Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

In vivo Registratie van hele cellen van peptiderge neuronen in larvale zebravissen

788 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68943

⸱

22 augustus 2025

 ,  ,  , 
1School of Life Sciences, Shanghai University, 2Division of Biology and Biological Engineering, California Institute of Technology

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel presenteert een protocol voor in vivo registratie van elektrische activiteit van hypothalamische peptiderge neuronen met behulp van elektrofysiologie van de hele cel patch-clamp in intacte larvale zebravissen.

Samenvatting

De hypothalamus is een oud hersengebied dat verschillende aspecten van fysiologie en gedrag reguleert, waaronder slaap en waakzaamheid, eetlust, energiehomeostase, angst, depressie en sociale interactie. Specifieke neuronale populaties in de hypothalamus oefenen hun effecten uit via de afgifte van neurotransmitters en neuropeptiden. Patch-clamp-opname van hele cellen is een onmisbare benadering voor het bestuderen van de rol van deze factoren in synaptische transmissie en hersenfunctie. Het is echter een uitdaging om toegang te krijgen tot hypothalamische neuronen voor elektrofysiologische opnames bij intacte zoogdieren vanwege hun locatie diep in de hersenen. Als gevolg hiervan is ons begrip van de intrinsieke eigenschappen en fysiologische functies van hypothalamische neuronen beperkt. De larvale zebravis is een nuttig alternatief model om hypothalamische neuronen te bestuderen vanwege zijn transparante en kleine, maar goed geconserveerde hersenen van gewervelde dieren. Hier presenteren we een protocol voor in vivo patch-clamp-opnames van hele cellen van hypothalamische neuronen in intacte larvale zebravissen. Met behulp van deze techniek kunnen we peptiderge neuronen in de hypothalamus registreren, de reacties van deze neuronen op sensorische stimuli onderzoeken en hun effecten op stroomafwaartse neuronen onderzoeken. Deze experimentele techniek biedt dus een nuttige benadering om de fysiologische functies van hypothalamische neuropeptiderge neuronen bij intacte dieren te bestuderen.

Inleiding

Als een populair diermodel van gewervelde dieren worden zebravissen (Danio rerio) veel gebruikt in neurowetenschappelijk onderzoek en hebben ze verschillende voordelen1. Hun aanvulling van genen en hersenarchitectuur is sterk geconserveerd bij zoogdieren, en ze hebben een rijk gedragsrepertoire, waardoor ze nuttig zijn om genetische en neuronale mechanismen te bestuderen die ten grondslag liggen aan gedrag zoals slaap, angst, depressie en sociale interactie 2,3,4,5,6 . Hun kleine formaat en lage onderhoudskosten maken ze ideaal voor high-throughput screening van genen of geneesmiddelen gericht op de behandeling van neuropsychiatrische aandoeningen 7,8. Ten slotte maakt de optische transparantie van larvale zebravissen, gecombineerd met geavanceerde light-sheet microscooptechnieken en de beschikbaarheid van meerdere fluorescerende reporters, ze bijzonder geschikt voor het monitoren van neuronale en astrogliale activiteit met cellulaire resolutie in de hele hersenen 9,10,11.

De hypothalamus van de zebravis, die zich diep in het ventrale diencephalon bevindt, is anatomisch en moleculair geconserveerd met de hypothalamus van zoogdieren, maar is 2-3 ordes van grootte kleiner, wat een eenvoudiger systeem biedt om de hypothalamusfunctie te bestuderen12. Hypothalamische neuronen vormen uitgebreide synaptische verbindingen met meerdere hersengebieden, waaronder de thalamus, hersenstam, hypofyse en telencephalon, waardoor ze fysiologische homeostase, neuro-endocriene signalering en autonoom gedrag reguleren13,14. Een dergelijke modulatie van gedrag en fysiologie is grotendeels gebaseerd op neuropeptiden, dit zijn aminozuren met een korte keten die werken door zich te binden aan G-proteïne-gekoppelde receptoren (GPCR's)15. In tegenstelling tot de afgifte van snelwerkende aminozuurneurotransmitters in de synaps, kunnen neuropeptiden over langere afstanden diffunderen via volumetransmissie en langzame modulerende effecten hebben op synaptische transmissie en neuronale exciteerbaarheid16.

