Methodenartikel

Evaluatie van postocclusieve reactieve hyperemie in de huid van rattenpoten met behulp van laserspikkelcontrastbeeldvorming

644 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68986

⸱

3 oktober 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1V.A. Negovsky Research Institute of General Reanimatology, Federal Research and Clinical Center of Intensive Care Medicine and Rehabilitology, 2Research and Development Center of Biomedical Photonics, Orel State University, 3College of Engineering and Physical Sciences, Aston University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol presenteert een methode voor het beoordelen van parameters van postocclusieve reactieve hyperemie in de huid van een verdoofde rat met behulp van laserspikkelcontrastbeeldvorming en invasieve bloeddrukmeting.

Samenvatting

Laser Speckle Contrast Imaging (LSCI) is een moderne, niet-invasieve techniek voor het beoordelen van microvasculaire perfusie bij mensen en proefdieren. De combinatie van LSCI met invasieve bloeddrukmeting (BP) en een vasculaire occlusietest maakt de studie van postocclusieve reactieve hyperemie (PORH) mogelijk, waardoor een beoordeling van de microvasculaire bloedstroomreserve en de vasculaire reactiviteit kan worden verkregen. Dit artikel demonstreert de techniek van het gebruik van de LSCI om PORH in de achterpoot van een rat onder algehele narcose vast te leggen en te visualiseren. Een speciale pneumatische manchet wordt opgeblazen om een tijdelijke (180 s) vasculaire occlusie ter hoogte van het scheenbeen te creëren. Evaluatie van de daaropvolgende PORH (piekhyperemie en kinetische indices) kan aanvullende informatie opleveren over de mechanismen en de ernst van het onderzochte pathologische proces (circulatoire shock, hartfalen, hypertensie, enz.) of vasculaire effecten van een nieuw geneesmiddel identificeren die niet zichtbaar zijn bij het beoordelen van perfusie in rust. Invasieve BP-monitoring maakt het mogelijk om de cutane vasculaire geleiding te berekenen en rekening te houden met veranderingen in de systemische hemodynamica, wat vooral belangrijk is in experimentele modellen van kritieke ziekten. Het gebruik van deze benadering om microvasculaire disfunctie te identificeren in een rattenmodel van hemorragische shock zal ook worden gedemonstreerd.

Inleiding

Microvasculaire disfunctie is betrokken bij de pathogenese van veel cardiovasculaire, endocriene en andere ziekten, waardoor weefselperfusie en oxygenatie in gevaar komen en de vasomotorische regulatiemechanismen van systemische hemodynamica worden verstoord (bijvoorbeeld bij hypertensie)1. Microcirculatiestoornissen hebben ook een grote pathofysiologische betekenis in de mechanismen van orgaandisfunctie bij ernstig zieke patiënten met trauma, sepsis en verschillende soorten shock (hemorragisch, septisch, cardiogeen, enz.)2. okt.

Momenteel worden in klinische en preklinische onderzoeken verschillende op laser gebaseerde methoden gebruikt voor niet-invasieve beoordeling van weefselperfusie en microvasculaire functie: Laser Doppler Flowmetry (LDF), Laser Doppler Imaging (LDI/LDPI) en Laser Speckle Contrast Imaging (LSCI). Onder hen is LSCI het meest veelbelovend voor niet-invasieve beoordeling van huidperfusie in de kliniek. Het heeft duidelijke voordelen ten opzichte van LDF en LDI/LDPI, aangezien de methode eenvoudig in de praktijk kan worden gebracht en visualisatie biedt van het hele onderzoeksgebied met zowel een hoge ruimtelijke als temporele resolutie3. LSCI is een techniek die laserlicht gebruikt om spikkelpatronen te creëren, die vervolgens worden geanalyseerd om de dynamiek van de bloedstroom te visualiseren. Er worden real-time beoordelingen met hoge resolutie van de microcirculatie gegeven, die essentieel zijn voor verschillende onderzoeksgebieden, zoals neurowetenschappen4, buikchirurgie5, dermatologie6 en andere vasculaire onderzoeken 7,8, zowel in klinische als experimentele omgevingen.

