Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Beoordeling van atherosclerose in de aorta van AAV8-PCSK9-geïnjecteerde muizen door olierood O-kleuring

1.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68795

⸱

8 augustus 2025

 , 
1Department of Endocrinology, The First Affiliated Hospital of USTC, Division of Life Sciences and Medicine, University of Science and Technology of China, 2Anhui Provincial Key Laboratory of Metabolic Health and Panvascular Diseases

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een stapsgewijze methode voor het ontleden, perfuseren, kleuren, beeldvorming en kwantificeren van atherosclerotische laesies in de aorta's van muizen met behulp van Oil Red O-kleuring.

Samenvatting

Muismodellen zijn lange tijd fundamentele hulpmiddelen geweest bij de studie van atherosclerose en bieden kritische inzichten in de moleculaire en cellulaire mechanismen die ten grondslag liggen aan plaquevorming, lipidenmetabolisme en cardiovasculaire ontsteking. Naast Apoe-/- of Ldlr-/- muizen, komt AAV8-PCSK9D377Y-injectie in normale C57BL/6J-muizen met gelijktijdige westerse dieetvoeding naar voren als een veelgebruikt model voor translationeel onderzoek naar atherosclerose. Olierood O-kleuring is een hoeksteentechniek voor het visualiseren van neutrale lipidenaccumulatie in vaatweefsels. De eenvoud, kosteneffectiviteit en hoge gevoeligheid voor het detecteren van met lipiden beladen laesies maken het de gouden standaard voor het beoordelen van atherosclerotische plaquebelasting in preklinische studies. In deze studie bieden we een gedetailleerd, reproduceerbaar protocol voor de dissectie, perfusie, longitudinale opening, Oil Red O-kleuring, beeldvorming en semi-geautomatiseerde kwantificering van atherosclerotische belasting in de aorta van het gezicht, zonder dat er pinnen of complexe montagestappen nodig zijn. Onze resultaten tonen aan dat de combinatie van AAV8-PCSK9D377Y-injectie en westerse dieetvoeding effectief significante atherosclerotische laesievorming bij muizen induceert, en dat en face Oil Red O-kleuring een betrouwbare en efficiënte techniek is voor het beoordelen van lipideafzetting en plaquebelasting. Bovendien, hoewel dit protocol is geoptimaliseerd voor het AAV8-PCSK9-geïnduceerde model in C57BL/6J-muizen, kan het gemakkelijk worden aangepast voor gebruik in andere modellen en soorten, zoals Apoe-/- muizen, Ldlr-/- muizen en Ldlr-/- gouden Syrische hamsters.

Inleiding

Atherosclerose, gekenmerkt door de afzetting van lipiden en ontsteking in de arteriële intima, vertegenwoordigt de pathologische basis van coronaire hartziekte en een breed scala aan hart- en vaatziekten (HVZ), waaronder myocardinfarct en beroerte 1,2,3,4. Hart- en vaatziekten blijven wereldwijd de belangrijkste oorzaak van morbiditeit en mortaliteit en vormen een aanzienlijke wereldwijde gezondheids- en economische last 3,5. Als de primaire pathologische basis van HVZ heeft atherosclerose veel onderzoeksaandacht gekregen om de onderliggende mechanismen bloot te leggen en effectieve therapeutische strategieën te ontwikkelen. Muismodellen spelen een centrale rol bij het ophelderen van de mechanismen die ten grondslag liggen aan atherogenese en bij het evalueren van mogelijke therapeutische interventies6. De ontwikkeling van diermodellen heeft een belangrijke rol gespeeld bij het vergroten van ons begrip van atherogenese, waardoor onderzoekers de betrokken cellulaire en moleculaire mechanismen kunnen ontleden en opkomende therapeutische strategieën kunnen evalueren 6,7. Klassieke muizenmodellen van atherosclerose, zoals apolipoproteïne E-deficiënte (Apoe-/-) en low-density lipoproteïnereceptor-deficiënte (Ldlr-/-) muizen, worden al lang gebruikt om hyperlipidemie en robuuste plaquevorming te induceren. Het genereren en onderhouden van deze genetisch gemodificeerde lijnen vereist echter uitgebreide veredeling, wat tijdrovend kan zijn en de experimentele flexibiliteit kan beperken 8,9,10. Om deze beperkingen te overwinnen, heeft een alternatieve benadering die gebruikmaakt van adeno-geassocieerd virusserotype 8 dat codeert voor een gain-of-function-mutatie in proproteïne convertase subtilisine/kexine type 9 (AAV8-PCSK9D377Y) aan bekendheid gewonnen. Wanneer toegediend aan wildtype C57BL/6J-muizen in combinatie met een westers vetrijk dieet met een hoog cholesterolgehalte en een hoog cholesterolgehalte, induceert deze methode efficiënt hypercholesterolemie en atherosclerotische laesies binnen een relatief kort tijdsbestek - zonder de noodzaak van complexe genetische kruisingen of terugkruising naar atherosclerose-gevoelige achtergronden 9,11. Ondanks zijn voordelen heeft het AAV8-PCSK9-model bepaalde beperkingen die het overwegen waard zijn. Met name de mate van hypercholesterolemie en de ontwikkeling van atherosclerotische laesies kan worden beïnvloed door variabelen zoals virale dosis en toedieningswijze, die variabiliteit tussen dieren kunnen introduceren en de reproduceerbaarheid van experimentele resultaten kunnen beïnvloeden11.

