Dit onderzoek is uitgevoerd volgens de EULAR/ACR-classificatiecriteria van 2019. Deze studie werd goedgekeurd door het Shenzhen People's Hospital (goedkeuringsnummer LL-KY-2019514 van de ethische commissie).
Mendeliaanse randomisatie (MR) analyse
GWAS-gegevensbronnen
Genetische associatiegegevens voor SLE en 565 metabolieten werden verkregen uit de OpenGWAS-database (https://gwas.mrcieu.ac.uk/). De GWAS-datasets van de ziekte zijn samengevat in tabel 1, terwijl de bronnen en steekproefgroottes voor de GWAS-gegevens van de metaboliet worden beschreven in tabel 2. Deze datasets vormden de basis voor de MR-analyse om causale verbanden tussen metabolieten en SLE te onderzoeken 13,14,15,16.
Selectie van instrumentele variabelen
Genetische varianten geassocieerd met bloedmetabolieten en SLE werden geselecteerd als instrumentele variabelen (IV's) voor de MR-analyse. De IV's werden gekozen op basis van de drie kernaannames van MR: relevantie, onafhankelijkheid en uitsluitingsbeperking17. In het bijzonder werden single nucleotide polymorfismen (SNP's) geassocieerd met metabolieten met een genoombrede significantiedrempel van P < 5 × 10-8 geselecteerd18. Om de onafhankelijkheid van de IV's te waarborgen, werd koppelingsonevenwichtigheid (LD) klontering uitgevoerd met een drempel van r2 < 0,001 en een fysieke afstand van 10.000 kb met de Europese bevolking als referentiepanel19. Dit proces minimaliseerde redundantie en zorgde ervoor dat elk infuus unieke informatie opleverde voor de MR-analyse.
Statistische analyses
De primaire statistische benadering voor de MR-analyse was de inverse-variantiegewogen (IVW)-methode, die de effecten van meerdere IV's combineert om het causale effect van metabolieten op SLE20 te schatten. Om rekening te houden met mogelijke pleiotropie werden gevoeligheidsanalyses uitgevoerd met behulp van MR-Egger-regressie21. De sterkte van elke IV werd beoordeeld aan de hand van F-statistieken, waarbij alleen SNP's met F > 10 werden behouden om een robuuste instrumentsterkte22 te garanderen. SNP's met lagere F-statistieken werden uitgesloten om zwakke instrumentbias te voorkomen. De uiteindelijke MR-analyses werden alleen uitgevoerd als er geen significante heterogeniteit of pleiotropie werd gedetecteerd, wat de betrouwbaarheid van de causale schattingen garandeerde23.
Gevoeligheidsanalyses
Er werden verschillende gevoeligheidsanalyses gebruikt om de robuustheid van de MR-bevindingen te beoordelen. Heterogeniteit tussen de IV's werd geëvalueerd met behulp van de Cochran's Q-test, terwijl pleiotropie werd beoordeeld via de MR-Egger-regressie24. Daarnaast werd een leave-one-out-analyse uitgevoerd om te bepalen of de MR-resultaten onevenredig werden beïnvloed door een enkele SNP25. Er werden bospercelen gegenereerd om de individuele en gecombineerde effecten van de IV's te visualiseren. Deze analyses zorgden er gezamenlijk voor dat de MR-resultaten niet vertekend waren door pleiotrope effecten of uitschieters SNP's.
Gegevensbron Metabolomics
De metabolomics-gegevens die in dit onderzoek zijn gebruikt, zijn afgeleid van een eerder gepubliceerd onderzoek van onze onderzoeksgroep10. In die studie voerden we metabolomics-analyses uit op serummonsters van 121 SLE-patiënten en 106 gezonde individuen. Ongerichte metabolomics-profilering werd uitgevoerd met behulp van ultra-high-performance vloeistofchromatografie in combinatie met massaspectrometrie (UHPLC-MS). De gegevens werden verwerkt met behulp van standaard metabolomics-workflows, waaronder piekdetectie, uitlijning en normalisatie, om metabolieten te identificeren die significant geassocieerd zijn met SLE. Deze metabolieten werden vervolgens vergeleken met de resultaten van de MR-analyse om overlappende metabolieten te identificeren. Meer gedetailleerde informatie is te vinden in de vorige publicatie10. Metabolieten die significant geassocieerd waren in de metabolomics-analyse en metabolieten met significante causale associaties in de MR-analyse werden in kaart gebracht op hun respectievelijke HMDB-ID's met behulp van het MetaboAnalyst-platform. De gemeenschappelijke metabolieten werden vervolgens geïdentificeerd door de twee sets HMDB-ID's te kruisen.
