cardiac development and congenital heart disease. Nat Commun. 12 (1), 5142(2021).
  6. Mummery, C. L., et al. Differentiation of human embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells to cardiomyocytes: A methods overview. Circ Res. 111 (3), 344-358 (2012).
  7. Yang, N., et al. Human cardiac organoid model reveals antibacterial triclocarban promotes myocardial hypertrophy by interfering with endothelial cell metabolism. Sci Bull. 70 (3), 342-346 (2025).
  8. Lian, X., et al. Directed cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells by modulating Wnt/β-catenin signaling under fully defined conditions. Nat Protoc. 8 (1), 162-175 (2013).
  9. Hofbauer, P., et al. Cardioids reveal self-organizing principles of human cardiogenesis. Cell. 184 (12), 3299-3317.e22 (2021).
  10. Liu, C., Feng, X., Li, G., Gokulnath, P., Xiao, J. Generating 3D human cardiac constructs from pluripotent stem cells. EBioMedicine. 76 (1), 103813(2022).
  11. Lee, J., et al. In vitro generation of functional murine heart organoids via FGF4 and extracellular matrix. Nat Commun. 11 (1), 4283(2020).
  12. Yang, J., et al. Generation of human vascularized and chambered cardiac organoids for cardiac disease modelling and drug evaluation. Cell Prolif. 57 (8), e13631(2024).
  13. Kim, H., Kamm, R. D., Vunjak-Novakovic, G., Wu, J. C. Progress in multicellular human cardiac organoids for clinical applications. Cell Stem Cell. 29 (4), 503-514 (2022).
  14. Drakhlis, L., et al. Human heart-forming organoids recapitulate early heart and foregut development. Nat Biotechnol. 39 (6), 737-746 (2021).
  15. Klimanskaya, I., McMahon, J. Approaches for derivation and maintenance of human embryonic stem cells. Handb Stem Cells. , 1st ed, Elsevier Academic Press. (2004).
  16. Uhrig, M., Ezquer, F., Ezquer, M. Improving cell recovery: Freezing and thawing optimization of induced pluripotent stem cells. Cells. 11 (5), 799(2022).
  17. Kupfer, M. E., et al. In situ expansion, differentiation, and electromechanical coupling of human cardiac muscle in a 3D bioprinted, chambered organoid. Circ Res. 127 (2), 207-224 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Menselijke embryonale stamcellen3D-zelforganisatiecardiomyocyten-differentiatielineage-specificatieimmunofluorescentieanalysetime-lapse-beeldvormingcardiaal troponine Tgladdespiercellen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.