Een eenvoudige beoordeling van de huidperfusiewaarden in rust is vaak niet informatief voor het identificeren van microvasculaire aandoeningen. Dit komt door zowel de intrinsieke functionele kenmerken van de huidcirculatie (hoge variabiliteit, afhankelijkheid van temperatuur, stress en andere factoren) als "vals-normale" weefselperfusie tijdens de compenserende respons van het lichaam (bijvoorbeeld een toename van het hartminuutvolume in de vroege stadia van septische shock). Het extra gebruik van standaard functionele belasting zorgt voor een betere beoordeling van de microcirculatie en de identificatie van microvasculaire disfunctie verborgen onder rustomstandigheden1. Het is ook bekend dat LSCI nuttig is bij de beoordeling van de microcirculatie van de huid onder farmacologische stimuli9.

De combinatie van LSCI met een vasculaire occlusietest maakt een niet-invasieve beoordeling van het fenomeen van postocclusieve reactieve hyperemie (PORH) mogelijk, die belangrijke functionele parameters van de microcirculatie weerspiegelt, met name de bloedstroomreserve en de reactiviteit van de microvasculatuur10. Deze benadering wordt veel gebruikt in klinische studies om functionele afwijkingen in de microcirculatie te identificeren die niet duidelijk zijn uit de perfusiemetingen bij aanvang11, maar beoordeling van PORH is zeldzaam in preklinische dierstudies12,13. In vergelijking met klinische studies biedt het gebruik van een vasculaire occlusietest in een in vivo experiment de onderzoeker extra mogelijkheden om de mechanismen van PORH, de pathogenese van ernstige ziekten en de farmacodynamiek van vasoactieve geneesmiddelen te beoordelen. Natuurlijk moeten deze mogelijkheden binnen de grenzen van de moderne bio-ethische normen voor een humane behandeling van dieren vallen.

Dit protocol presenteert een methode voor het beoordelen van parameters van PORH in de huid van een verdoofde rat met behulp van LSCI en invasieve bloeddrukmeting. Dit laatste omvat katheterisatie van de halsslagader van de rat en maakt het mogelijk om de gemiddelde arteriële druk (MAP) en hartslag te meten. Daarnaast kunnen arteriële bloedmonsters worden afgenomen voor laboratoriumonderzoek (bijv. arteriële bloedgasanalyse). Het is vermeldenswaard dat dit protocol in de eerste plaats gericht is op een acuut experiment waarbij het dier niet uit de anesthesie wordt gewekt na voltooiing van de experimentele procedures (bijvoorbeeld het modelleren van een kritieke ziekte). De methode die we voorstellen voor het beoordelen van de microcirculatie bij ratten is relatief eenvoudig en zal met name nuttig zijn in studies van vergelijkende vasculaire fysiologie en pathofysiologie, inclusief de beoordeling van endotheliale disfunctie, evenals bij het preklinisch testen van nieuwe vasoactieve geneesmiddelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De hieronder beschreven procedures werden uitgevoerd als onderdeel van een protocol dat is goedgekeurd door de Ethische Beoordelingsraad van het Federaal Onderzoeks- en Klinisch Centrum voor Intensive Care Geneeskunde en Revalidatie.

1. Voorbereiding van de pneumatische manchet voor vasculaire occlusie

  1. Gebruik een pneumatische manchet van een niet-invasief bloeddrukmeetsysteem (NIBP) voor ratten om voorbijgaande vasculaire occlusie op de achterpoot van een rat te creëren.
  2. Sluit de manchet aan op de aneroïde manometer en de rubberen pomp van een conventionele mechanische tonometer voor het meten van de bloeddruk bij mensen. Gebruik drie segmenten transparante plastic slang van 3 mm (waarvan 1 m is opgenomen in het NIBP-systeem) en een T-connector van de juiste maat (Afbeelding 1).
  3. Controleer de functionaliteit en dichtheid van het gemonteerde pneumatische systeem voordat u het op een dier gebruikt. Controleer of de manchetdruk gedurende enkele minuten op 200-220 mmHg wordt gehouden wanneer deze is opgeblazen.

2. Voorbereiding van arteriële katheter, werkstation en chirurgische instrumenten

  1. Behandel het werkgebied met 70% alcohol. Bedek de operatietafel met een steriel laken. Gassteriliseren katheters en instrumenten (bij overlevingsprocedures en chronische experimenten).
  2. Gebruik voor katheterisatie van de halsslagader een PE-50-katheter (OD 0,9 mm, ID 0,6 mm) van 12 cm lang met een borgring op 25 mm van het uiteinde. Gebruik een katheter met gladde randen om arteriële perforatie te voorkomen.
  3. Bevestig een stompe naald 22 G en een spuit van 2 ml gevuld met gehepariniseerde zoutoplossing (5 IE heparine/1 ml) aan het buitenste uiteinde van de katheter. Spoel de katheter door met gehepariniseerde zoutoplossing (0,1-0,2 ml) om de doorgankelijkheid te garanderen en stolselvorming te voorkomen.