Recente studies bij zebravissen hebben verschillende functies van hypothalamische neuropeptiden onthuld door middel van multidisciplinaire benaderingen, zoals calciumbeeldvorming van de hele hersenen, eencellige RNA-sequencing, high-throughput gedragsanalyse en neuronale circuitmapping 4,12,17,18. Deze opkomende technieken hebben ons vermogen getransformeerd om cellulaire diversiteit op grote schaal te karakteriseren, moleculaire mechanismen te overbruggen met neuropeptidefuncties op circuitniveau en neurale circuits in kaart te brengen die ten grondslag liggen aan specifiek gedrag19,20. Deze benaderingen blijven echter beperkt in hun vermogen om de snelle fysiologische dynamiek en precieze synaptische mechanismen op te lossen die ten grondslag liggen aan de neuropeptidefunctie.

De patch-clamp-techniek, ontwikkeld door Neher en Sakmann, blijft de gouden standaard voor het onderzoeken van neuronale fysiologie vanwege de ongeëvenaarde temporele resolutie en biofysische precisie, waardoor directe meting van membraanpotentiaalfluctuaties, synaptische stromen en ionkanaaldynamiek mogelijk is21,22. Deze techniek is vooral van onschatbare waarde voor het bestuderen van neuropeptiderge cellen, waarvan de karakteristieke barstpatronen en neuromodulerende invloeden directe elektrofysiologische metingen vereisen om hun rol in gedrag en homeostase volledig te begrijpen 15,16,23.

Hier hebben we een geoptimaliseerd protocol ontwikkeld dat betrouwbare patch-clamp-opnames van hele-cel patch-clamp-opnames van larvale zebravissen hypothalamische peptiderge neuronen mogelijk maakt, ondanks de technische uitdagingen die de diepe anatomische locatie van deze neuronen met zich meebrengt. Deze methodologie biedt directe toegang tot de elektrische activiteit van deze cellen, waardoor gedetailleerd onderzoek mogelijk is naar hun reacties op visuele en auditieve stimulus (Figuur 1). Door patch-clamp elektrofysiologie te integreren met optogenetica, kunnen we functionele connectiviteit tussen hypothalamische circuits en stroomafwaartse neuronen nauwkeurig karakteriseren (Figuur 2 en Figuur 3), waardoor de studie van neuropeptiden in fysiologische homeostase en gedragscontrole wordt vergemakkelijkt. Deze benadering overbrugt een kritieke leemte in neurowetenschappelijk onderzoek, waardoor mechanistische verkenning van de functie van hypothalamische neuronen op biofysisch, cellulair en circuitniveau tegelijkertijd mogelijk is.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten werden goedgekeurd door het Institutional Care and Use Committee (IACUC) van de Shanghai University (dierprotocol YS 2025-169) en IACUC van het California Institute of Technology (dierprotocol 1836). Zebravissen werden vanaf 5 tot 7 dagen na de bevruchting (dpf) gevoed met raderdiertjes en gebruikt voor experimenten. In dit stadium van ontwikkeling wordt het geslacht nog niet bepaald. Voor de kweek werden volwassen zebravissen op een parelmoer [mitfa(w2/w2)] achtergrond24 gebruikt.