Om de ziektelast in dergelijke modellen te beoordelen, biedt en face Oil Red O-kleuring van de aorta een gevestigde, gevoelige techniek voor het visualiseren en kwantificeren van lipiderijke atherosclerotische laesies langs het luminale oppervlak van het vaatstelsel 12,13. Deze benadering biedt zowel kwalitatieve als kwantitatieve gegevens en wordt veel gebruikt in preklinische studies om de effecten van genetische manipulatie, farmacologische interventie of dieetmodulatie te evalueren14.

In deze studie presenteren we een praktisch en reproduceerbaar protocol voor de isolatie, perfusie, longitudinale opening, Oil Red O-kleuring, beeldvorming en semi-geautomatiseerde kwantificering van atherosclerotische laesies in de aorta's van muizen. In dit protocol wordt AAV8-PCSK9D377Y toegediend in een dosis van 5 × 1011 vectorgenomen (vg) per muis via injectie van de staartader. In combinatie met een westers dieet (WD) dat 40% kcal uit vet en 1,25% cholesterol bevat, kan binnen 12-16 weken een robuuste ontwikkeling van atherosclerotische laesies worden waargenomen. Het protocol stroomlijnt hier elke stap van het proces, waardoor het niet meer nodig is om tissues op wasoppervlakken vast te pinnen en in plaats daarvan een vereenvoudigde afvlakkingstechniek wordt gebruikt die de variabiliteit en technische vraag vermindert. De methode is niet alleen geoptimaliseerd voor het AAV8-PCSK9D377Y-geïnduceerde model in C57BL/6J-muizen, maar is ook gemakkelijk toepasbaar op andere veelgebruikte modellen van atherosclerose, waaronder Apoe-/- en Ldlr-/- muizen, evenals Ldlr-/- Syrische goudhamsters 15,16,17,18,19, die naar voren zijn gekomen als een veelbelovend model vanwege hun mensachtige lipidenmetabolisme.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de NIH en werden goedgekeurd door de Animal Ethics Committee van de University of Science and Technology of China (Ethics Approval No. USTCACUC27120124102).

OPMERKING: Alle procedures met betrekking tot AAV8-PCSK9 moeten worden uitgevoerd in een gecertificeerde biologische veiligheidskast van klasse II onder bioveiligheidsniveau 2 (BSL-2) omstandigheden. Het personeel moet de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) dragen, waaronder een laboratoriumjas, wegwerphandschoenen en een veiligheidsbril.

1. Inductie van atherosclerose bij muizen

  1. Injecteer een 8 weken oude C57BL/6J-muis intraveneus met AAV8-PCSK9D377Y (5 × 1011 vg/muis via staartader).
  2. Plaats de muis op WD (bevat 40% kcal uit vet en 1,25% cholesterol) direct na de injectie.
  3. Voer de muis WD gedurende 12-16 weken om de vorming van atherosclerotische laesies te induceren.
    OPMERKING: Een voedingsperiode van 12 weken wordt vaak gebruikt en het is aangetoond dat het duidelijke atherosclerotische plaquevorming induceert, vooral in door AAV8-PCSK9 geïnduceerde modellen. Langere duur (bijv. 16 weken) kan resulteren in meer gevorderde laesies en het optimale tijdstip moet worden gekozen op basis van de specifieke experimentele doelen.
  4. Controleer regelmatig het lichaamsgewicht, de algemene gezondheid en de plasmalipideniveaus gedurende de voedingsperiode. Verzamel voor lipidenprofilering bloedmonsters bij aanvang en geselecteerde tijdstippen (bijv. elke 4 weken) via submandibulaire of staartaderbloeding onder korte isofluraananesthesie.