3. Anesthesie en preoperatieve behandeling

OPMERKING: Alle anesthetica kunnen de ademhaling en bloedsomloop onderdrukken. Een juiste dosering op basis van diersoort, stam, leeftijd en gezondheidstoestand is van cruciaal belang om fatale overdosering te voorkomen. Het personeel moet worden opgeleid in anesthesie bij dieren en het bewaken van vitale functies. Procedures moeten worden goedgekeurd door de relevante Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) of een gelijkwaardige ethische instantie. Voorzichtigheid is geboden bij het hanteren van naalden, scalpels en andere scherpe instrumenten. Gebruik altijd een naaldencontainer voor onmiddellijke verwijdering. Vat naalden nooit samen. Houd rekening met het risico op prikaccidenten, die zoönoseverwekkers kunnen overbrengen of fysiek trauma kunnen veroorzaken.

  1. Verdoving de rat door een intraperitoneale (IP) injectie van een mengsel van tiletamine (10 mg/kg) + zolazepam (10 mg/kg) 2% oplossing in zoutoplossing en xylazine (5 mg/kg) 0,5% oplossing in zoutoplossing. Zorg ervoor dat de anesthesie adequaat is door de afwezigheid van reflexen (teenknijping) te controleren.
  2. Scheer de vacht van de voorste en achterste delen van de nek (inclusief het interscapulaire gebied). Behandel de huid in deze gebieden met een huidantisepticum (70% alcohol). Plaats het dier in rugligging op een verwarmde operatietafel.
  3. Bewaak de toestand van het verdoofde dier door regelmatig de diepte van de anesthesie (spontane bewegingen, reactie op pijnlijke stimuli), ademhalingspatroon (frequentie, diepte, ritme, piepende ademhaling), de kleur van de huid en slijmvliezen te beoordelen. Gebruik indien nodig extra injecties met tiletamine + zolazepam 10 mg/kg IP.
  4. Voorkom aanzienlijke onderkoeling door de rectale temperatuur van het dier op 36,5-37,0 °C te houden met behulp van een verwarmingstafel en isolerende dekens.

4. Katheterisatie van de linker halsslagader

  1. Maak een incisie in de middellijn van de huid van 2 cm op het ventrale oppervlak van de nek. Ontleed met behulp van een hemostaat en een tang botweg de spieren en fascia van de nek in de lengterichting om de linker halsslagader bloot te leggen en een deel van het bloedvat van 5-7 mm te isoleren. Scheid de nervus vagus voorzichtig van de halsslagader en vermijd letsel eraan.
  2. Gebruik een 4-0 zijden hechtdraad, plaats een losse band op het caudale deel van de slagader en ligate het schedeluiteinde van het vat. Gebruik de kaken van een microchirurgische tang die onder de slagader is geplaatst om deze voorzichtig uit te rekken om bloedingen na de incisie te voorkomen.
  3. Maak met een microchirurgische schaar onder een hoek van 45° craniaal een transversale incisie in de slagader tussen de twee ligaturen (tot een diepte die niet groter is dan de helft van de diameter van het bloedvat).
  4. Nadat u een kleine incisie in de slagader hebt gemaakt, brengt u de katheter met behulp van een tang in de richting van het hart tot aan de bevestigingsring. Terwijl u de katheter in het lumen van het bloedvat houdt, spant u de caudale ligatuur aan en legt u extra knopen boven de bevestigingsring van de katheter.
  5. Controleer de doorgankelijkheid van de katheter door een kleine hoeveelheid bloed in een spuit op te zuigen en de katheter opnieuw door te spoelen. Klem de katheter vast met een gladde naaldhouder op 2-3 cm van de bevestigingsring. Verwijder de botte naald en spuit uit de katheter.
  6. Draai de rat voorzichtig in buikligging. Maak met een chirurgische schaar een incisie in de middellijn van de huid tussen de schouderbladen. Tunnel de hemostatische klem subcutaan door de dorsale incisie naar de ventrale. Pak het buitenste uiteinde van de katheter vast en breng het voorzichtig door de onderhuidse tunnel naar buiten in het interscapulaire gebied.
  7. Breng een stompe naald met een spuit van 2 ml aan het buitenste uiteinde van de katheter in.
  8. Sluit de ventrale en dorsale chirurgische wonden met behulp van een atraumatische naald en 4-0 monofilament hechtdraad.

