Alle dierprocedures zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (protocolnummer: IACUC-2024-FK-007) en uitgevoerd in overeenstemming met de verklaring van de Association for Research in Vision and Ophthalmology for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. Mannelijke C57BL/6 muizen, 8-10 weken oud en met een gewicht van 20-25 g, werden gehuisvest in individueel geventileerde kooien onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden van 22 ± 2 °C en 50%-60% relatieve luchtvochtigheid met een licht-donker cyclus van 12:12 uur. Deze specifieke ziekteverwekkervrije dieren zijn verkregen van Charles River Laboratories (zie Materiaaltabel). Alle muizen ondergingen een acclimatisatieperiode van een week om zich aan te passen aan de nieuwe omgeving voordat ze experimentele procedures uitvoerden, met onbeperkte toegang tot standaard knaagdiervoedsel en water.
VOORZICHTIG: Aspergillus fumigatus is een pathogene organisme die biosafety level 2 moet worden beheerst. Alle schimmelkweeken moeten worden behandeld in een gecertificeerde biologische veiligheidskast met passende persoonlijke beschermingsmiddelen, waaronder handschoenen, laboratoriumjassen en oogbescherming. Dimethylsulfoxide (DMSO) is brandbaar en kan de huid binnendringen; Behandel in goed geventileerde ruimtes en vermijd direct contact. Ketamine en xylazine zijn gereguleerde stoffen die veilige opslag en correcte documentatie vereisen volgens institutionele regelgeving.
Experimentele voorbereiding
Alle benodigde reagentia, geneesmiddelen en materialen werden bereid volgens de experimentele workflow (zie Materiaaltabel en Aanvullende Figuur 1 voor schema). Racemische (±)-α-lipoïnezuur (LA) lageroplossingen werden bereid met racemisch α-lipoïnezuur (1,2-dithioline-3-pentanoïnezuur) opgelost in DMSO tot een concentratie van 60 mM en opgeslagen in wegwerp-aliquots bij -80 °C om oxidatieve afbraak te voorkomen. De Nrf2-remmer ML385 en HO-1-remmer SnPPIX werden op vergelijkbare wijze bereid en gealiquoteerd voor eenmalig gebruik om vries-dooicycli te vermijden. Alle celkweekmedia en supplementen werden onder steriele omstandigheden bereid en voorverwarmd tot 37 °C voordat het gebruik werd gebruikt.
Alle materialen die besmet waren met schimmelkweken, waaronder agarplaten, kweekbuizen en wegwerpplastics, werden 30 minuten geautoclaveerd bij 121 °C voordat ze werden gedumpt in biohazard-afvalcontainers. Chemisch afval met organische oplosmiddelen werd apart verzameld en afgevoerd via institutionele protocollen voor milieu, gezondheid en veiligheid. Dierlijk weefsel en karkassen werden verbrand via goedgekeurde biomedische afvalvoorzieningen.
Schimmelkweek en infectievoorbereiding
Aspergillus fumigatus werd 5-7 dagen gekweekt op Sabouraud-dextroseagar bij 37 °C totdat volwassen conidale vorming werd waargenomen. Conidia werden geoogst door volwassen culturen te vullen met steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) met 0,05% Tween-80, en conidiale suspensies werden gefilterd door steriel gaas om hyfale fragmenten te verwijderen. Conidiale concentratie werd bepaald met een hemocytometer en aangepast aan vastgestelde concentraties op basis van gepubliceerde schimmelkeratitismodellen. Voor in vitro experimenten werd 1 x 10à 6 conidia/mL (infectiemultipliciteit van 10:1) geselecteerd op basis van eerdere studies die aantoonden dat deze concentratie robuuste ontstekingsreacties induceert in corneale epitheelcellen, terwijl voldoende cellevensvatbaarheid behouden blijft voor downstream analyses16,17. Voor in vivo studies werd 1 x 107 conidia/mL gekozen omdat dit inoculum een consistente, matige ernst keratitis produceert met reproduceerbare ziektescores op dag 5 na infectie, wat voldoende dynamisch bereik biedt om de therapeutische effectiviteit te beoordelen zonder overmatige sterfte16,19.
