Methodenartikel

Functionele cardiale beeldvorming in zebravisembryo's met behulp van standaardmicroscopie en videoanalyse: toepassingen in milieu- en biomedisch onderzoek

DOI:

10.3791/68941

⸱

10 oktober 2025

 ,  ,  ,  , 
1Medical Faculty, Department of Pathophysiology, University of Belgrade, 2Faculty of Electronic Engineering, University of Nis

In dit artikel

Erratum-melding

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft een goedkope lichtmicroscopiemethode om de cardiale morfologie en functie in zebravisembryo's te beoordelen, waardoor een reproduceerbare evaluatie van ontwikkelingscardiotoxiciteit mogelijk is zonder dat er geavanceerde beeldvormingssystemen nodig zijn.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zebravissen (Danio rerio) worden veel gebruikt als model van gewervelde dieren in cardiovasculair onderzoek vanwege hun genetische gelijkenis met mensen, optische transparantie tijdens de vroege ontwikkeling en ontvankelijkheid voor in vivo beeldvorming. Dit manuscript presenteert een gestandaardiseerd, toegankelijk protocol voor het beoordelen van de cardiale morfologie en functie in zebravisembryo's 96 uur na de bevruchting (hpf) met behulp van helderveldlichtmicroscopie. De methode omvat het verzamelen van embryo's, morfologische screening, immobilisatie bij agarose, video-opname van het kloppende hart en beeldgebaseerde analyse van cardiale parameters zoals ventriculaire afmetingen, slagvolume, hartslag, ejectiefractie en cardiaal output. Berekeningen zijn gebaseerd op geometrische benaderingen van het ventrikel met behulp van open-source software (bijv. ImageJ, Zembryo Analyzer). Het protocol maakt een kwantitatieve beoordeling van de cardiale prestaties mogelijk met behulp van algemeen beschikbare apparatuur, waardoor het geschikt is voor laboratoria met beperkte middelen en high-throughput screenings. In deze studie werden 96 hpf zebravislarven geanalyseerd door het kloppende hart onder een lichtmicroscoop vast te leggen. De belangrijkste gemeten cardiale parameters waren onder meer ventriculaire afmetingen, die werden gebruikt om het slagvolume en de hartslag te berekenen, bepaald door slagen per minuut. Hieruit werden de ejectiefractie en het hartminuutvolume afgeleid om de algehele cardiale prestaties te beoordelen. Representatieve resultaten van gezonde embryo's vertoonden consistente ventriculaire contractie en robuuste functionele indices, terwijl embryo's die werden blootgesteld aan cadmium een verminderde cardiale morfologie en een significant verminderd hartminuutvolume vertoonden. Over het algemeen is de methode belangrijk voor het detecteren van ontwikkelingscardiotoxiciteit en biedt het een reproduceerbare, niet-invasieve benadering voor het evalueren van de hartfunctie in vivo tijdens de vroege ontwikkeling van zebravissen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zebravissen (Danio rerio) zijn naar voren gekomen als een prominent modelorganisme voor gewervelde dieren in cardiovasculair onderzoek vanwege hun genetische homologie met mensen, externe bevruchting, optische transparantie van embryo's en snelle ontwikkeling 1,2. Deze kenmerken, gecombineerd met kosteneffectiviteit en schaalbaarheid, maken zebravissen bijzonder geschikt voor de studie van vroege cardiale morfogenese, aangeboren hartafwijkingen en ontwikkelingscardiotoxiciteit3. Hun relevantie wordt verder versterkt door de hoge conservering van genen en signaalroutes die de ontwikkeling van het hart bij gewervelde soorten reguleren4. In het bijzonder hebben zebravismodellen aanzienlijk bijgedragen aan het begrijpen van de genetische en fysiologische basis van hartvorming, hermodellering en functioneren onder zowel normale als pathologische omstandigheden 5,6.