1. Oplossingen en recepten

  1. Bereid E3-medium voor met 5 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,33 mM CaCl2 en 0,33 mM MgSO4. Stel de oplossing met NaOH in op pH 7,2. Bewaren bij kamertemperatuur voor gebruik binnen 1 maand.
  2. Bereid de extracellulaire oplossing voor die 134 mM NaCl, 2,9 mM KCl, 2,1 mM CaCl2, 1,2 mM MgCl2, 10 mM HEPES en 10 mM glucose bevat. De osmolaliteit van de extracellulaire oplossing is ~290 mOsmol L-1. Breng de oplossing met NaOH op pH 7,8. Bewaren bij 4 °C voor gebruik binnen 1 maand.
  3. Bereid de intracellulaire oplossing die 100 mM K-gluconaat, 10 mM KCl, 2 mM CaCl2, 2 mM Mg-ATP, 0,3 mM Na-GFP, 10 mM HEPES en 10 mM EGTA bevat. De osmolaliteit van de intracellulaire oplossing is ~280 mOsmol L-1. Breng de oplossing met KOH op pH 7,4. Verdeel 100 μL van de interne oplossing in microfugebuisjes en bewaar deze bij -20 °C voor gebruik binnen 1 jaar.
    OPMERKING: De toevoeging van Mg-ATP en Na-GTP wordt aanbevolen voor langdurige en stabiele opnames. De intracellulaire oplossing moet worden gefilterd door een membraan van 0,22 μm, dat deeltjes en microbiële verontreinigingen verwijdert die de vorming van afdichtingen in gevaar kunnen brengen of tot verstopping van de pipet kunnen leiden.
  4. α-bungarotoxine: Los 1 mg α-bungarotoxine op in 1 ml E3-medium tot een uiteindelijke concentratie van 1 mg/ml. Verdeel 20 μl van de oplossing in microfugebuisjes en bewaar bij -20 °C voor gebruik binnen 1 jaar.
  5. Agarose met een laag smeltpunt: Los 0,75 g agarose op in 50 ml E3-medium in een glazen fles tot een eindconcentratie van 1,5%. Verwarm het mengsel in een magnetron tot de agarose is gesmolten en de oplossing helder en homogeen lijkt. Bewaar de gesmolten agarose op 42-45 °C in een waterbad voor gebruik binnen 1 maand.