Behandeling van dieren en hoornvliesinfectie
Onder algehele narcose (intraperitoneale injectie van ketamine 100 mg/kg en xylazine 10 mg/kg) werd schimmelkeratitis veroorzaakt door drie lineaire krassen van 1 mm op het centrale hoornvlies te maken met een steriele 25G-naald, gevolgd door plaatselijke toepassing van 5 μL conidiale suspensie van A. fumigatus . Muizen werden willekeurig toegewezen aan behandelgroepen (n=8 per groep): controle (niet-geïnfecteerd), geïnfecteerde controle, geïnfecteerde + LA-behandeling (60 μmol/L topisch 4x daags), en geïnfecteerd + LA + SnPPIX-behandeling (LA plus 5 mg/kg SnPPIX intraperitoneaal daags). Klinische beoordeling en weefselverzameling werden uitgevoerd op dag 5 na de infectie.
Voorzorgsmaatregelen voor het hanteren van dieren: Alle procedures waarbij verdoofde dieren betrokken zijn, moeten onder aseptische omstandigheden worden uitgevoerd. Houd dieren continu in de gaten tijdens de anesthesie op ademhalingsdepressie. Verwijder besmet beddengoed, chirurgisch afval en besmette weefsels door autoclaven, gevolgd door verbranding volgens institutionele protocollen voor het beheer van biohazard afval.
Celkweek en behandeling
Menselijke corneale epitheelcellen (HCEC's) werden verkregen uit ATCC en onderhouden in DMEM/F-12 medium aangevuld met 10% foetaal rundserum, 1% penicilline-streptomycine en 1% L-glutamine bij equimolaire concentraties van 37 °C in een bevochtigde atmosfeer van 5% CO₂. Cellen werden elke 3-4 dagen subgekweekt bij het bereiken van 80%-90% samenvloeiing en gebruikt tussen passages 3-8 om consistentie te waarborgen. Voor experimentele behandelingen werden cellen met 5 x 10⁴ cellen per put in de juiste platen geplant en 24 uur laten blijven zitten voor de behandeling. Voor alle in vitro mechanistische experimenten werden cellen eerst blootgesteld aan Aspergillus fumigatus conidia bij een infectiemultipliciteit (MOI) van 10:1 gedurende 4 uur om infectie vast te stellen, gevolgd door toevoeging van LA (60 μM), ML385 (5 μM) of SnPPIX (1 μM) alleen of in combinatie voor nog eens 24 uur vóór monsterafname. Dit sequentiële ontwerp maakt het mogelijk om de therapeutische effecten van LA op gevestigde schimmelproblemen te beoordelen in plaats van profylactische behandeling.
Cellevensvatbaarheidsbeoordeling (CCK-8 analyse)
De levensvatbaarheid van cellen werd beoordeeld met behulp van de Cell Counting Kit-8 (CCK-8). Cellen werden gezaaid in 96-wellplaten van 5 x 104 cellen per put en 24 uur geïncubeerd vóór behandeling. Na blootstelling aan het medicijn werd 10 μL CCK-8-oplossing aan elke put toegevoegd, en platen werden 2 uur geïncubeerd bij 37 °C. De absorptie werd gemeten bij 450 nm met een Multi-Mode Microplate Reader. Elke experimentele conditie werd in achttien jaar uitgevoerd, en de experimenten werden drie keer onafhankelijk herhaald. De concentratie van voertuigcontrole (DMSO) bleef onder de 0,1% om cytotoxische effecten te voorkomen.
RNA-extractie en kwantitatieve real-time PCR
Totaal RNA werd geïsoleerd uit gekweekte cellen en hoornvlies met behulp van de RNeasy Mini Kit volgens het protocol van de fabrikant. Weefselmonsters werden gehomogeniseerd in een RLT-buffer met een weefselhomogenisator gedurende 2 minuten bij 50 Hz. De kwaliteit en concentratie van RNA werden beoordeeld met een spectrofotometer, waarbij monsters met 260/280-verhoudingen van 1,8-2,0 werden gebruikt voor downstream analyse. De samenstelling van eerstestreng cDNA werd uitgevoerd met behulp van de High-Capacity cDNA Reverse Transcription Kit met 1 μg totaal RNA per reactie. Kwantitatieve PCR werd uitgevoerd met behulp van SYBR Green-gebaseerde qPCR-mastermix op een real-time PCR-systeem met initiële denaturatie bij 95 °C gedurende 2 minuten, gevolgd door 40 cycli van 95 °C gedurende 15 seconden en 60 °C gedurende 1 minuut. Smeltcurveanalyse werd uitgevoerd om de ampliconspecificiteit te verifiëren. Alle primers werden vóór gebruik gevalideerd op efficiëntie (90%-110%) en specificiteit. Relatieve mRNA-expressie werd berekend met de 2(-ΔΔCT) -methode met GAPDH als referentiegen.
