Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Onderzoek naar recidiverend letsel door een ischemische beroerte in een secundair occlusiemodel van de middelste hersenslagader bij de muis

944 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68806

⸱

16 september 2025

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, University of California, Davis, 2Department of Nutrition, China Medical University, 3Division of Neurosurgery, Department of Surgery, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University, 4Institute of Toxicology, College of Medicine, National Taiwan University, 5Department of Medical Research, China Medical University Hospital, China Medical University, 6Department of Pediatrics, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Erratum-melding

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Samenvatting

Hier presenteren we een methode voor secundaire occlusie van de middelste hersenslagader bij muizen om de progressie van recidiverende ischemische beroerte te onderzoeken. De chirurgische ingrepen, postoperatieve zorg, neuronale pathologische veranderingen en overlevingspercentage worden beschreven.

Samenvatting

Beroerte is de op één na belangrijkste wereldwijde oorzaak van sterfte en invaliditeit, waarbij terugkerende beroertes aanzienlijk bijdragen aan slechte resultaten en verhoogde neurologische belasting. Ondanks de vooruitgang in de behandeling van acute klinische beroertes, blijven experimentele modellen voor recidiverende ischemische beroerte beperkt vanwege hun procedurele complexiteit en hoge sterftecijfers. In deze studie wilden we een terugkerende ischemische beroerte vaststellen in een muismodel en de pathologische veranderingen en functionele tekorten in de hersenen evalueren met behulp van een tweetraps occlusie van de middelste hersenslagader (MCAO) -protocol. Volwassen mannelijke C57BL/6J-muizen ondergingen voorbijgaande MCAO onder Laser Doppler-bloedstroommonitoring. Een secundaire MCAO werd 14 dagen na de eerste operatie uitgevoerd om herhaling van een beroerte te simuleren. Postoperatieve beoordelingen omvatten analyse van locomotorische activiteit, scoren van neurologische gedragsstoornissen met behulp van een zespuntsscoresysteem, ontstekingsmarkers waaronder hypoxie-induceerbare factor-1α (HIF-1α) en tumornecrosefactor-α (TNF-α), en histopathologische evaluatie met behulp van hematoxyline en eosine (H & E) kleuring. Na recidiverende MCAO-toediening vertoonden muizen significant verminderde locomotorische activiteit, verminderde bewegingssnelheid en verminderde neurogedragsscores, evenals verhoogde ontstekingsmarkers, vergeleken met controlegroepen. Histopathologische detectie toonde matige tot ernstige neuronale celnecrose, neuropil-vacuolatie en gelokaliseerde bloeding in de cortex en hippocampus van recidiverende MCAO-muizen. De ontstekingsmarkers werden ook geïnduceerd in deze recidiverende MCAO-procedure. Dit tweetraps MCAO-muismodel presenteert voor het eerst een methode die recidiverende ischemische beroerte effectief simuleert met consistente neurologische en pathologische resultaten en de postoperatieve overleving verbetert. Dit model zou een betrouwbaar platform kunnen bieden voor mechanistische studies en kan worden toegepast bij de toekomstige evaluatie van neuroprotectieve therapieën voor recidiverende beroerte.

Inleiding

Beroerte blijft wereldwijd een belangrijke doodsoorzaak en langdurige invaliditeit en vormt een aanzienlijke klinische en sociaaleconomische last. Wereldwijd worden meer dan 30 miljoen mensen getroffen door een beroerte en de gevolgen ervan, waaronder mobiliteitsverlies, cognitieve stoornissen en het verhoogde risico op vaatziekten 1,2. Ondanks de vooruitgang in acute behandeling zoals trombolyse en endovasculaire trombectomie, blijven veel overlevenden een hoog risico lopen op terugkeer van een beroerte, wat gepaard gaat met een verslechterde prognose, grotere invaliditeit en verhoogde sterftecijfers. Terugkerende beroertes komen voor bij ongeveer 10-20% van de patiënten binnen 90 dagen na een primaire gebeurtenis, met het hoogste risico tijdens een periode van voorbijgaande ischemische aanval of lichte beroerte3. Wat nog belangrijker is, is dat een terugkerende beroerte vaak vasculaire gebieden aantast en resulteert in een uitgebreider infarct en ernstig letsel, zoals hemodynamische stoornissen van de hersenen4, acute en chronische ontregeling van het immuunsysteem en subcorticale neuronale necrose5, wat suggereert dat de hersenen kwetsbaarder kunnen worden en meer complicaties kunnen veroorzaken na een eerste ischemische belediging.