2. Voorbereiding en dissectie van zebravissen

  1. Plaats enkele mannelijke en vrouwelijke volwassen vissen met een gewenst transgen, bijv. Tg(hcrt:RFP) vis25, in een bevruchtingsbak en scheid ze een nacht door een doorzichtige scheidingswand. Verwijder 's ochtends van de tweede dag de scheidingswand om de vissen te laten broeden. Verzamel bevruchte embryo's op de bodem van het aquarium en breng volwassen vissen aan het begin van de middag terug naar hun thuisaquarium.
  2. Kweek de embryo's op in een petrischaaltje met een diameter van 9 cm met E3-medium inclusief 0,0005% methyleenblauw. Plaats de embryo's in een couveuse bij 28,5 °C met 14:10 uur licht:donker cycli. Verander de E3-oplossing elke dag.
    OPMERKING: Methyleenblauw in E3-medium wordt gebruikt om schimmelgroei te voorkomen tot 3 dagen na de bevruchting (dpf), maar wordt vervangen door alleen E3-medium bij 3 dpf, aangezien methyleenblauw het cellulaire metabolisme en de mitochondriale functie in latere stadia van ontwikkeling kan beïnvloeden26.
  3. Screen larvale vissen onder een epi-fluorescentie stereomicroscoop met maximale vergroting (~115x) beginnend bij ongeveer 3 dpf. Plaats individuele vissen in waterdruppels (groter dan hun lichaamsgrootte) om het sorteren te vergemakkelijken. Voor vissen ouder dan 3 dpf, verdoof de vissen met 3 ml E3-medium dat 0,01% tricaïne bevat om spontane locomotorische activiteit te onderdrukken. Verzamel larven met heldere fluorofoorexpressie in de hypothalamus.
    OPMERKING: Draag nitrilhandschoenen, een veiligheidsbril en een laboratoriumjas bij het hanteren van tricaine. Overtollige tricaïne moet worden afgevoerd als chemisch afval volgens de dierprotocollen.
  4. Was na de zeef de tricaine onmiddellijk uit met behulp van E3-medium en plaats deze larven terug in de broedmachine. Voeg ~5 ml voedingsoplossing met raderdiertjes toe aan de petrischaal vanaf 5 dpf tot de dag van de experimenten. Vervang de E3-oplossing en voer de vissen elke dag met raderdiertjes.
  5. Verzamel bij 5-7 dpf larvale vissen die er gezond uitzien en actieve voortbeweging vertonen. Breng ze over in een klein petrischaaltje (3,5 cm in diameter) met behulp van een glazen pipet.
  6. Verwijder het water rond de vissen en voeg 20 μL 1 mg/ml α-bungarotoxine toe aan de vissen gedurende ~30 s. Was vervolgens het medicijn uit door ~3 ml E3-medium toe te voegen aan het petrischaaltje.
    OPMERKING: Draag nitrilhandschoenen, een veiligheidsbril en een laboratoriumjas bij het hanteren van α-bungarotoxine. Een teveel aan α-bungarotoxine moet volgens de dierprotocollen als chemisch afval worden afgevoerd.
  7. Dek de petrischaal af met aluminiumfolie om de vissen in het donker te houden en geleidelijk verlamd te raken.
    OPMERKING: α-bungarotoxine is een acetylcholinereceptorblokker die specifiek inwerkt op de neuromusculaire overgang, waardoor de vis verlamd raakt zonder het zenuwstelsel aan te tasten. De vissen kunnen nog steeds prikkels uit de omgeving waarnemen en de hersenfunctie is normaal, na verlamming 9,27.
  8. Controleer na ~15 minuten op verlamming met behulp van een stereomicroscoop en selecteer een verlamde vis die een normale hartslag en robuuste bloedcirculatie in de hersenen en het lichaam vertoont.
  9. Breng de vis over in een op maat gemaakte opnamekamer, dit is een petrischaal van 35 mm met een gat met een diameter van 10 mm in het midden en een glazen dekglaasje van 20 x 20 mm dat aan de onderkant is gelijmd om het gat af te dekken. Verwijder het water en voeg ~200 μL 1,5% laagsmeltende agarose toe.
  10. Plaats de vis met de rugleuning naar boven in de agarose met behulp van een tang (Dumont #5). Wanneer de agarose volledig is gestold, voeg je de extracellulaire oplossing toe om de agarose te bedekken. Het duurt 5-10 minuten voordat de agarose volledig is gestold.
  11. Snijd en verwijder de agarose boven de kop van de vis met een micromes. Maak vervolgens een kleine incisie in de huid boven het hersenventrikel tussen het optische tectum en het cerebellum met behulp van een glazen micropipet met ~1 μm tipopening voor de pipet die de volgende stap in de hersenen zet.
  12. Verwijder weefselresten of bloedstolsels rond het dissectiegat met behulp van een gebroken glazen pipet.