Structureel bestaat het hart van de zebravis uit een enkel atrium en een enkel ventrikel, lineair met elkaar verbonden, zonder de septatie die typisch is voor het hart met vier kamers van zoogdieren. Desondanks recapituleert het hart van de zebravis de belangrijkste aspecten van de menselijke hartfysiologie, waaronder de aanwezigheid van endocardiale en myocardiale lagen, een hartgeleidingssysteem, ritmische contractiele activiteit en regulatie door neurohormonale factoren 7,8. Belangrijk is dat het hart van de zebravis belangrijke morfogenetische gebeurtenissen vertoont, waaronder de rechtse lus van de hartbuis en de daaropvolgende uitzetting en afbakening van hartkamers, die lijken op die in de menselijke embryonale ontwikkeling9. Bovendien behoudt het hart van de zebravis veel van de elektrofysiologische en hemodynamische eigenschappen die worden gezien bij hogere gewervelde dieren, waaronder voortplanting van actiepotentiaal, contractiliteitsmodulatie en calciumcyclusdynamiek7.

Gezien deze overeenkomsten zijn zebravissen naar voren gekomen als een cruciaal model in de toxicologie, vooral voor het evalueren van hoe blootstelling aan chemicaliën de ontwikkeling en functie van het hart beïnvloedt10. Een van de belangrijkste beperkingen op dit gebied blijft echter de afhankelijkheid van technisch veeleisende beeldvormingstechnieken. Conventionele methoden met hoge resolutie, zoals confocale of light-sheet microscopie, of transgene lijnen die fluorescerende cardiale markers tot expressie brengen, zijn weliswaar krachtig, maar duur en vereisen een aanzienlijke technische infrastructuur11. Deze beperkingen beperken de bredere implementatie van cardiale fenotypering op basis van zebravissen, met name in omgevingen met beperkte middelen of voor toepassingen die high-throughput screening vereisen12.

Er is daarom een groeiende behoefte aan methodologische benaderingen die een betrouwbare beoordeling van de hartfunctie mogelijk maken met behulp van algemeen beschikbare instrumenten. De bestaande literatuur bevat voorbeelden van dergelijke vereenvoudigde methoden, waaronder beeldvorming op basis van helderveld- of lichtmicroscopie in combinatie met handmatige of semi-geautomatiseerde metingen13,14. Deze technieken zijn echter niet altijd gestandaardiseerd en variëren vaak tussen onderzoeksgroepen in termen van protocol, timing en beeldanalyseparameters. Deze variabiliteit belemmert de reproduceerbaarheid en beperkt de vergelijkende waarde van studies, met name op gebieden zoals embryotoxicologie, farmacologie of ecotoxicologie, waar kwantitatieve cardiovasculaire eindpunten steeds vaker worden gebruikt als indicatoren voor ontwikkelingsveiligheid15.

In deze context bieden zebravissen een waardevol model voor het screenen van ontwikkelingscardiotoxiciteit in vivo. Regelgevende instanties en wetenschappelijke consortia hebben in toenemende mate het belang van zebravissen in dit gebied erkend, vooral gezien hun vermogen om subtiele veranderingen in de hartfunctie te detecteren die kunnen voorafgaan aan structurele misvormingen of dodelijkheid14. Het transparante embryo maakt directe visualisatie van het kloppende hart mogelijk, waardoor in de tijd opgeloste, live beoordeling van de hartprestaties mogelijk is zonder dat er invasieve procedures nodig zijn. Bovendien vergemakkelijkt de eenvoud van de hartanatomie van de zebravis de kwantificering van de atriale en ventriculaire dynamiek, inclusief kamerafmetingen en slagparameters, met behulp van basisbeeldvormingstechnieken15.

Het overkoepelende doel van de methode die in dit artikel wordt beschreven, is het bieden van een toegankelijke, reproduceerbare benadering voor de morfofunctionele beoordeling van de embryonale cardiale prestaties van zebravissen met behulp van standaard lichtmicroscopie. Door zich te concentreren op eenvoudige video-acquisitie en post hoc beeldanalyse, wil de techniek de methodologische kloof tussen beeldvorming met hoge resolutie en kwalitatieve observationele scoring opvullen. Dit protocol kan worden aangepast aan verschillende laboratoriumomgevingen en middelenniveaus, en is met name van toepassing op toxicologische, farmacologische of genetische onderzoeken die gericht zijn op de evaluatie van de hartfunctie.