Sommige recente studies hebben ischemische of hemorragische beroertemodellen bij proefdieren uitgevoerd en hebben regiospecifieke verwondingspatronen, verstoorde neurovasculaire reacties en verschillende endogene herstelmechanismen onthuld die passen bij klinische aandoeningen bij de mens 6,7. De onderzoeksmodellen van recidiverende beroerte blijven echter minder ingeburgerd vanwege hun gecompliceerde procedures en hoge sterftecijfer. Sommige eerdere studies hebben een fototrombotisch muismodel vastgesteld, dat naar voren kwam als een waardevol hulpmiddel voor het bestuderen van terugkerende ischemische beroerte 8,9,10. Ze toonden de verergerde neuronale beschadiging, verlengde ontstekingsreactie en cognitieve achteruitgang aan bij muizen met terugkerende beroerte, en onderzochten de onderliggende mechanismen, waaronder multi-infarct dementie en inflammatoire priming 8,9,10.

Een andere studie heeft een nieuw verouderd muismodel aangetoond van recidiverende intracerebrale bloeding in het bilaterale striatum, dat tweemaal met collagenase werd geïnjecteerd, wat resulteerde in vertraagd herstel van de locomotorische functie, en cognitief verlies en neurologisch letsel veroorzaakte bij de recidiverende muizen11. Het is vermeldenswaard dat de muismodellen met fototrombotische en hemorragische beroerte vaak laesies induceren in verschillende anatomische regio's tijdens een terugkerende beroerte, wat inherente methodologische verschillen weerspiegelt. Dergelijke variaties genereren heterogene patronen van neuronaal letsel, verstoren de dynamiek van de microbloedsomloop en oefenen uiteenlopende effecten uit op perifere immuunresponsen11,12. Daarentegen biedt het MCAO-model, dat algemeen wordt beschouwd als het meest representatieve knaagdierparadigma van ischemische beroerte, het voordeel van procedurele stabiliteit en maakt het een nauwkeurige controle mogelijk over zowel de plaats als de duur van cerebrale occlusie. Desalniettemin hebben MCAO en recidiverende MCAO ook een substantieel hoog risico op sterfte aangetoond 13,14, wat aanzienlijke beperkingen oplegt aan hun bredere toepasbaarheid in experimenteel onderzoek. In deze studie wilden we een stabiel en reproduceerbaar tweetraps MCAO-muismodel opzetten dat terugkerende beroerte nabootst. We evalueerden de geassocieerde neuronale schade, functionele beperkingen en histopathologische veranderingen. Dit model toonde ook een stabiel overlevingspercentage aan, wat suggereert dat het toepasbaar is voor toekomstig onderzoek naar recidiverende pathofysiologie van een beroerte en neuroprotectieve therapeutische strategieën.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden beoordeeld en goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de National Taiwan University (Study Plan ID20230335) en werden uitgevoerd volgens vastgestelde ethische richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren.

1. Voorbereiding van dieren

  1. Thuis 8 weken oude mannelijke C57BL/6J-muizen met een gewicht van 20-25 g onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden bij 22 ± 1 °C met een relatieve vochtigheid van 55% en een cyclus van 12 uur licht / 12 uur donker. Zorg voor humane zorg met gratis toegang tot voedsel en gedestilleerd water.
  2. Wijs willekeurig 28 mannelijke muizen toe aan drie groepen: schijnvertoning (n = 8), MCAO (n = 10) en terugkerende MCAO (n = 10). Plaats dieren 2 weken in quarantaine (−d14); acclimatiseren, wegen en groeperen uitvoeren op -D7; MCAO beheren op d0; gedragstesten uitvoeren op D0, D2, D14 en D16; en voer terugkerende MCAO-operaties uit op d14.