2. Euthanasie en perfusie

  1. Dien natriumpentobarbital toe (200 mg/kg, intraperitoneale injectie) om de muis te euthanaseren.
  2. Open de borstholte om het hart bloot te leggen.
  3. Maak een incisie in het rechter atriumaanhangsel en perfuseer koude fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS, ongeveer 10 ml) door de linkerventrikel met behulp van een naald van 21 G om bloed weg te spoelen.

3. Aorta dissectie

  1. Verwijder overtollig weefsel zoals de longen en de thymus om de thoracale aorta van het hart tot het middenrif bloot te leggen.
  2. Gebruik een fijne ontleedschaar en een precisietang om het omringende vetweefsel rond de aortaboog te verwijderen. Til het vetweefsel rond de basis van de thoracale aorta voorzichtig op in de buurt van het middenrif. Snijd langs de wortel van het vetweefsel met behulp van een fijne dissectieschaar (zorg ervoor dat de vasculaire structuur niet wordt beschadigd), ga verder met de dissectie naar boven naar de aortaboog om het aortavat volledig bloot te leggen.
    OPMERKING: De dissociatie van perivasculair vetweefsel van de aorta is van cruciaal belang, en er wordt voorgesteld om deze stap uit te voeren met de aorta in situ (voordat deze van de muis wordt gesneden), aangezien dissectie van perivasculair vet uit de aorta technisch moeilijk is zodra de aorta is ontleed en in PBS is geplaatst.
  3. Transecteer het bloedvat aan de basis van de thoracale aorta met behulp van een precisieschaar. Breng het afgesneden uiteinde omhoog met een tang en ontleed omhoog langs het vat in de richting van de aortaboog. Snijd de drie primaire takken van de aorta op gepaste afstand door.
  4. Transect bij de aortawortel om de thoracale aorta van het hart te scheiden en het volledige segment te isoleren voor verdere analyse.
  5. Breng het uitgesneden vat over in een voorgekoelde oplossing van 4% paraformaldehyde (PFA) en incubeer het een nacht (12-16 uur) bij 4 °C. Om de hantering te standaardiseren en de batchverwerking te vergemakkelijken, plaatst u tijdens het fixeren individuele aorta's in putjes van een plaat met 24 of 48 putjes.
    OPMERKING: Vermijd langdurige fixatie (langer dan 24 uur), aangezien overmatige incubatie in PFA vaatverharding kan veroorzaken, waardoor longitudinale doorsnede en verdere analyse worden belemmerd.
    LET OP:4% PFA is een giftig en vluchtig fixeermiddel dat risico's met zich meebrengt van blootstelling van de luchtwegen en de huid. Alle stappen met PFA-fixatie moeten worden uitgevoerd in een zuurkast terwijl u persoonlijke beschermingsmiddelen draagt, inclusief nitrilhandschoenen, laboratoriumjas en veiligheidsbril. Vermijd inademing en huidcontact. De gebruikte PFA-oplossing moet worden ingezameld in daarvoor bestemde containers voor formaldehydeafval, duidelijk geëtiketteerd en als gevaarlijk chemisch afval worden verwijderd door een institutionele of erkende verwijderingsdienst voor chemisch afval.