5. Invasieve bloeddrukmeting

  1. Vul de gekalibreerde transducer van het invasieve bloeddrukmeetsysteem met gehepariniseerde zoutoplossing (5 IE heparine/1 ml).
  2. Plaats het dier in de buikpositie. Koppel de spuit van 2 ml los van de stompe naald en sluit de katheter aan op de transducer (Figuur 2). Verwijder de klem van de katheter en spoel de bloeddruklijn door met 0,1-0,2 ml gehepariniseerde zoutoplossing.
  3. Gebruik een data-acquisitiesysteem om bloeddruk en hartslag te meten en te registreren. Goed gedefinieerde pulsatie op de bloeddrukgolfvorm (amplitude van 10-15 mm Hg en hoger) geeft de doorgankelijkheid en de juiste positionering van de katheter aan.
    OPMERKING: Om de bloeddruk nauwkeurig te meten, moet de transducer ter hoogte van het hart van het dier worden geplaatst. Als er luchtbellen in de bloeddrukmeetlijn verschijnen, verwijder deze dan om luchtembolie van inwendige organen te voorkomen.
  4. Stabiliseer het verdoofde dier gedurende 15-20 minuten voordat u de gemiddelde arteriële druk (MAP) en andere fysiologische basisvariabelen meet.
  5. Open de softwaretoepassing voor gegevensverzameling. Selecteer in het menu Bestand de optie Nieuw.
  6. Zorg ervoor dat de juiste fysieke invoer (bijv. Ingang 1) is geselecteerd. Klik op de pijl van het vervolgkeuzemenu in de header van het corresponderende kanaal (bijv. Kanaal 1) en selecteer Kanaalinstellingen.
  7. Pas in het dialoogvenster het spanningsbereik (±100 mV) aan om het verwachte signaal op te vangen. Stel de weergave-eenheden in op mmHg.
  8. Bemonsteringsfrequentie aanpassen: Klik op de knop Bemonsteringsfrequentie in de werkbalk. Voor invasieve bloeddruk stelt u de bemonsteringsfrequentie in op 200 Hz (200 monsters/seconde). Als de doelstellingen van het onderzoek een analyse van de pulsgolfmorfologie omvatten, verhoog dan de bemonsteringsfrequentie tot 1 kHz.
  9. Klik op de knop Start om te beginnen met het opnemen van de experimentele gegevens.
  10. Zodra het gewenste gegevenssegment is vastgelegd, klikt u op de stop knop. Sla het gegevensbestand op via Bestand | Opslaan als... Geef het een unieke bestandsnaam.

6. Meting van huidperfusie met behulp van LSCI

  1. Veeg het plantaire oppervlak van de achterpoot van de rat af met gaas gedrenkt in water om de huid schoon te maken.
    OPMERKING: Gebruik geen alcohol of andere oplossingen die hyperemie van de huid kunnen veroorzaken.
  2. Plaats de pneumatische manchet om de achterpoot van de rat ter hoogte van het scheenbeen en de gastrocnemius-spier.
    OPMERKING: Wees voorzichtig bij het inbrengen van de vingers en enkel door het lumen van de manchet om beschadiging van het opblaasbare membraan en het samendrukken van de zachte weefsels van de knie te voorkomen.
  3. Plaats de voet van de rat op een stuk gaas en zet de tenen bovendien vast met een strook plakband om bewegingsartefacten te minimaliseren (Figuur 2).
  4. Bereid hardware en software voor gegevensverzameling voor om huidperfusie te registreren met behulp van de LSCI-methode.
    OPMERKING: In het gepresenteerde werk bestaat de hardware uit een snelle nabij-infrarood (NIR) monochrome camera, camera-objectief, NIR lineaire polarisator en laserbron met de set diffusers. De software bestaat uit een video-opnametool die frames vastlegt met een gespecificeerde framesnelheid (90 frames per seconde) en belichtingstijd (11 ms). De werkelijke afmetingen van het gebied dat het gezichtsveld van de camera is, zijn 16 x 16 mm.
  5. Zorg ervoor dat het interessegebied (tarsus en middenvoetsbeentje) zich in het brandpunt van het camera-objectief bevindt.
  6. Stel de laserbron zo in dat de verlichting gelijkmatig en niet overdreven is over het hele interessegebied.
  7. Pas de lineaire polarisator zo aan dat de spiegelende reflectie van het gemeten object wordt geminimaliseerd.
  8. Zorg ervoor dat de parameters in een video-opnametool correct zijn ingesteld en klik vervolgens op de knop Vastleggen om onbewerkte monochrome beelden gedurende 30 s op te nemen (basisopname kan meer of minder zijn). Gebruik de afbeeldingen om de waarden van de spikkelperfusie te berekenen (zie formule (2) hieronder).
    OPMERKING: In dit onderzoek is een speciaal ontwikkelde experimentele opstelling gebruikt, maar elk in de handel verkrijgbaar apparaat dat de LSCI-methode implementeert, kan worden gebruikt om metingen uit te voeren volgens dit protocol. Het wordt aanbevolen om LSCI-metingen uit te voeren in een verduisterde ruimte om de invloed van externe verlichting op de verkregen resultaten te minimaliseren.