2. Eerste chirurgische MCAO-toediening

  1. Steriliseer alle chirurgische instrumenten door middel van autoclaveren, weeg elke muis, dien carprofen oraal toe met 5 mg/kg 1 uur voor de eerste incisie en induceer anesthesie met 3% isofluraan in een met zuurstof gemengd gas.
  2. Bewaak de ademhalingsfrequentie (100-120 ademhalingen/min, BPM) en evalueer de diepte van de anesthesie door het ooglid en de slikreflex te controleren. Plaats het onderwerp op een elektronische verwarmingsplaat om de lichaamstemperatuur op 37 °C te houden.
  3. Scheer de rug en nek bij het hoofd en verwijder de vacht en het vuil van muizen met behulp van een stofzuiger. Breng oogzalf aan, scrub de huid en desinfecteer door middel van aseptische procedures voor overlevingschirurgie bij knaagdieren.
  4. Gebruik een schaar en een huidtang om de eerste incisie van 0,5 cm tussen de oren te maken om de linkerkant van de centrale fusielijn en de achterkant van het bregma op de schedel bloot te leggen. Verwijder het zachte weefsel bovenop de schedel met behulp van een tang.
  5. Centreer de laserdoppler-adapter in de hersenen van de muis en bevestig deze met weefsellijm op een positie 3 mm lateraal naar links en 2 mm caudaal naar de bregma, zorg ervoor dat de adapterrand is voorgesneden om op de schedelbasis te passen, en zet vervolgens de laserdoppler-dop vast met lijm om continue monitoring van de bloedstroom mogelijk te maken.
    OPMERKING: Bevestig in deze stap de Laser Doppler-dop stevig op het bregma met behulp van weefsellijm en plaats deze op de kruising van de coronale en sagittale hechtingen op de superieure middellijn van de calvaria om een stabiele bewaking van de cerebrale bloedstroom te garanderen.
  6. Als u zeker bent van het doorsneden, trekt u weefsellijm uit met behulp van de micropipet en brengt u de lijm aan rond de basis van de adapter.
  7. Bereid tandheelkundig cement voor en breng een voldoende hoeveelheid aan om de Doppler-dop te omringen om de stabiliteit tijdens de procedure te garanderen.
  8. Draai het dier in rugligging en maak een incisie van 1 cm in de huid vanaf de thoracale inlaat naar de kin langs de middellijn van de nek.
  9. Ga door met stompe dissectie om de achterste buik van de digastrische, sternohyoïde en sternomastoïde spieren te scheiden, gevolgd door het gebruik van oprolmechanismen om de spieren voorzichtig weg te trekken om de gemeenschappelijke (CCA), externe (ECA) en interne halsslagaders (ICA) bloot te leggen, en plaats een sectie van 6-0 zijde rond de CCA.
    OPMERKING: In deze stap moeten de speekselklieren naar boven worden gedraaid om de isolatie van de bifurcatie van de CCA en ECA te vergemakkelijken. De ICA bevindt zich boven het CCA. Stompe dissectie met een huidtang wordt gebruikt om vasculaire ruptuur te voorkomen en het omliggende zachte weefsel en de zenuwen te isoleren.
  10. Zoek een kleine tak (superieure schildklierslagader, STA) die uit de ECA steekt. Gebruik de bipolaire cauterisator om dit kleine takje te verbranden. Ga verder met het doorsnijden van het verbrande vat; dit zal de ERK verder isoleren.
    OPMERKING: STA is meestal de eerste tak van de ECA die onder het niveau van de grotere hoorn van het tongbeen komt. Om letsel te voorkomen, gebruikt u een bipolaire cauterisator om de vaattak te verbranden om hemostase te bereiken.
  11. Plaats twee secties 6-0 Silk hechtdraad rond ECA. Maak een permanente knoop aan de distale zijde van de ECA en een losse knoop op de bifurcatieplaats.