Cytokinemetingen en apoptose-test
In totaal werden 3 SLE-patiënten geïncludeerd (Tabel 3), in overeenstemming met de EULAR/ACR-classificatiecriteria van 2019.
Perifere bloedafname en isolatie van lymfocyten
Perifere bloedmonsters (3-6 ml) werden verzameld van deelnemers met behulp van vacuümbuisjes met heparinenatrium als antistollingsmiddel. Perifere mononucleaire bloedcellen (PBMC's) werden geïsoleerd via Ficoll-Paque-dichtheidsgradiëntcentrifugatie (400-800 × g gedurende 20-30 minuten). De geïsoleerde cellen werden tweemaal gewassen met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS, HyClone) via centrifugatie met lage snelheid (250 × g gedurende 10 minuten) en opnieuw gesuspendeerd in volledig RPMI-1640-medium aangevuld met 10% foetaal runderserum. De celdichtheid werd aangepast naar 1 × 106 cellen/ml, zoals geverifieerd door een automatische cellenteller. De celsuspensie werd in kweekplaten gezaaid en gedurende 2 uur bij 37°C in een atmosfeer van 5% CO2 voorgebroed om de hechting te bevorderen. Na de pre-incubatie werden de niet-aanhangende cellen in het kweeksupernatans zorgvuldig verzameld en onderworpen aan lymfocytenisolatie. De verzamelde suspensie werd voorzichtig over Ficoll-Paque gelaagd en opnieuw gecentrifugeerd bij 400 × g gedurende 20 minuten zonder rem. De mononucleaire cellaag op het grensvlak tussen plasma en Ficoll werd zorgvuldig aangezogen, tweemaal gewassen met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) en opnieuw gesuspendeerd in RPMI-1640-medium dat 10% foetaal runderserum bevatte. De levensvatbaarheid en concentratie van de cellen werden beoordeeld met behulp van de automatische celteller en de lymfocyten werden vervolgens gebruikt voor downstream-toepassingen.
Celbehandeling en kweek
De cellen werden voor behandeling in vijf groepen verdeeld: Controlegroep: Behandeld met een gelijk volume DMSO. Cholesterolbehandelingsgroep: Behandeld met cholesterol in een concentratie van 1,5 mmol/L. De 1,5 mmol/L-concentratie van vrij cholesterol die in dit onderzoek werd gebruikt, werd geselecteerd om een lipiderijke micro-omgeving te simuleren die verder gaat dan fysiologische niveaus. Circulerend vrij cholesterol bij gezonde personen varieert doorgaans van 0,9-1,3 mmol/L. De licht verhoogde concentratie die in deze experimenten werd gebruikt, was bedoeld om pathologische lipidenaccumulatie na te bootsen die kan optreden in ontstoken of metabolisch verstoorde weefsels bij SLE. Stearamide behandelingsgroepen: Behandeld met stearamide in concentraties van 5 μmol/L en 10 μmol/L. De concentraties stearamide (5 en 10 μmol/L) werden geselecteerd op basis van een eerder rapport26, waarin werd gesuggereerd dat stearamidespiegels in het bereik van 5-10 μmol/L verhoogde lipidaccumulatie onder pathologische omstandigheden kunnen nabootsen. De bedoeling hier was om de pro-apoptotische en immunomodulerende effecten van blootstelling aan lipiden met hoge concentratie op SLE-lymfocyten te onderzoeken, waarbij inflammatoire of metabolisch ontregelde toestanden werden gesimuleerd. Cholesterol en stearamide werden eerst opgelost in DMSO om stockoplossingen met een hoge concentratie te bereiden, die vervolgens werden verdund in kweekmedium om de doelconcentraties te bereiken. De uiteindelijke DMSO-concentratie in alle groepen was niet hoger dan 0,1% (v/v). Na het toevoegen van de respectievelijke behandelingen werden de platen voorzichtig geschud om een gelijkmatige verdeling te garanderen en gedurende 48 uur bij 37 °C geïncubeerd in een omgeving met 5% CO2 .