4. Olie Rood O kleuring

  1. Was de vaste aorta's drie keer met PBS om achtergebleven PFA te verwijderen.
  2. Zoals te zien is in figuur 1, opent u de aorta in de lengterichting onder een snijmicroscoop met een fijne schaar, beginnend bij de aortawortel langs de binnenkromming. U kunt ook de aorta openen voordat u deze vastzet, wat het uitvouwen en uitlijnen van het vat tijdens de montage kan vergemakkelijken. Open indien nodig in de lengterichting de belangrijkste takken van de aortaboog, zoals de brachiocephalische slagader (BCA), de rechter halsslagader (RCA) en de linker subclavia-slagader, om extra regio's bloot te leggen11. Wees voorzichtig tijdens deze stap, aangezien plaques in deze gebieden kunnen losraken of beschadigd raken.
    OPMERKING: Beide benaderingen kunnen worden geselecteerd op basis van de voorkeur van de operator en de toestand van het weefsel.
  3. Bereid de Oil Red O-werkoplossing door de 0,5% bouillon in isopropanol te verdunnen met gedeïoniseerd water in een verhouding van 3:2 (v/v, eindconcentratie 0,3%). Incubeer in een waterbad van 37 °C gedurende 5 minuten om de kleurstof volledig op te lossen.
  4. Filtreer door een membraan van 0,22-0,45 μm om neerslag te verwijderen. Bewaar de oplossing tot gebruik in het waterbad van 37 °C.
  5. Verwijder PBS uit elk putje. Voeg Oil Red O werkoplossing toe om de aorta's volledig onder te dompelen. Incubeer gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur (RT).
  6. Zuig na incubatie de oplossing op en voeg onmiddellijk 1 ml 60% isopropanol toe aan elk putje. Plaats het bord op een shaker en schud voorzichtig om te wassen.
  7. Na ongeveer 30 s, wanneer de niet-laesiegebieden van het vaatvat doorschijnend lijken, stopt u het wassen door de isopropanol op te zuigen. Spoel de monsters twee keer af met PBS.
  8. Knip na de olierode O-kleuring het resterende perivasculaire vetweefsel indien nodig verder af. In dit stadium is het vetweefsel doorgaans goed gekleurd en visueel te onderscheiden, wat een nauwkeurigere identificatie en verwijdering mogelijk maakt zonder de integriteit van de vaatwand in gevaar te brengen.
  9. Open na het kleuren van Oil Red O de aorta in de lengterichting en monteer deze voorzichtig plat op een glasplaatje voor onmiddellijke beeldvorming onder een stereomicroscoop.
  10. U kunt de monsters ook voor korte termijn in PBS bij 4 °C bewaren voordat u de beeldvorming uitvoert. Voor slagaders die moeilijk af te pletten zijn, speldt u de bloedvaten met fijne naalden op een zwarte wasplaat om een optimale positionering en helderheid te garanderen. Voor langdurige bewaring monteert u de bevlekte vaten op glasplaatjes, verzegelt u ze met glycerolgelatine en beeldt u ze vervolgens direct af.
    OPMERKING: Breng de bevlekte aorta's over op een nieuwe plaat om te wassen om verontreiniging door achtergebleven Oil Red O te voorkomen.
    LET OP: Oil Red O is een lipofiele kleurstof die meestal wordt bereid in isopropanol, die ontvlambaar en irriterend is. Behandel ORO-oplossingen in een chemische zuurkast om inademing van dampen te voorkomen. Vermijd contact met huid en ogen. Olie Red O-kleuringsoplossingen moeten apart worden verzameld in containers voor ontvlambaar chemisch afval. Afvoer in overeenstemming met de plaatselijke voorschriften voor de verwijdering van gevaarlijk afval.

5. Beeldvorming

  1. Monteer de bevlekte aorta's op een witte achtergrond om het contrast te vergroten. Behoud de flexibiliteit van het schip.
    OPMERKING: Een achtergrond met hoog contrast zorgt voor een efficiëntere herkenning van plaques met behulp van beeldanalysesoftware. Andere achtergrondkleuren kunnen ook worden gebruikt op basis van de voorkeur van de gebruiker.
  2. Breng de hele aorta in beeld met een flatbedscanner of ontleedmicroscoop met een camera met hoge resolutie.
  3. Zorg voor een gelijkmatige verlichting en een consistente vergroting van alle monsters (bijv. 6 tot 8 keer vergroting). Als de aorta tijdens de beeldvorming droogt, rehydrateer dan met kiwidoekjes met zoutoplossing of PBS.