  12. Plaats de laserdoppler-naaldsonde in de sonde-adapter op de schedel. Zorg ervoor dat de acquisitiesoftware een meetwaarde voor de cerebrale bloedstroom (CBF) weergeeft. Noteer de basislijnwaarde.
    OPMERKING: De gestandaardiseerde meting van CBF verkregen door laserdoppler werd gepresenteerd als perfusie-eenheden (PU), met basislijnwaarden die doorgaans werden gekalibreerd binnen het bereik van 350 tot 450. Als verminderde waarden van de perfusie-eenheid (PU) worden waargenomen, past u de positie van de laserdoppler-sondeadapter in de muis aan om een nauwkeurige meting te garanderen (zie stap 2.5).
  13. Klem de ICA vast met behulp van de microvasculaire vaatklem en gebruik het 6-0 zijden gedeelte rond de CCA om een schuifknoop te maken om de CCA tijdelijk te ligaten.
    OPMERKING: In deze stap wordt een vermindering van CBF gedetecteerd op de laserdopplermonitor.
  14. Bereid het met siliconenrubber beklede nylon monofilament voor. Markeer het filament met de zilveren Sharpie op 9-10 mm van de punt van de siliconenkop en gebruik een microchirurgische schaar om een kleine incisie te maken tussen de strakke hechtdraad en de losse hechtdraad op de ECA.
    OPMERKING: Het resterende bloed op de incisieplaats moet worden gereinigd en gespoeld met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) om de vasculaire integriteit te behouden.
  15. Steek het filament (siliconen kop eerst) voorzichtig in de ECA via de kleine incisie.
    OPMERKING: Deze stap voor het inbrengen van filament is weggelaten bij de schijndieren.
  16. Wanneer ongeveer de helft van de siliconenkop is ingebracht, spant u de losse hechtdraad rond de slagader en het filament iets aan en verwijdert u de klem op de ICA.
  17. Snijd de ECA door onder de eerste strakke knoop, draai het ECA-vat en het filament voorzichtig naar beneden (tegen de klok in) zodat de siliconenkop naar boven wijst, en duw de punt van het filament omhoog in de richting van de ICA.
    OPMERKING: Deze stap is van cruciaal belang en moet langzaam tegen de klok in worden uitgevoerd om vasculaire verstoring tot een minimum te beperken en het risico op verstrikking of breuk te verminderen.
  18. Zodra het hele siliconendeel zich in het bloedvat bevindt, trekt u de hechtdraad iets aan, maakt u de schuifknoop op de CCA los en blijft u het filament naar binnen duwen, waarbij u de zilveren markering op het filament gebruikt voor positiegeleiding.
  19. Bewaak de laserdoppler-software continu en wanneer weerstand verdere vooruitgang van het filament onder de juiste kracht verhindert terwijl een scherpe afname van de CBF wordt waargenomen, beëindig dan het inbrengen in de distale middelste hersenslagader.
    OPMERKING: De reductie van CBF tot minder dan 30% van de pre-ischemische conditie is een standaardprocedure die bekend staat als Longa's methode15.
  20. Houd het filament 40 minuten in MCA om ischemisch letsel aan de hersenen te veroorzaken.
  21. Verwijder het filament na de aangegeven ischemische periode van 40 minuten om CBF te herstellen, breng weefsellijm aan om hemostase te bereiken, registreer de bijbehorende herstelde CBF-meting, maak alle oprolmechanismen los en verwijder de op de schedel gemonteerde adapter.
  22. Sluit de huidincisie bij het bloedvat met een wondclip, houd de lichaamstemperatuur continu op 37 °C en evalueer de ademhalingsfrequentie. Na bevestiging van een stabiele bloeddruk en ademhaling binnen 160-200 BPM, stopt u met de anesthesie en wacht u herstel.