Naast de praktische voordelen draagt het protocol bij aan het veld door een geconsolideerde, stapsgewijze workflow te bieden die veelgebruikte technieken combineert in één reproduceerbare pijplijn. Hoewel er in de literatuur vergelijkbare benaderingen bestaan, zijn er maar weinig die dit niveau van integratie met visuele documentatie bieden, wat een bredere acceptatie en standaardisatie kan ondersteunen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures met zebravisembryo's werden uitgevoerd in overeenstemming met de institutionele richtlijnen voor dierenverzorging en -gebruik die zijn goedgekeurd door de lokale ethische commissie. Het houden van zebravissen en het manipuleren van embryo's werden uitgevoerd in overeenstemming met de Europese Richtlijn 2010/63/EU betreffende de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt. De reagentia en de apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Onderhoud van zebravissen en verzameling van embryo's

  1. Houd volwassen zebravissen (Danio rerio) in een recirculerend aquariumsysteem bij 28 °C± 1 °C onder een lichtcyclus van 14 uur / 10 uur donker.
  2. Voer de vissen driemaal daags met een eiwitrijk commercieel vlokken- of korrelvoer dat geschikt is voor zebravissen.
  3. Breng in de late namiddag volwassen zebravissen over naar kweekbakken die zijn uitgerust met een transparant gaas om de vissen van de bodem van het aquarium te scheiden. Gebruik een man-vrouwverhouding van 2:3, 's nachts gescheiden door een verwijderbare verdeler.
  4. Verwijder de volgende ochtend de verdeler en voeg 50-100 ml koud aquariumwater toe om het paaien op gang te brengen.
  5. Verwijder na de bevruchting (binnen 30-60 minuten) volwassen vissen uit de kweekbak om predatie van embryo's te voorkomen.
  6. Verzamel embryo's met behulp van een plastic pasteurpipet en breng ze over naar steriele petrischaaltjes gevuld met E3-embryomedium.
    OPMERKING: E3 embryomedium is een gebufferde zoutoplossing die de ionische samenstelling van extracellulaire vloeistof van zebravissen nabootst. Bereid E3-medium door 580 mg NaCl, 27 mg KCl, 97 mg CaCl2.2H 2 Oen 163 mg MgCl2·6H2O op te lossen in ongeveer 800 ml ultrapuur gedestilleerd water. Stel de pH in op 7,2 met 1 N NaOH of HCl. Zodra de pH is aangepast en stabiel is, brengt u het totale volume op 1.000 ml met gedestilleerd water. Steriliseer de oplossing door deze door een membraanfilter van 0,22 μm te filtreren. Voeg 100 μL 1% methyleenblauw per liter toe om schimmelgroei te voorkomen. Bewaar het bereide E3-medium voor gebruik bij 4 °C en verwarm tot kamertemperatuur.
  7. Incubeer embryo's bij 28,5 °C in een incubator met een gecontroleerde licht/donkercyclus (14 uur/10 uur).
    OPMERKING: Beperk het aantal embryo's per petrischaaltje (bijv. 50 per schaaltje van 100 mm) om overbevolking te voorkomen, wat hypoxie en ontwikkelingsstoornissen kan veroorzaken.
  8. Vervang het E3-medium dagelijks om optimale ontwikkelingsomstandigheden te behouden.

2. Selectie van morfologisch normale embryo's

  1. Ongeveer 6 uur na de bevruchting (hpf; tijd verstreken sinds de bevruchting) worden de bevruchte embryo's overgebracht naar een schoon petrischaaltje met vers E3-medium.
  2. Onderzoek embryo's onder een stereomicroscoop met een vergroting van 40x.
  3. Gooi alle embryo's weg die tekenen van ontwikkelingsafwijking vertonen, waaronder:
    1. Gecoaguleerde embryo's: Identificeer aan de hand van hun ondoorzichtige of witte uiterlijk, korrelige textuur en afwezigheid van te onderscheiden interne structuren. Coagulatie is een teken van niet-levensvatbaarheid en treedt meestal op binnen de eerste paar uur na de bevruchting.
    2. Vertraagde ontwikkeling: Sluit embryo's uit die niet zijn gevorderd tot het verwachte morfologische stadium (bijv. gebrek aan epibolie of onregelmatige cellulaire rangschikking), wat wijst op verminderde levensvatbaarheid.
    3. Afwijkingen in de dooierzak: Zoek naar gescheurde, onregelmatige of asymmetrische dooierzakken die kunnen duiden op een gebrekkige ontwikkeling of osmotische onbalans.
    4. Externe misvormingen: Sluit embryo's uit met gedraaide lichaamsassen, onregelmatige celmassaverdeling of abnormale vormen van het chorion.
    5. Slechte chorionintegriteit: Gebruik de embryo's niet met ingeklapte, verschrompelde of gescheurde chorionen, omdat deze onderhevig kunnen zijn aan mechanische of osmotische stress.
  4. Bewaar alleen embryo's die aan alle volgende criteria voldoen: (1) Transparante en symmetrische lichaamsvorm, (2) Uniforme epibolyprogressie met gladde cellulaire gelaagdheid, (3) Duidelijk zichtbaar blastoderm en intact bolvormig chorion.
    OPMERKING: Bij 6 hpf is een morfologisch normaal zebravisembryo koepelvormig met een duidelijk gedefinieerd blastoderm dat de bovenkant van de dooier omhult. Het cytoplasma moet gelijkmatig verdeeld zijn, zonder korrelige spikkels en zonder tekenen van fragmentatie of klontering.