7. Vasculaire occlusietest en PORH-beoordeling

  1. Sluit de overdrukklep van de rubberen pomp.
  2. Nadat de huidperfusie bij aanvang (in rust) is vastgelegd, blaast u de pneumatische manchet op de ledemaat van het dier snel op tot een druk die hoger is dan de systolische bloeddruk van het dier (meestal 200-220 mmHg om de arteriële en veneuze bloedstroom op betrouwbare wijze af te sluiten zonder letsel aan ledematen te veroorzaken).
  3. Ga door met het registreren van het LSCI-signaal van de huid gedurende 180 s (30-300 s, afhankelijk van de doelstellingen van het onderzoek) om vasculaire occlusie te bevestigen en bepaal vervolgens het "biologische nulpunt" van spikkelperfusie.
  4. Laat de manchet snel leeglopen na het bereiken van de beoogde occlusietijd en ga door met het opnemen van het LSCI-signaal van de huid gedurende nog eens 180 s (kan min of meer zijn) om de PORH-dynamiek vast te leggen.
  5. Registreer de invasieve arteriële drukgolfvorm gelijktijdig met de beoordeling van de huidperfusie voor, tijdens en na vasculaire occlusie. Gebruik deze gegevens om de MAP en de cutane vasculaire geleiding te berekenen (zie hieronder).
  6. Verkrijg Speckle Perfusion-waarden met behulp van een algoritme dat in een softwareomgeving is geschreven. De eerste stap is het omzetten van onbewerkte monochrome afbeeldingen in spikkelcontrastbeelden. Bereken het gemiddelde spikkelcontrast met behulp van formule ( 1):
    figure-protocol-1    (1)
    Waarbij intensiteit de intensiteit is van elke pixel op een bepaald moment.
    OPMERKING: Het aantal afbeeldingen waarover het contrast wordt berekend, kan het resultaat van de verwerking sterk beïnvloeden. In deze studie werd een temporeel LSCI-algoritme gebruikt dat gemiddeld meer dan 90 afbeeldingen gebruikt.
  7. Converteer Spikkelcontrastwaarden naar Spikkelperfusiewaarden met behulp van formule (2):
    figure-protocol-2  (2)
  8. Selecteer een rechthoekig gebied met het interessegebied (tarsus en middenvoetsbeentje) voor het gemiddelde van de spikkelperfusiewaarden (binnen dit rechthoekige gebied). Gebruik de tijdsevolutie (grafiek) van de spikkelperfusie die door een dergelijke procedure wordt verkregen voor verdere berekening van de bestudeerde parameters.
  9. Bereken op basis van de gemeten huidperfusiewaarden de belangrijkste PORH-parameters ( Figuur 3).
  10. Bereken de cutane vasculaire geleiding (CVC) met behulp van formule (3):
    figure-protocol-3   (3)
    waarbijLSCI-rust de gemiddelde waarde is van huidspikkelperfusie geregistreerd bij baseline (willekeurige eenheden = AE); MAP is de gemiddelde arteriële druk (mmHg) die over dezelfde periode is geregistreerd.
  11. Bereken de piek cutane vasculaire geleiding (CVCmax) met behulp van de formule (3) en vervang de juiste waarden voor piekhyperemie (LSCImax) en MAP.