3. Tweede MCAO-administratie

  1. Verwijder de wondklemmen 14 dagen na de eerste MCAO-operatie en herhaal vervolgens de stappen 2.1 tot en met 2.9 om de schedelvoorbereiding te voltooien, de plaatsing van de laserdopplersonde te beveiligen en de CCA bloot te leggen.
  2. Isoleer CCA van het omringende weefsel en plaats drie segmenten 6-0 zijden hechtdraad rond CCA.
  3. Plaats de laserdoppler-sonde in de adapter en registreer de basislijn-CBF.
  4. Maak een schuifknoop aan de distale zijde van CCA, een permanente knoop aan het proximale uiteinde en een losse knoop ertussen.
  5. Bereid het met siliconenrubber beklede nylon van het occlusiefilament voor op MCAO-toediening volgens de beschreven stap 2.14.
  6. Maak een kleine incisie op de CCA dicht bij de permanente en steek het filament in de CCA.
    OPMERKING: Het resterende bloed op de incisieplaats moet ook worden gereinigd en gespoeld met PBS om de vasculaire integriteit te behouden. Dit is erg belangrijk.
  7. Trek de losse knoop iets aan en laat de schuifknoop los. Beweeg het filament in de ICA totdat het filament onder de juiste kracht staat en een duidelijke vermindering van de CBF wordt gedetecteerd.
    OPMERKING: De reductie van CBF tot minder dan 30% van de pre-ischemische toestand wordt ook als een standaardprocedure beschouwd.
  8. Houd het filament 40 minuten op zijn plaats om ischemisch letsel te veroorzaken, zoals gespecificeerd in stap 2.20.
  9. Na voltooiing van het aangegeven ischemische interval trekt u het filament terug en sluit u de huidincisie volgens de procedures die worden beschreven in stap 2.21 en 2.22 van de eerste MCAO-operatie.

4. Zorg na de operatie

  1. Dien warme normale zoutoplossing subcutaan toe in een dosis van 10 ml/kg-1/1/1 tweemaal daags gedurende 3 opeenvolgende dagen om uitdroging na een MCAO-operatie te voorkomen. Breng 10% povidon-jodiumoplossing aan op de operatieplaats en dien amoxicilline (10 mg/kg) toe om infectie te voorkomen. Geef carprofen (5 mg/kg) oraal gedurende 3 dagen om postoperatieve stress te verlichten en het herstel onder veterinair toezicht te vergemakkelijken na zowel de eerste als de tweede MCAO-procedure.
  2. Voer dagelijkse beoordelingen uit van de gezondheidstoestand van muizen. Registreer veranderingen in uiterlijk, evenals voedsel- en waterconsumptie tijdens de eerste en tweede procedure.

5. Beoordeling van de motorische activiteit van dieren en neurobiologisch letsel

  1. Evalueer de locomotorische activiteit door het bewegingstraject, de afstand en de snelheid te beoordelen. Plaats de muizen in testboxen (10 x 20 x 15 cm) en configureer ze onder een lage helderheid.
  2. Acclimatiseer de muis aan de testomgeving door middel van een stabilisatieperiode van 30 minuten, gevolgd door een formele beoordeling van 10 minuten. Registreer en analyseer alle parameters, waaronder de verplaatste afstand (cm), snelheid (cm/s), bewegingsduur (s), totale duur binnen de zone (s), latentie van het eerste optreden (s) en koersgraden (tijden) om de locomotorische activiteit te bepalen.
  3. Beoordeel neurobiologisch letsel met behulp van een aangepast scoresysteem voor motorische functies (0-6 punten)16 en verwijzend naar mNSS-scores (in een deel van de beoordeling van de motorische functie, 6 punten)17.
  4. Definieer letselniveaus als volgt: score 0 voor afwezigheid van neurologische uitval, score 1 voor flexie van de voorpoot die de pols of schouder aantast, score 2 voor flexie van de voorledematen vergezeld van verminderde weerstand tegen zijwaartse duw, score 3 voor unidirectionele cirkeling naar de tekortzijde, score 4 voor longitudinale rotatie naar de tekortzijde, score 5 voor longitudinale spinning vergezeld van aanvalsactiviteit, en score 6 voor volledig bewegingsverlies.