3 Opname van patch-clamp voor de hele cel

  1. Bereid op de dag van het experiment opnamemicropipetten voor met een opening van ~1 μm en een weerstand van ~20 MΩ met behulp van borosilicaatcapillairen. Bewaar getrokken micropipetten in een bakje en gebruik ze op dezelfde dag om besmetting te voorkomen.
  2. Schakel de computer, CCD-camera, monitor, versterker, digitizer, micromanipulator en bijbehorende software in. Amplifier en digitizer moeten zijn ingeschakeld voordat de software wordt geopend.
  3. Verplaats de vis voorzichtig naar een elektrofysiologische rig waar het patchklem-experiment zal worden uitgevoerd.
  4. Verfuseer de vissen met een zuurstofrijke extracellulaire oplossing van ~2 ml per minuut met behulp van een peristaltische pomp om de gezondheid van de vissen en de levensvatbaarheid van de cellen te behouden.
  5. Verplaats de opnamekamer met behulp van een X-Y-vertaler (op maat gemaakt) om de vis te centreren in het gezichtsveld van een 4-voudig objectief onder een rechtopstaande microscoop.
  6. Schakel over naar een 60x-objectief en beweeg de vertaler om het doelgebied van de hypothalamus te visualiseren. Pas het Nomarski differentiële interferentiecontrast (DIC) aan met 900 nm infrarood licht om de beste visualisatie van de cellen te krijgen.
  7. Schakel de lichtbron van de fluorescentie-excitatie in (bijv. kwiklamp) en gebruik deze om fluorescerende neuronen in de hypothalamus te visualiseren. Lokaliseer gezonde neuronen die heldere fluorescentie en duidelijke celgrenzen vertonen, die vaak duiden op een goede cellulaire gezondheid en elektrofysiologische opnames van hoge kwaliteit mogelijk maken.
  8. Vul een opnamemicropipet langzaam terug met een intracellulaire oplossing met behulp van een fijne microloader-punt.
  9. Bevestig de elektrode op de hoofdtrap van de amplifier en draai de knop vast om luchtlekkage te voorkomen. Oefen een lichte positieve druk (~150-200 mBar) uit op de binnenkant van de micropipet via de slang die op de houder is aangesloten, om te voorkomen dat verontreinigingen op het grensvlak tussen lucht en oplossing de elektrodepunt binnendringen.
  10. Laat de micropipet in de badoplossing zakken met behulp van een micromanipulator in de snelle modus en plaats de micropipetpunt boven het ontlede gat onder het 4x objectief.
  11. Zet de micromanipulator in de langzame modus en verander het doel in de 60x-modus. Beweeg de punt van de glazen pipet langzaam door het dissectiegat en langs het ventrikel tussen de twee tectale hemisferen.
  12. Breng de pipetpunt orthogonaal in de richting van een fluorescerende doelcel die wordt bekeken met zowel DIC als fluorescentie. Zodra de pipetpunt het celmembraan raakt, wordt er een kleine inkeping gevormd.
    OPMERKING: Om diepe weefsels zoals de hypothalamus te visualiseren, wordt 900 nm IR-DIC gebruikt in combinatie met polarisatie- en analysefilters die nauwkeurig zijn afgesteld voor IR-DIC.
  13. Als de positieve druk snel wordt opgeheven wanneer de punt een cel raakt, kan de cel een afdichting vormen met de pipet. Oefen tegelijkertijd een korte onderdruk uit via de slang die op de houder is aangesloten.
    OPMERKING: De waarde van de weerstand op de software moet snel toenemen tot > 1 GΩ, wat aangeeft dat er een afdichting met hoge weerstand wordt gevormd. Wanneer de fluorescerende hypothalamuscel met succes is geregistreerd, moet er een fluorescerend celmembraan in de punt van de registrerende micropipet zitten.
  14. Klem de cel vast op -60 mV en wacht 1-2 minuten totdat de basislijn en toegangsweerstand stabiel zijn. Breng een korte elektrische puls of zachte zuigkracht met de mond aan om het celmembraan onder de punt van de micropipet te scheuren.
  15. Compenseer de capacitieve stroom en serieweerstand in een elektrofysiologische softwareconfiguratie. Gooi de gegevens weg als de serieweerstand groter is dan 100 MΩ en varieert > 20% in de opnames.
  16. Pas een spanningspuls van 1 s -10 mV toe in spanningsmodus om de intrinsieke membraanweerstand voor en na de experimenten te bewaken. Gooi de cel weg als de membraanweerstand of membraanpotentiaal sterk varieert.
  17. Neem eerst op in de voltage-clamp (VC)-modus wanneer de cel op een negatieve waarde wordt gehouden. Nadat u een stabiele opname tot stand hebt gebracht, schakelt u indien nodig over naar de stroomklemmodus (IC).
    OPMERKING: Het is mogelijk dat de giga-afdichting kort na de breuk niet stabiel is, dus het vastklemmen van de cel op -60 mV in VC-modus gedurende een paar minuten aan het begin van een experiment kan betere cellulaire omstandigheden opleveren.
  18. Verwerk de analyse van elektrofysiologische gegevens en spike-detectie offline met behulp van MATLAB nadat het experiment is voltooid.
  19. Euthanaseer na de experimenten de larvale vissen met 1,5% natriumhypochloriet (NaClO) en gooi ze weg volgens de protocollen voor dierenverzorging van de instelling.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

In dit manuscript presenteren we een verbeterde in vivo patch-clamp-opnametechniek voor hele cellen voor het onderzoeken van hypothalamische neuronen in intacte zebravissen, met name gericht op hypocretine (Hcrt) neuronen.