3. Cardiale beeldvorming met behulp van lichtmicroscopie

  1. Monteer bij 96 hpf embryo's afzonderlijk in 35 mm petrischaaltjes met glazen bodem gevuld met E3-medium.
  2. Bereid 1,2% agarose met een laag smeltpunt in E3 medium en verwarm voor op 37-38 °C. Houd de temperatuur op peil met behulp van een warmteblok of waterbad.
  3. Veranker elk embryo in agarose en oriënteer het voorzichtig lateraal met een fijne tang voordat de agarose stolt.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het hart duidelijk zichtbaar is en naar zijwaarts is gericht, met zowel het atrium als het ventrikel in hetzelfde brandpuntsvlak.
  4. Gebruik een omgekeerde lichtmicroscoop uitgerust met een digitale camera om video's met een hoge resolutie van 30 seconden op te nemen die specifiek zijn gericht op het hartgebied van de zebravisembryo's. Leg video's vast met een vergroting van 40× of 100× om een duidelijke visualisatie van hartstructuren en hartslagen te garanderen.
    1. Neem de video's op met een framesnelheid van 30 frames per seconde (fps) in ongecomprimeerde of minimaal gecomprimeerde formaten (bijv. AVI of MOV) om de beeldkwaliteit te behouden en een nauwkeurige analyse van de dynamiek van de cardiale beweging mogelijk te maken. Deze opstelling maakt een gedetailleerde beoordeling mogelijk van functionele parameters zoals hartslag, contractieritme en kamermorfologie.