6. Protocol voor het kleuren van hematoxyline en eosine

  1. Fixeer MCAO en recidiverend MCAO-hersenweefsel in 10% formaldehydebuffer en ontleed het monster in vier gelijke delen met behulp van een 1 mm coronale muizenhersensnijder. Verwerk het derde voorste deel voor pathologische evaluatie.
  2. Voer rehydratatie uit van in paraffine ingebedde monsters: xyleen gedurende 10 min, 95% ethanol gedurende 10 min, 75% ethanol gedurende 10 min, 50% ethanol gedurende 10 min, gedestilleerd water (ddH2O) gedurende 10 minuten en PBS gedurende 10 minuten.
  3. Kleur de monsters: hematoxylinekleuring gedurende 45 s en spoelen in warme ddH2O bij 30 °C gedurende 1 min; eosine vlek voor 30 s en in koude ddH2O voor 45 s.
  4. Dehydrateer en droog de monsters in 75%, 95%, 100% ethanol en in xyleen gedurende 45 s elk, en laat ze 60 s aan de lucht drogen.
  5. Monteer de dia's en bewaar ze in een donkere kamer.
  6. Beoordeel de ernst van de laesie volgens een vastgesteld criterium op een vijfpuntsschaal: 1 = minimaal (<1%); 2 = licht (1-25%); 3 = matig (26-50%); 4 = matig tot ernstig (51-75%); 5 = ernstig (76-100%). Voer een pathologisch onderzoek van hersenweefsel uit onder geblindeerde evaluatie door een veterinaire patholoog.

7. Protocol voor westerse blotting

  1. Homogeniseer hersenweefsel van MCAO en recidiverende muizen in RIPA-buffer aangevuld met protease en fosfataseremmer (natriumfluoride 30 mM, natriumorthovanadaat 30 mM en natriumpyrofosfaat 30 mM).
  2. Centrifugeer lysaten bij 10.000 x g en verzamel het supernatant. Kwantificeer de concentratie van het bovenstaande eiwit met behulp van een bicinchoninezuur (BCA)-test.
  3. Voer western blotting uit zoals eerder beschreven18: laad 20 μg gedenatureerd totaal eiwit, bereid door koken in kokend water van 100 °C, in 8-12% natriumdodecylsulfaat-polyacrylamidegels (SDS-PAGE).
  4. Breng over met 100 V gedurende 90 minuten om eiwitten te scheiden op PVDF-membranen in de koelruimte en blokkeer membranen met 3% runderserumalbumine gedurende 60 min.
  5. Incubeer een nacht bij 4 °C met tumornecrosefactor-alfa (TNF-α, 1:1000 verdunningen), glyceraldehyde-3-fosfaatdehydrogenase (GAPDH, 1:2.000 verdunningen) en hypoxie-induceerbare factor 1-alfa (HIF-1α, 1:1.000 verdunningen). Incubeer membranen met geschikte secundaire antilichamen gedurende 1 uur.
  6. Detecteer eiwitexpressie met behulp van een verbeterde chemiluminescentiesubstraatkit (ECL) en visualiseer met een digitaal fotobeeldvormingssysteem.