Zoals weergegeven in Figuur 1, maakt onze methodologie directe elektrofysiologische opnames mogelijk van deze neuronen diep in de hersenen in een intact dier (Figuur 1A), w...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het hier beschreven protocol maakt patch-clamp-opnames mogelijk van peptiderge neuronen in de hypothalamus van de larvale zebravis, een van de diepste en technisch meest uitdagende hersengebieden om toegang te krijgen. Vanwege de inherente moeilijkheid van deze voorbereiding vereisen succesvolle patch-clamp-opnames nauwgezette aandacht voor een paar kritische parameters, namelijk pipetkwaliteit, benaderingstechniek, zuiverheid van de oplossing en weefselgezondheid. Deze factoren bepalen ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenconflicten en niets openbaar te maken.

Dankbetuigingen

We willen Dr. Daniel Wagenaar bedanken voor zijn hulp bij het ontwerpen van apparaten voor optogenetische experimenten. Dit werk werd ondersteund door subsidies R35 NS122172 en R34 NS126800 van de National Institutes of Health aan DAP en het Shanghai Overseas Talents Introduction Program aan R.Z.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AmplifierAxon700B
Borosilicate glass capillariesSutterBF100-58-10
CCD cameraDage-MTIIR-1000
Computers for electrophysiological recordingsDellPrecision 3660
DigidataAxon1440A
Faraday CageOp maat gemaakt
ForcepsF.S.T.Dumont #5
IncubatorLonroyGZP-150B
Membrane filterMillipore SigmaSLGV004SL
Micro knifeF.S.T.10318-14
ObjectiveOlympusMplan 5X/0.1; UMPlanFI/IR 60X/0.9w
Peristaltic pumpLongerBT100-1L
Pipette holderNarishigeH-7voor dissectie
PullerSutter Instrumentp-97
Stereomicroscope for fluorescent screening and dissectionOlympusSZX16
StimulatorA.M.P.IMaster8
Three-dimensional micromanipulatorSutter InstrumentMPC-325
Upright infrared DIC microscopeOlympusBX51WI
Vibration isolator tableTMC61-541-06
Video monitorSUNSPOSP-717
Water bathYihengHWS-12
X-Y translatorOp maat gemaakt