6. Kwantificering van atherosclerotische laesies

  1. Open de afbeelding in ImageJ. In de volgende stappen wordt de analyseprocedure beschreven met ImageJ als voorbeeld.
    OPMERKING: Andere software voor beeldanalyse (bijv. Zeiss Zen, Fiji) kan ook worden gebruikt, afhankelijk van de voorkeur en beschikbaarheid van de gebruiker.
  2. Stel de schaal in met behulp van een bekende referentie (bijv. schaalbalk of liniaal). Gebruik het gereedschap Rechte lijn om over de bekende afstand te tekenen. Ga naar Analyseer > Schaal instellen, voer de afstand en eenheden in, selecteer Globaal en klik op OK.
  3. Gebruik de veelhoek of selectietool uit de vrije hand om het hele aortagebied te schetsen.
  4. Meet het gebied met behulp van Analyseren > Meten.
  5. Identificeer atherosclerotische plaquegebieden met behulp van afbeelding > Pas > kleurdrempel aan. Pas Verzadiging en helderheid aan om olierode O-positieve gebieden te isoleren.
  6. Klik op Selecteren om binaire selectie van gekleurde gebieden te genereren. Meet de geselecteerde regio's met behulp van Analyseren > Meten. Pas dezelfde drempelinstellingen toe op alle afbeeldingen in een batch.
    OPMERKING: Aangezien achtergebleven vet of artefacten kunnen leiden tot vals-positieve kleuring, kunnen gebruikers ervoor kiezen om tandplakgebieden handmatig of semi-automatisch te definiëren op basis van hun specifieke experimentele behoeften en beeldkwaliteit. Handmatige tracering van het plaquegebied kan worden uitgevoerd met behulp van dezelfde methode als voor het definiëren van het totale vaatoppervlak.
  7. Exporteer resultaten (Bestand > Opslaan als > resultaten) als .csv voor verdere analyse.
  8. Druk het plaquegebied uit als plaquegebied/totaal aortagebied × 100%. Om een nauwkeurigere beoordeling van de atherosclerotische plaquebelasting te verkrijgen, kwantificeert u het plaquegebied aan de hand van anatomische regio's (bijv. aortaboog, vooral de kleinere kromming, en de totale aorta) en drukt u de resultaten uit als het percentage van het plaquegebied ten opzichte van het totale oppervlak van elk respectieve gebied: plaquegebied (%) = (plaquegebied / totale oppervlakte van de regio) × 100%.
    OPMERKING: Om mogelijke vertekening tot een minimum te beperken, wordt geblindeerde analyse aanbevolen. Bij het analyseren van een groot aantal afbeeldingen kan de hele workflow, van drempelwaarde tot meting, worden geautomatiseerd met behulp van de Macro Recorder (plug-ins > Macro's > Record) en in bulk worden verwerkt met behulp van Process > Batch > Macro. Dit maakt een efficiënte en reproduceerbare analyse met hoge doorvoer mogelijk.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Om de mate van lipideafzetting in de aortawand te beoordelen, werd een Face Oil Red O-kleuring uitgevoerd op aorta's geïsoleerd uit mannelijke C57BL/6J-muizen die werden geïnjecteerd met AAV8-PCSK9D377Y en gedurende 12 weken een westers dieet kregen, samen met controlemuizen van dezelfde leeftijd. Na systemische perfusie met PBS en zorgvuldige dissectie werden de gehele aorta's zorgvuldig in de lengterichting ontleed en gekleurd met Oil Red O om met lipiden beladen atheroscler...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De in deze studie beschreven methode voor het kleuren van Oil Red O biedt een robuuste, reproduceerbare en tijdbesparende benadering voor het evalueren van de atherosclerotische laesiebelasting in de hele aorta. In deze studie hebben we specifiek de aortaboog en de thoracale aorta geselecteerd als de interessegebieden voor plaque-analyse, in plaats van de hele aorta. Deze beslissing werd geleid door de aard van het AAV8-PCSK9D377Y-model 20, dat doorgaan...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door subsidies van de National Natural Science Foundation of China (Grant Nos. 82370444).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
C57BL/6J muizenGemPharmatech NO. N000013
 4% paraformaldehydeBeyotimeP0099Om weefsels te fixeren
AAV8-PCSK9D377Y virale deeltjes WzbiopAV208001Om atherosclerose te induceren
Fijne pincettenFine Science ToolsNr. 11254-20Voor aorta dissectie
ImageJNIH1.47
IsopropanolSangon biotechA600918Om de overtollige olie rood te reinigen
Oil Red O 0,5% oplossing in isopropanolPoly Scientific R&D CorpS1849-32OZVoor Oil Red O kleuring
Fosfaat-gebufferde zoutoplossingServicebioG4202Voor perfusie en reiniging van aorta's
SpringschaarFine Science ToolsNr. 15003-08Voor aorta dissectie
Stereoscopische microscoopMshotMZ62Voor aorta dissectie en beeldvorming
Westers dieet Research DietD12108COm atherosclerose te induceren