8. Experimentele procedures en herhaalde metingen

  1. Na het registreren van huidperfusie, PORH en andere fysiologische variabelen die bij aanvang van belang zijn, voert u de experimentele interventie uit volgens het goedgekeurde onderzoeksprotocol (bijvoorbeeld modellering van het pathologische proces en/of toediening van een vasoactief geneesmiddel).
  2. Evalueer PORH en andere fysiologische variabelen opnieuw op het volgende studietijdstip na de ontwikkeling van het gesimuleerde pathologische proces of het bereiken van het effect van het toegediende geneesmiddel.

9. Einde van het experiment

  1. Na voltooiing van het acute experiment wordt de rat geëuthanaseerd door middel van intra-arteriële injectie van 2% lidocaïne (2 ml) onder diepe algemene anesthesie (tiletamine + zolazepam en xylazine). Afhankelijk van de lokale wetten en protocollen, gebruik een alternatieve methode van humane euthanasie voor laboratoriumknaagdieren die is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
    OPMERKING: Zorg voor overlevingsprocedures en gepland herstel van het dier uit de anesthesie voor passende zorg en regelmatige beoordeling van de toestand van het dier, inclusief preventie van onderkoeling en adequate postoperatieve analgesie (bijv. ketoprofen 5-10 mg/kg IM).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De hierboven beschreven methode voor het beoordelen van de microvasculaire functie werd door ons toegepast in een reeks experimenten met het modelleren van hemorragische shock (bloedverlies van 35% van het berekende bloedvolume) bij Wistar-mannetjesratten met een gewicht van 250-300 g. In de groep dieren met bloeding (HS, n = 13) werd de beoordeling van PORH-parameters met gelijktijdige monitoring van invasieve bloeddruk 30 minuten na voltooiing van de bl...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hier beschrijven we een gemoderniseerde technologie voor het beoordelen van cutane microcirculatie en vasculaire reactiviteit in een in vivo experiment bij knaagdieren. Voor een succesvol en gestandaardiseerd gebruik van deze methode in fysiologische en farmacologische studies moet rekening worden gehouden met verschillende aanvullende overwegingen. In het bovenstaande protocol worden ratten verdoofd met een combinatie van tiletamine + zolazepam + xylazine, wat voornamelijk wordt voorges...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de Russian Science Foundation in het kader van Project 24-25-00310.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Atraumatische naald met chirurgische hechtdraad nylon, 4C-0.5x16-4/0-NMedtekhnika, RuslandN/ABlauw. Lengte 75 cm. USP 4/0 (MP1.5). Voor het hechten van een chirurgische wond
Katheter voor ratten carotide arterie met stompe naald 22 GSciCat, Rusland N/APE-50, lengte 12 cm, OD=0,9 mm, ID= 0,6 mm.Met een bevestigingsring
Deltran Wegwerp DruktransducerUtah Medical Products, VS 606912" kabel
DiscofixC 3-weg stopkraan voor infusietherapie en monitoringB. Braun, Duitsland 16494C
HeparineBelmedpreparaty, Wit-Rusland N/AHeparine natrium 5000 IU/ml, ampullen 5 mL
LidocaineVelpharm, RuslandN/AOplossing voor injectie 20 mg/mL, ampullen 2 mL
Pneumatische manchet "Systole"Neurobotics, RuslandN/AOnderdeel van niet-invasieve bloeddrukmeting voor knaagdieren. Type 5-10 mm staart (ratten)
NatriumchloridePharmasyntez, Rusland N/AOplossing voor infusie 0,9%, 250 mL
Software LabChart8 ADInstruments, AustraliëN/AVersie 8.1.13
Software MATLAB The MathWorks Inc., VSN/A Versie R2019b
Steriele injectiespuit voor eenmalig gebruik, 1 mL, 3-deligHuaian City Hengchun Medical Product Co. Ltd., ChinaN/A 27 G naald
Steriele injectiespuit voor eenmalig gebruik, 2 (2,5) mL, 3-deligVogt Medical Vertrieb GmbH, Duitsland131052423 G naald
Hechtdraad SILK-SPolytechmed, Rusland N/ANiet-absorbeerbaar, gevlochten, gemaakt van natuurlijke zijde met een siliconen coating, zwart in cassette. USP 4/0 (MP1.5). Lengte 100 m. Voor het binden van bloedvaten
XylaInterchemie, NederlandN/A Xylazin 20 mg/mL, 50 mL
Zoletil 100Virbac, Frankrijk N/A Tiletamin HCl 50 mg/mL, zoletil HCl 50 mg/mL, 5 mL