Referenties

  1. Bradbury, J. Small fish, big science. PLoS Biology. 2, e148(2004).
  2. Rihel, J., et al. Zebrafish behavioral profiling links drugs to biological targets and rest/wake regulation. Science. 327, 348-351 (2010).
  3. Oikonomou, G., Prober, D. A. Attacking sleep from a new angle: Contributions from zebrafish. Curr Opin Neurobiol. 44, 80-88 (2017).
  4. Lovett-Barron, M., et al. Multiple convergent hypothalamus-brainstem circuits drive defensive behavior. Nat Neurosci. 23, 959-967 (2020).
  5. Wagle, M., et al. Brain-wide perception of the emotional valence of light is regulated by distinct hypothalamic neurons. Mol Psychiatry. 27, 3777-3793 (2022).
  6. Dreosti, E., Lopes, G., Kampff, A. R., Wilson, S. W. Development of social behavior in young zebrafish. Front Neural Circuits. 9, 39(2015).
  7. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14, 721-731 (2015).
  8. Zon, L. I., Peterson, R. T. In vivo drug discovery in the zebrafish. Nat Rev Drug Discov. 4, 35-44 (2005).
  9. Ahrens, M. B., et al. Brain-wide neuronal dynamics during motor adaptation in zebrafish. Nature. 485, 471-477 (2012).
  10. Mu, Y., et al. Glia Accumulate Evidence that Actions Are Futile and Suppress Unsuccessful Behavior. Cell. 178, 27-43 (2019).
  11. Yang, E., et al. A brainstem integrator for self-location memory and positional homeostasis in zebrafish. Cell. 185, 5011-5027.e20 (2022).
  12. Machluf, Y., Gutnick, A., Levkowitz, G. Development of the zebrafish hypothalamus: Hypothalamic neuronal specification. Ann N Y Acad Sci. 1220, 93-105 (2011).
  13. Tessmar-Raible, K., et al. Conserved sensory-neurosecretory cell types in annelid and fish forebrain: Insights into hypothalamus evolution. Cell. 129, 1389-1400 (2007).
  14. Bonnavion, P., et al. Hubs and spokes of the lateral hypothalamus: Cell types, circuits, and behaviour: LHA cell types and circuits. J Physiol. 594, 6443-6462 (2016).
  15. van den Pol, A. N. Neuropeptide transmission in brain circuits. Neuron. 76, 98-115 (2012).
  16. Watts, A. G. Neuropeptides and the integration of motor responses to dehydration. Annu Rev Neurosci. 24, 357-384 (2001).
  17. Lovett-Barron, M., et al. Ancestral circuits for the coordinated modulation of brain state. Cell. 171, 1411-1423.e17 (2017).
  18. Chiu, C. N., et al. A zebrafish genetic screen identifies neuromedin U as a regulator of sleep/wake states. Neuron. 89, 842-856 (2016).
  19. Chowdhury, S., et al. Brainstem neuropeptidergic neurons link a neurohumoral axis to satiation. Cell. 188, 1563-1579 (2025).
  20. Herget, U., Ryu, S. Coexpression analysis of nine neuropeptides in the neurosecretory preoptic area of larval zebrafish. Front Neuroanat. 9, 1-11 (2015).
  21. Sakmann, B., Neher, E. Single-Channel Recording. , Springer. New York. (2009).
  22. Zhang, R., Du, J. In vivo whole-cell patch-clamp recording in the zebrafish brain. , Springer. New York. (2016).
  23. Barrios, J. P., et al. Hypothalamic dopamine neurons control sensorimotor behavior by modulating brainstem premotor nuclei in zebrafish. Curr Biol. 30, 4606-4618 (2020).
  24. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
  25. Liu, J., et al. Evolutionarily conserved regulation of hypocretin neuron specification by Lhx9. Development. 142, 1113-1124 (2015).
  26. Nipu, N., et al. Methylene blue at recommended concentrations alters metabolism in early zebrafish development. Commun Biol. 8, 1-11 (2025).
  27. Du, W., et al. The locus coeruleus modulates intravenous general anesthesia of zebrafish via a cooperative mechanism. Cell Rep. 24, 3146-3155.e3 (2018).
  28. Singh, C., Oikonomou, G., Prober, D. A. Norepinephrine is required to promote wakefulness and for hypocretin-induced arousal in zebrafish. Elife. 4, 1-22 (2015).
  29. Lin, J. Y., et al. ReaChR: A red-shifted variant of channelrhodopsin enables deep transcranial optogenetic excitation. Nat Neurosci. 16, 1499-1508 (2013).
  30. Zhang, R., Wei, H., Xia, Y., Du, J. Development of light response and GABAergic excitation-to-inhibition switch in zebrafish retinal ganglion cells: Functional development of zebrafish retinal ganglion cells. J Physiol. 588, 2557-2569 (2010).
  31. Zhang, R., Du, W., Prober, D. A., Du, J. Müller Glial cells participate in retinal waves via glutamate transporters and AMPA receptors. Cell Rep. 27, 2871-2880.e2 (2019).
  32. Kole, M. H. P., Stuart, G. J. Signal processing in the axon initial segment. Neuron. 73, 235-247 (2012).
  33. Petersen, C. C. H. Whole-cell recording of neuronal membrane potential during behavior. Neuron. 95, 1266-1281 (2017).
  34. Jin, K., et al. Brain-wide cell-type-specific transcriptomic signatures of healthy ageing in mice. Nature. 638, 182-196 (2025).
  35. Scala, F., et al. Phenotypic variation of transcriptomic cell types in mouse motor cortex. Nature. 598, 144-150 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Hypothalamische neuronenin vivo registratieelektrofysiologische registratiesynaptische transmissieneurotransmitterafgifteneuropeptidsignaleringgewervelde hersenen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.