4. Beeldanalyse en meting van de hartfunctie

  1. Handmatige metingen in ImageJ
    1. Video's importeren. Open video's in ImageJ met behulp van File > Import > AVI. Converteer de video indien nodig naar een afbeeldingsstapel via Afbeeldingen > stapels > Afbeeldingen naar stapel converteren.
    2. Kalibreer de meetschaal. Gebruik Analyseer > Schaal instellen, voer de bekende velddiameter in (bijvoorbeeld 4 mm voor een objectief van 10×) en schakel de optie Algemeen in om de schaal op alle metingen toe te passen.
    3. Definieer Regions of Interest (ROI). Gebruik de ROI-tools (lijn, veelhoek, rechthoek) om de lange en korte ventriculaire assen te markeren tijdens de eindsystole en de einddiastole (Figuur 1). Beheer ROI's via Analyze > Tools > ROI Manager.
  2. Meet de diameters en oppervlakken voor het berekenen van functionele parameters (aanvullend bestand 1)
    1. Bepaal het ventriculaire oppervlak (met behulp van de ellipsbenadering) met behulp van vergelijking 1:
      VA = ((D_L - D_S)/2) × π (1)
      Waarbij DL = lange diameter, DS = korte diameter.
    2. Schat het ventriculaire volume op ED en ES met behulp van de ellipsoïde volumeformule (vergelijking 2)
      VV = (1/6) × π × D_L × D_S² (2)
    3. Bereken fractionele oppervlakteverandering (FAC) en fractionele verkorting (FS) met behulp van vergelijking 3 en vergelijking 4:
      FAC (%) = ((VAD - VAS) / VAD) × 100 (3)
      FS (%) = ((D_L - D_S) / D_L) × 100 (4)
      Waarbij VAD = ventriculair gebied op ED; VAS = ventriculair gebied bij ES; DDL = lange as op ED; DSS = korte as op ES.
    4. Bepaal het slagvolume (SV) met behulp van vergelijking 5:
      SV = VVD - VVS (5)
    5. Bereken de ejectiefractie (EF) met behulp van vergelijking 6:
      EF (%) = (SV / VVD) × 100 (6)
  3. Geautomatiseerde analyse in ZembryoAnalyzer
    1. Start en laad de vastgelegde video. Open ZembryoAnalyzer (beschikbaar op: https://github.com/darkopuflovic/ZembryoAnalyser) en gebruik Bestand > Video openen om de gewenste video te importeren.
    2. Voer de automatische detectie van het hartgebied uit. Klik op de knop Heart detecteren om de software automatisch het interessegebied (ROI) te laten lokaliseren op basis van helderheidsfluctuaties in videoframes. Pas de ROI indien nodig handmatig aan met behulp van rechthoek-, ellips- of polygoongereedschappen.
    3. Voer de automatische hartslagschatting uit. Laat de software helderheidsveranderingen binnen de gedetecteerde ROI analyseren. De hartslag wordt berekend door periodieke pieken in intensiteit te identificeren. Het algoritme past drempelfiltering toe om ruis en valse positieven te verwijderen, waardoor een nauwkeurige beatdetectie wordt gegarandeerd.
    4. Exporteer de resultaten. Exporteer de hartslaggegevens en de bijbehorende intensiteitsgrafieken met behulp van Exporteren > PDF of Exporteren > Excel. Sla de onbewerkte gegevens eventueel op in CSV- of JSON-indeling voor downstream statistische verwerking.
  4. Bereken het hartminuutvolume (CO) met behulp van vergelijking 7:
    CO = SV × HR (7)

5. Beoordeling van de toepasbaarheid van het protocol bij cardiotoxiciteitstesten met behulp van toxische stoffen

  1. Weeg cadmiumchloride af en bereid een werkoplossing door deze direct in E3-medium op te lossen tot een eindconcentratie van 3 mg/l.
  2. Breng de embryo's 24 uur na de bevruchting (hpf) over in petrischaaltjes met de cadmiumoplossing.
  3. Incubeer de embryo's in de cadmiumoplossing tot 96 hpf bij 28 °C± 1 °C met een licht/10-uurs donkercyclus.
  4. Vervang de cadmiumoplossing dagelijks om een consistente blootstelling te behouden.
  5. Neem bij 96 hpf hartvideo's met hoge resolutie op, zoals eerder beschreven, van de embryo's voor daaropvolgende meting en analyse van cardiale functieparameters.
    OPMERKING: Gebruik dit protocol voor blootstelling aan cadmium om ontwikkelingscardiale toxiciteit in zebravisembryo's te simuleren, zoals beschreven in een eerdere studie16.

6. Gegevensbeheer en replica's

  1. Noteer alle metingen in gestructureerde spreadsheets. Vermeld embryo-ID, behandelingsgroep en alle berekende parameters.
  2. Zorg ervoor dat ten minste 20-30 embryo's per groep worden geanalyseerd op statistische betrouwbaarheid.
    OPMERKING: Video-opnamen van het hartgebied kunnen op een later tijdstip worden opgeslagen en geanalyseerd zonder de nauwkeurigheid van morfometrische of functionele metingen in gevaar te brengen. In onze interne vergelijkingen waren de resultaten van onmiddellijke en vertraagde analyses consistent voor alle belangrijke cardiale parameters, wat de reproduceerbaarheid van vertraagde videogebaseerde beoordeling ondersteunt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol maakt kwantitatieve analyse mogelijk van de hartontwikkeling van zebravissen 96 uur na de bevruchting (hpf), inclusief structurele en functionele parameters zoals ventrikelgrootte, contractiliteit, slagvolume en ejectiefractie.