Apoptose-test
Voor de apoptose-experimenten werden 1 × 106 tot 3 × 106 cellen verzameld en tweemaal gewassen met voorgekoelde PBS. Een positieve controlegroep werd bereid door cellen te suspenderen in 500 μl voorgekoelde apoptose-positieve controleoplossing en gedurende 30 minuten op ijs te incuberen, gevolgd door nog een PBS-wasbeurt. Experimentele groepen werden behandeld zoals beschreven in rubriek 1.7, met controle-, cholesterol- (1,5 mmol/l) en stearamide (10 μmol/l) behandeling. Na de behandeling werden 1-10 × 105 cellen (inclusief die van de kweeksupernatant) verzameld en opnieuw gesuspendeerd in 500 μL 1× bindingsbuffer (bereid door 5× stockoplossing te verdunnen met dubbel gedestilleerd water). Elk monster werd gemengd met een gelijk aantal onbehandelde levende cellen en het volume werd aangepast naar 1,5 ml met voorgekoelde 1× bindingsbuffer. De suspensie werd vervolgens verdeeld in drie buizen: één voor blank control en twee voor single-stain compensatie (Annexin V-FITC en PI). Aan elke experimentele buis werd 5 μL Annexin V-FITC en 10 μL PI-kleuringsoplossing toegevoegd, gevolgd door vortexing en incubatie bij kamertemperatuur in het donker gedurende 5 minuten. Flowcytometrie werd uitgevoerd met behulp van een excitatielaser van 488 nm om Annexin V-FITC (emissie bij 530 nm) en PI (emissie bij 615 nm) te detecteren. De lege stuurbuis werd gebruikt om voorwaartse verstrooiing (FSC), zijverstrooiing (SSC) en fluorescentiekanaalspanningen in te stellen, terwijl de buizen met enkele kleuring werden gebruikt voor fluorescentiecompensatie. Apoptose werd geanalyseerd met behulp van spreidingsdiagrammen met twee parameters om het aandeel apoptotische cellen te beoordelen 27,28.
Detectie van immuunfactoren
Na de incubatie van 48 uur werden de celsuspensies gecentrifugeerd (250 × g gedurende 5 minuten) om de kweeksupernatanten te verzamelen, die tot analyse bij -80 °C werden bewaard. Cytokinekwantificering werd uitgevoerd met behulp van een commercieel Human Essential Immune Response Panel, volgens de instructies van de fabrikant met optimalisaties voor het instrument. In het kort werden 25 μL assaybuffer en 25 μL standaarden (variërend van 2,4 tot 10.000 pg/ml) of monsters toegevoegd aan elk putje van een microplaat. Het kralenmengsel werd gedurende 30 s gevortexeerd en aan de putten toegevoegd, waardoor het totale reactievolume op 75 μL kwam. De plaat werd geïncubeerd door te schudden (800 tpm) bij kamertemperatuur gedurende 2 uur in het donker. Na twee geautomatiseerde wasbeurten (1× wasbuffer, 250 × g gedurende 5 min) werd 25 μL gebiotinyleerd detectie-antilichaam aan elk putje toegevoegd en gedurende 1 uur geïncubeerd. Vervolgens werd gedurende 30 minuten 25 μL streptavidine-fycoerythrine (SA-PE) toegevoegd om het signaal te versterken.
De gegevensverzameling werd uitgevoerd met behulp van een flowcytometer uitgerust met een excitatielaser van 488 nm en een filter van 575/26 nm voor PE-detectie. Voorafgaand aan elk experiment werden kalibratiekralen gebruikt om de spanningen van de fotomultiplicatorbuis en spectrale compensatie te optimaliseren. Gegevens werden geanalyseerd met behulp van LEGENDplex-software v8.0, waarbij cytokineconcentraties werden bepaald via logistieke aanpassing met vijf parameters (5PL) curve. De detectielimieten voor elk cytokine varieerden van 0,68 pg/ml tot 1,97 pg/ml, en experimenten werden in tweevoud uitgevoerd om precisie te garanderen (variatiecoëfficiënt tussen de putten <10%). De resultaten werden uitgedrukt als gemiddelde ±± standaarddeviatie en statistische verschillen tussen groepen werden beoordeeld met behulp van eenrichtings-ANOVA, gevolgd door de post-hoctest van Tukey in een geschikte statistische analysesoftware. De incubatietijd van 48 uur werd gekozen op basis van de dynamische veranderingen in de cytokinesecretie om de immuunrespons volledig vast te leggen. Dagelijkse kalibratie van het instrument en controle van de DMSO-concentratie (≤0,1%) zorgden voor de betrouwbaarheid en reproduceerbaarheid van de resultaten 29,30,31.