Referenties

  1. Roustit, M., Cracowski, J. Non-invasive assessment of skin microvascular function in humans: an insight into methods. Microcirculation. 19 (1), 47-64 (2012).
  2. Duranteau, J., et al. The future of intensive care: the study of the microcirculation will help to guide our therapies. Crit Care. 27 (1), 190(2023).
  3. Basak, K., Manjunatha, M., Dutta, P. K. Review of laser speckle-based analysis in medical imaging. Med Biol Eng Comput. 50 (6), 547-558 (2012).
  4. Goldberg, J., et al. Intraoperative laser speckle contrast imaging to assess vessel flow in neurosurgery: a pilot study. Neurosurgery. 94, 983-992 (2024).
  5. Paramasivam, R., et al. Laser speckle contrast imaging for intraoperative assessment of intestinal microcirculation in normo- and hypovolemic circulation in a porcine model. Eur Surg Res. 65 (1), 1-8 (2023).
  6. Linkous, C., et al. Applications of laser speckle contrast imaging technology in dermatology. JID Innov. 3 (5), 100187(2023).
  7. Golubova, N., et al. Effect of thinned-skull cranial window on monitoring cerebral blood flow using laser speckle contrast imaging. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 31 (4), 1-8 (2025).
  8. Golubova, N., Potapova, E., Seryogina, E., Dremin, V. Time-frequency analysis of laser speckle contrast for transcranial assessment of cerebral blood flow. Biomed Signal Process Control. 85, 104969(2023).
  9. Escobar, S., et al. Evaluation of systemic endothelial-dependent and endothelial-independent microvascular reactivity in metabolically healthy obesity: an observational study. Microvasc Res. 148, 104553(2023).
  10. Shirazi, B. R., Valentine, R. J., Lang, J. A. Reproducibility and normalization of reactive hyperemia using laser speckle contrast imaging. PLoS One. 16 (1), e0244795(2021).
  11. Tew, G. A., Klonizakis, M., Crank, H., Briers, J. D., Hodges, G. J. Comparison of laser speckle contrast imaging with laser Doppler for assessing microvascular function. Microvasc Res. 82 (3), 326-332 (2011).
  12. Yuan, X., et al. A comparison of the cutaneous microvascular properties of the spontaneously hypertensive and the Wistar-Kyoto rats by spectral analysis of laser Doppler. Clin Exp Hypertens. 41 (4), 342-352 (2019).
  13. Dubensky, A., et al. Post-occlusive reactive hyperemia variables can be used to diagnose vascular dysfunction in hemorrhagic shock. Microvasc Res. 152, 104647(2024).
  14. Meglinski, I. V., Kal'chenko, V. V., Kuznetsov, Y. L., Kuznik, B. I., Tuchin, V. V. Towards the nature of biological zero in the dynamic light scattering diagnostic modalities. Dokl Phys. 58, 323-326 (2013).
  15. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. J Vis Exp. (95), e51881(2015).
  16. Henninger, N., Heimann, A., Kempski, O. Electrophysiology and neuronal integrity following systemic arterial hypotension in a rat model of unilateral carotid artery occlusion. Brain Res. 1163, 119-129 (2007).
  17. Souza-Silva, E., Ascenso, R., Tonussi, C. R., Da Silva-Santos, J. E. Detection of blood flow perfusion and post-occlusive reactive hyperemia in the skeletal muscle of rats. Life Sci. 278, 119571(2021).
  18. Roustit, M., Millet, C., Blaise, S., Dufournet, B., Cracowski, J. L. Excellent reproducibility of laser speckle contrast imaging to assess skin microvascular reactivity. Microvasc Res. 80 (3), 505-511 (2010).
  19. Nilsson, M., et al. Day-to-day variability in cutaneous microcirculation measured with multi-exposure laser speckle contrast imaging and multispectral imaging. Microvasc Res. 160, 104819(2025).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Laser speckle imagingmicrovasculaire perfusievasculaire occlusiebloeddrukmetingrattenpootmodelcutane vasculaire conductantiemicrovasculaire dysfunctiehemorragische shockvasculaire reactiviteit

Gerelateerde artikelen