Figuur 2 toont representatieve helderveldbeelden van het zebravisventrikel bij einddiastole (ED) en eindsystole (ES), samen met bijbehorende staafdiagrammen met metingen van het gemiddelde vent...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een van de belangrijke stappen in dit protocol is de nauwkeurige identificatie en selectie van morfologisch normale embryo's 6 uur na de bevruchting (hpf). Embryo's die tekenen van coagulatie, ontwikkelingsachterstand of structurele anomalieën vertonen, kunnen de consistentie en interpreteerbaarheid van cardiovasculaire metingen aanzienlijk in gevaar brengen. De vroege verwijdering van niet-levensvatbare of misvormde embryo's zorgt voor een betrouwbare basislijn voor het beoordelen van d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd gefinancierd door het Ministerie van Wetenschap, Technologische Ontwikkeling en Innovatie van de Republiek Servië, via een institutionele financieringsovereenkomst met de Universiteit van Belgrado, Faculteit der Geneeskunde, voor de uitvoering en financiering van onderzoeksactiviteiten in 2025. Het contractregistratienummer voor institutionele financiering in 2025 is 451-03-137/2025-03/200110. Wij verzoeken u vriendelijk dit nummer op te nemen in de dankbetuigingen van alle publicaties die voortvloeien uit de gehonoreerde deelprojecten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.22 µm membraanfilterMilliporeSLGP033RS0.22 µm membraanfilter
1 N HCl-oplossingSigma-Aldrich320331Zoutzuur-oplossing voor pH-aanpassing
1 N NaOH-oplossingSigma-Aldrich72068Natriumhydroxide-oplossing voor pH-aanpassing
Volwassen zebravis (Danio rerio)Lokale fokfaciliteitN/AModelorganisme
Fokbakken met gaas//Scheiden van volwassenen voor het uitzetten
CaCl?·2H?OSigma-AldrichC5670Calciumchloridedihydraat, reagenskwaliteit
CadmiumchlorideSigma-Aldrich202908Toxicant gebruikt voor blootstelling bij 3 mg/L
Commercieel zebravisvoerMini Gran, Nutri Pet, Gornji Milanovac/Hoog-eiwit flake of korrelige voer geschikt voor zebravissen
Digitale camera (microscoop)Hamamatsu PhotonicsORCA-Flash4.0 V3Camera voor video-opname bij 30 fps
Heat blockEppendorf5382000010Temperatuurgestuurd verwarmingsapparaat
ImageJ SoftwareNIHhttps://imagej.nih.gov/ij/Open-source beeldverwerkingssoftware
Omgekeerde lichtmicroscoopNikonTi2-EMicroscoop met digitale camera, 40× en 100× objectieven
KClSigma-AldrichP3911Kaliumchloride, reagenskwaliteit
Agar-agar met laag smeltpunt (1,2%)Thermo Fisher Scientific16520050Voor het insluiten van embryo's
Methyleenblauw (1%)Sigma-AldrichM9140Antischimmelmiddel toegevoegd aan E3-medium
MgCl?·6H?OSigma-AldrichM9272Magnesiumchloride hexahydraat, reagenskwaliteit
NaClSigma-AldrichS9888Natriumchloride, reagenskwaliteit
Steriele petrischalen (100 mm)Corning430167Kunststof petrischalen voor embryocultuur
Steriele petrischalen (35 mm)MatTek CorporationP35G-1.5-14-CGlasbodem petrischalen voor het monteren van embryo's
Ultrapuur gedestilleerd waterMilliporeMilli-Q ReferenceWater voor oplossingsbereiding
ZembryoAnalyzer SoftwareGitHub (Darko Puflovic)https://github.com/darkopuflovic/ZembryoAnalyserSoftware voor hartfunctie-analyse