8. Statistische analyse

  1. Presenteer gegevens als gemiddelde ± standaardfout van het gemiddelde (SEM) en voer statistische analyse uit met behulp van eenrichtingsvariantieanalyse (ANOVA), gevolgd door Tukey's post-hoctest om verschillen tussen meerdere groepen te bepalen. Interpreteer resultaten als statistisch significant wanneer p < 0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Beoordeling van locomotorische activiteit en neuronaal letsel bij eerste en terugkerende MCAO-muizen
In de eerste MCAO-procedures werd een met siliconenrubber bekleed nylon monofilament gedurende 40 minuten ingebracht van de ECA, ICA naar MCA. Er kon worden gedetecteerd dat de cerebrale bloedstroom (CBF) opvallend daalde (daalt <30% van de basislijn) door de laserdopplerapparatuur, wanneer het filament in het MCA-gebied verbleef. In deze procedure bereikten alle muize...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Beroerte blijft wereldwijd de tweede belangrijkste oorzaak van sterfte en invaliditeit, met een hoog risico op terugkerende beroerte. Ondanks de vooruitgang in de ontwikkeling van medische technologie en strategieën blijft de preventie van een beroerte en het recidief ervan momenteel onvoldoende voor verbetering. In de afgelopen decennia zijn verschillende studiemodellen van een beroerte op grote schaal gebruikt in het onderzoek naar ischemische beroerte en mechanismen. Onder hen wordt d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk werd technisch ondersteund door teams van het National Laboratory Animal Center en financieel ondersteund door subsidies van de National Taiwan University Hospital Foundation, Taiwan (112-S0074), China Medical University Hospital, Taiwan (CMU113-S-06) en de National Science and Technology Council, Taipei, Taiwan (112-2314-B-002 -219).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
6-0 zijdedraad Shin-Teh Inc. TW.ST1N-ST6
1-mm coronal muis hersensnederThermo Fisher Scientific Inc., USAV11335
DierenhaarknipselURBANER. Inc. TWMB033
Coronal muis hersensnederZivic instrument. Inc USA BSMAS001-1
Digitaal foto-afbeeldingssysteemAzure Biosystem, Inc., Dublin, CA, USAAzure -300
Elektronische bipolaire cauterisatorIndiamartAARON 940
Elektronische warmteplaatReptizooAHM23
OogzalfLodi Veterinary Care. US17033-21-38
Laser Doppler detectorMoor instruments UK moorVMS-LDF1-HP
Laser Doppler sonde-adapterThermo Fisher Scientific Inc.05-700-76
Lokomotorische activiteitsdetector Orchid scientific Inc.All Maze tracking software.
(All Maze System)Orchid scientific Inc.Trackezi. ver 7.39
Microvasculaire vat klemShin-Teh Inc. TW.ST-M104
Microchirurgische vatschaarShin-Teh Inc. TW.ST-V108
AdemhalingsfrequentiemonitorSDR scientific Ltd. USSAR-830/AP
Siliconen rubber-gecoat nylon monofilamentFisher scientificNC1773962
HuidtangShin-Teh Inc. TW.ST-H212
HuidschaarShin-Teh Inc. TW.ST-S014PK
Steriele katoenen staafjeWinner Medical401 003
OverdrachtsysteemSemi-Dry system. Bio-rad Laboratory, USA)1703940
Chemicaliën
10% povidone–jodium oplossingYoshida Pharmaceutical Co., Ltd JAPPVP–I 10%
75% Ethanol oplossing Sigma-Aldrich. USA111727
AmoxicillineSigma-Aldrich, USA A5955
Bovien serum albumineSigma-Aldrich, USA.A2153
CarprofenPlexx Inc. UKMD150-2
GAPDH antilichaamSanta Cruz Biotechnology, CA, USASc-32233
H&E oplossingBioPioneer Tech. CO. TWG1005
Hypoxia-inducibele factor 1 alpha antilichaamCell Signaling Technology, MA, USA#36169
Isofluraan (anestheticum)Life ScienceR510-22-10
Steriele normale zoutoplossingNova-Tech Inc. USA1760RX
tumor necrose factor alfaCell Signaling Technology, MA, USA#3707