Referenties

  1. Libby, P., et al. Atherosclerosis. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 56(2019).
  2. Björkegren, J. L. M., Lusis, A. J. Atherosclerosis: Recent developments. Cell. 185 (10), 1630-1645 (2022).
  3. Libby, P. The changing landscape of atherosclerosis. Nature. 592 (7855), 524-533 (2021).
  4. Wang, Z., Chen, S., Zhang, F., Akhmedov, S., Weng, J., Xu, S. Prioritization of Lipid Metabolism Targets for the Diagnosis and Treatment of Cardiovascular Diseases. Research (Wash D C). (8), 0618(2025).
  5. GBD 2021 Stroke Risk Factor Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke and its risk factors, 1990-2021: A systematic analysis for the global burden of disease study 2021. Lancet Neurol. 23 (10), 973-1003 (2024).
  6. Von Scheidt, M., et al. Applications and limitations of mouse models for understanding human atherosclerosis. Cell Metab. 25 (2), 248-261 (2017).
  7. Gisterå, A., Ketelhuth, D. F. J., Malin, S. G., Hansson, G. K. Animal models of atherosclerosis-supportive notes and tricks of the trade. Circ Res. 130 (12), 1869-1887 (2022).
  8. Emini Veseli, B., et al. Animal models of atherosclerosis. Eur J Pharmacol. 816, 3-13 (2017).
  9. Ilyas, I., et al. Mouse models of atherosclerosis in translational research. Trends Pharmacol Sci. 43 (11), 920-939 (2022).
  10. Jiang, H., et al. Innovative atherosclerosis models: Advancing pathophysiology and translational research. Research (Wash D C). 8, 0617(2025).
  11. Bjørklund, M. M., et al. Induction of atherosclerosis in mice and hamsters without germline genetic engineering. Circ Res. 114 (11), 1684-1689 (2014).
  12. Chen, P. -Y., Qin, L., Simons, M. Imaging and analysis of oil red o-stained whole aorta lesions in an aneurysm hyperlipidemia mouse model. J Vis Exp. (183), e61277(2022).
  13. Nunnari, J. J., Zand, T., Joris, I., Majno, G. Quantitation of oil red o staining of the aorta in hypercholesterolemic rats. Exp Mol Pathol. 51 (1), 1-8 (1989).
  14. Xu, S., et al. The novel coronary artery disease risk gene jcad/kiaa1462 promotes endothelial dysfunction and atherosclerosis. Eur Heart J. 40 (29), 2398-2408 (2019).
  15. Sun, L., et al. Endothelial MICU1 protects against vascular inflammation and atherosclerosis by inhibiting mitochondrial calcium uptake. J Clin Invest. 135 (7), e181928(2025).
  16. Su, M., et al. Endothelial IGFBP6 suppresses vascular inflammation and atherosclerosis. Nat Cardiovasc Res. 4 (2), 145-162 (2025).
  17. Zhang, Z., et al. A natural small molecule isoginkgetin alleviates hypercholesterolemia and atherosclerosis by targeting acly. Theranostics. 15 (10), 4325-4344 (2025).
  18. Zhao, Y., et al. Small rodent models of atherosclerosis. Biomed Pharmacother. 129, 110426(2020).
  19. Zhang, F., Yin, Y., Weng, J., Xu, S. Cepharanthine aggravated atherosclerosis and liver injury in Apoe−/− and Ldlr−/− mice. Cardiol Plus. 10 (1), 23-33 (2025).
  20. Liu, M. -N., et al. Revisiting the role of GDF15 in atherosclerosis in mouse and human. Acta Pharmacol Sin. , doi: 10.1038/s41401-025-01561-3 (2025).
  21. Balamurugan, K., et al. Protocol to evaluate hyperlipidemia in zebrafish larvae. STAR Protoc. 3 (4), 101819(2022).
  22. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH image to imageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Beoordeling van atheroscleroseAAV8-PCSK9-muizenen face aortaplaquebelastinglipidedepositiemuizen met westers dieetdissectie van muizen-aortaatherosclerotische laesielipideaccumulatie

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.