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: from preclinical modelling to clinical trials. Nat RevDrug Discov. 20 (8), 611-628 (2021).
  2. Adhish, M., Manjubala, I. Effectiveness of zebrafish models in understanding human diseases-A review of models. Heliyon. 9 (3), e14129(2023).
  3. Narumanchi, S., et al. Zebrafish heart failure models. Front Cell Dev Biol. 9, 662583(2021).
  4. Clément, Y., Torbey, P., Gilardi-Hebenstreit, P., Crollius, H. R. Enhancer-gene maps in the human and zebrafish genomes using evolutionary linkage conservation. Nucleic Acids Res. 48 (5), 2357-2371 (2020).
  5. Kemmler, C. L., Riemslagh, F. W., Moran, H. R., Mosimann, C. From stripes to a beating heart: Early cardiac development in zebrafish. J Cardiovasc Dev Dis. 8 (2), 17(2021).
  6. Bowley, G., et al. Zebrafish as a tractable model of human cardiovascular disease. Br J Pharmacol. 179 (5), 900-917 (2022).
  7. Echeazarra, L., Hortigón-Vinagre, M. P., Casis, O., Gallego, M. Adult and developing zebrafish as suitable models for cardiac electrophysiology and pathology in research and industry. Front. Physiol. 11, 607860(2021).
  8. Foo, Y. Y., et al. Effects of extended pharmacological disruption of zebrafish embryonic heart biomechanical environment on cardiac function, morphology, and gene expression. Dev Dyn. 250 (12), 1759-1777 (2021).
  9. M Männer, J. The functional significance of cardiac looping: comparative embryology, anatomy, and physiology of the looped design of vertebrate hearts. J Cardiovasc Dev Dis. 11 (8), 252(2024).
  10. Park, H., Yun, B. H., Lim, W., Song, G. Dinitramine induces cardiotoxicity and morphological alterations on zebrafish embryo development. AquatToxicol. 240, 105982(2021).
  11. Schlaeppi, A., Graves, A., Weber, M., Huisken, J. Light sheet microscopy of fast cardiac dynamics in zebrafish embryos. J Vis Exp. 174, e62741(2021).
  12. Motta, E. R. Development of microscopy strategies for rapid imaging of zebrafish heart development. Doctoral dissertation. , Université de Strasbourg. https://theses.fr/2020STRAJ043 (2020).
  13. Spomer, W., Pfriem, A., Alshut, R., Just, S., Pylatiuk, C. High-throughput screening of zebrafish embryos using automated heart detection and imaging. J Lab Autom. 17 (6), 435-442 (2012).
  14. Santoso, F., et al. An overview of methods for cardiac rhythm detection in zebrafish. Biomed. 8 (9), 329(2020).
  15. Teixidó, E., et al. Automated morphological feature assessment for zebrafish embryo developmental toxicity screens. Toxicol Sci. 167 (2), 438-449 (2019).
  16. Mitovic, N., et al. Cadmium significantly changes major morphometrical points and cardiovascular functional parameters during early development of zebrafish. Environ Toxicol. Pharmacol. 87, 103723(2021).
  17. Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  18. Spomer, W., Pfriem, A., Alshut, R., Just, S., Pylatiuk, C. High-throughput screening of zebrafish embryos using automated heart detection and imaging. J Lab Autom. 17 (6), 435-442 (2012).
  19. Hou, J. H., Kralj, J. M., Douglass, A. D., Engert, F., Cohen, A. E. Simultaneous mapping of membrane voltage and calcium in zebrafish heart in vivo reveals chamber-specific developmental transitions in ionic currents. Front Physiol. 5, 344(2014).
  20. Liebling, M., et al. Four-dimensional cardiac imaging in living embryos viapostacquisition synchronization of nongated slice sequences. J Biomed Opt. 10 (5), 054001(2005).
  21. Hernandez, R. E., Galitan, L., Cameron, J., Goodwin, N., Ramakrishnan, L. Delay of initial feeding of zebrafish larvae until 8 days postfertilization has no impact on survival or growth through the juvenile stage. Zebrafish. 15 (5), 515-518 (2018).
  22. Sargazi, S., et al. Fluorescent-based nanosensors for selective detection of a wide range of biological macromolecules: A comprehensive review. Int J Biol Macromol. 206, 115-147 (2022).
  23. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
  24. Bakkers, J. Zebrafish as a model to study cardiac development and human cardiac disease. Cardiovasc Res. 91 (2), 279-288 (2011).
  25. Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
  26. Aleström, P., et al. Zebrafish: Housing and husbandry recommendations. Lab Anim. 54 (3), 213-224 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Erratum

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Functional Cardiac Imaging in Zebrafish Embryos Using Standard Microscopy and Video Analysis: Applications in Environmental and Biomedical Research
Posted by JoVE Editors on 2/09/2026. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68941

Trefwoorden

Zebrafish Cardiac ImagingCardiac Function AnalysisBrightfield MicroscopyVentricular DimensionsStroke VolumeHeart RateEjection FractionCardiac OutputEmbryonic Cardiotoxicity

Gerelateerde artikelen