Referenties

  1. Johnson, W., Onuma, O., Owolabi, M., Sachdev, S. Stroke: a global response is needed. Bull World Health Organ. 94 (9), 634-634A (2016).
  2. Wu, C. T., et al. Low intensity pulsed ultrasound prevents recurrent ischemic stroke in a cerebral ischemia/reperfusion injury mouse model via brain-derived neurotrophic factor induction. Int J Mol Sci. 20 (20), (2019).
  3. Coull, A. J., Lovett, J. K., Rothwell, P. M., Oxford Vascular , S. Population based study of early risk of stroke after transient ischaemic attack or minor stroke: implications for public education and organisation of services. BMJ. 328 (7435), 326(2004).
  4. Hartkamp, N. S., et al. Relationship between haemodynamic impairment and collateral blood flow in carotid artery disease. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (11), 2021-2032 (2018).
  5. Khanevski, A. N., et al. Recurrent ischemic stroke: incidence, predictors, and impact on mortality. Acta Neurol Scand. 140 (1), 3-8 (2019).
  6. Matur, A. V., et al. Translating animal models of ischemic stroke to the human condition. Transl Stroke Res. 14 (6), 842-853 (2023).
  7. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).
  8. Schmidt, A., et al. Progressive cognitive deficits in a mouse model of recurrent photothrombotic stroke. Stroke. 46 (4), 1127-1131 (2015).
  9. He, X. F., et al. Extracellular ASC exacerbated the recurrent ischemic stroke in an NLRP3-dependent manner. J Cereb Blood Flow Metab. 40 (5), 1048-1060 (2020).
  10. Feng, Y., et al. Cortical microinfarcts potentiate recurrent ischemic injury through NLRP3-dependent trained immunity. Cell Death Dis. 15 (1), 36(2024).
  11. Wang, L. M., et al. A novel aged mouse model of recurrent intracerebral hemorrhage in the bilateral striatum. Neural Regen Res. 18 (2), 344-349 (2023).
  12. Uzdensky, A. B. Photothrombotic stroke as a model of ischemic stroke. Transl Stroke Res. 9 (5), 437-451 (2018).
  13. Wen, Z., et al. The effect of anterior communicating artery flow on neurovascular injury and neurobehavioral outcomes in mice with recurrent stroke. Brain Res. 1724, 146440(2019).
  14. Shvedova, M., et al. Modified middle cerebral artery occlusion model provides detailed intraoperative cerebral blood flow registration and improves neurobehavioral evaluation. J Neurosci Methods. 358, 109179(2021).
  15. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. J Vis Exp. (51), (2011).
  16. Zhang, Y., et al. Treadmill exercise promotes neuroprotection against cerebral ischemia-reperfusion injury via downregulation of pro-inflammatory mediators. Neuropsychiatr Dis Treat. 12, 3161-3173 (2016).
  17. Chen, J., et al. Therapeutic benefit of intravenous administration of bone marrow stromal cells after cerebral ischemia in rats. Stroke. 32 (4), 1005-1011 (2001).
  18. Hsu, Y. M., Yin, M. C. EPA or DHA enhanced oxidative stress and aging protein expression in brain of d-galactose treated mice. Biomedicine (Taipei). 6 (3), 17(2016).
  19. Sayed, M. A., et al. Stroke promotes the development of brain atrophy and delayed cell death in hypertensive rats. Sci Rep. 10 (1), 20233(2020).
  20. Kotoda, M., et al. Role of myeloid lineage cell autophagy in ischemic brain injury. Stroke. 49 (6), 1488-1495 (2018).
  21. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  22. Maddahi, A., Kruse, L. S., Chen, Q. W., Edvinsson, L. The role of tumor necrosis factor-alpha and TNF-alpha receptors in cerebral arteries following cerebral ischemia in rat. J Neuroinflammation. 8, 107(2011).
  23. Mojsilovic-Petrovic, J., et al. Hypoxia-inducible factor-1 (HIF-1) is involved in the regulation of hypoxia-stimulated expression of monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1/CCL2) and MCP-5 (Ccl12) in astrocytes. J Neuroinflammation. 4, 12(2007).
  24. Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: a review. Biomed Pharmacother. 131, 110686(2020).
  25. Qiao, M., et al. Development of a model of recurrent stroke consisting of a mild transient stroke followed by a second moderate stroke in rats. J Neurosci Methods. 184 (2), 244-250 (2009).
  26. Fan, C., et al. Reduced severity of outcome of recurrent ipsilateral transient cerebral ischemia compared with contralateral transient cerebral ischemia in rats. J Stroke Cerebrovasc Dis. 26 (12), 2915-2925 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Erratum


Formal Correction: Erratum: Investigating Ischemic Stroke Recurrent Injury in a Secondary Middle Cerebral Artery Occlusion Model in Mouse
Posted by JoVE Editors on 1/01/1970. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68806

Tags

Recidiverende beroerteMCAO-muismodelrecidiverende beroerteneurobehaviorale tekortenlocomotorische activiteitinflammatoire markershistopathologische evaluatieneuroprotectieve therapieën

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.