Eiwitextractie en Western blot-analyse
Voor totale eiwitextractie werden cellen en weefsels gelyseerd in een RIPA-buffer aangevuld met protease- en fosfataseremmercocktails. Nucleaire en cytoplasmatische eiwitfracties werden bereid met behulp van de NE-PER Nucleaire en Cytoplasmatische Extractiereagentia volgens het protocol van de fabrikant. De eiwitconcentraties werden bepaald met behulp van de Bradford-assay. Gelijke hoeveelheden eiwit (30-50 μg) werden gescheiden door SDS-PAGE en overgebracht naar PVDF-membranen. Na blokkering met 5% magere melk in Tris-gegebufferde zoutoplossing met 0,1% Tween-20 gedurende 1 uur, werden membranen 's nachts geïncubeerd met primaire antilichamen bij 4 °C, gevolgd door geschikte HRP-geconjugeerde secundaire antilichamen gedurende 1 uur bij kamertemperatuur. Eiwitbanden werden visualiseerd met behulp van een versterkt chemiluminescentie-reagens met blootstellingstijden van 30-180 seconden, afhankelijk van de signaalintensiteit. Banden werden gekwantificeerd met ImageJ-software, waarbij β-actine diende als belastingscontrole voor het totale aantal eiwitten en lamin B1 voor nucleaire eiwitten.
Klinische beoordeling en histologische analyse
De ernst van de hoornvliesziekte werd geëvalueerd met een gestandaardiseerd klinisch scoresysteem gebaseerd op vastgestelde protocollen voor muisschimmelkeratitis22. Het scoresysteem beoordeelt drie parameters op een schaal van 0-4: hoornvliesopaciteit (0 = helder, 4 = volledig ondoorzichtig), oppervlakte-onregelmatigheid (0 = glad, 4 = ernstige ulceratie met perforatie), en ontstekingsrespons (0 = geen infiltrat, 4 = dichte infiltratie met hypopyon), wat resulteert in totale scores van 0 tot 12. Alle klinische beoordelingen werden uitgevoerd door twee onafhankelijke waarnemers die maskers droegen bij de toewijzing van behandelgroepen, waarbij de overeenstemming tussen waarnemers meer dan 90% bedroeg. Hoornvliesfoto's werden gemaakt met een spleetlampbiomicroscoop uitgerust met een digitale camera. Voor histologische analyse werden de ogen geïnucleeerd, gefixeerd in 4% paraformaldehyde, paraffine-ingebed en gesneden op 5 μm dikte. Doorsneden werden gekleurd met hematoxyline en eosine voor algemene morfologiebeoordeling.
Enzym-gekoppelde immunosorbent-assay (ELISA)
De uitgescheiden niveaus van IL-1β en TNF-α in celkweeksupernatanten en hoornvliesweefselhomogenaten werden gekwantificeerd met commerciële ELISA-kits volgens de instructies van de fabrikant. Cellenkweek-supernatanten werden verzameld na 24 uur behandeling, terwijl hoornvliesweefsels werden gehomogeniseerd in PBS-houdende proteaseremmers. Monsters werden gecentrifugeerd op 12.000 x g gedurende 10 minuten bij 4 °C, en supernatanten werden gebruikt voor ELISA-analyse. Alle monsters werden dubbel geanalyseerd en de cytokineconcentraties werden berekend aan de hand van standaardcurves.
Statistische analyse
Alle experimenten werden uitgevoerd met geschikte biologische replicaten (n ≥6 voor in vitro studies, n = 8 voor dierstudies) en ten minste 3x onafhankelijk herhaald. De gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± standaardfout van het gemiddelde (SEM). Data-analyse werd uitgevoerd met GraphPad Prism versie 9.0. Specifiek gebruikten we de normaliteitstestfunctie (Shapiro-Wilk) om de gegevensverdeling te beoordelen, eenrichtings-ANOVA met Tukey's meervoudige vergelijkingstest voor experimenten met meer dan twee groepen, en de ongepaarde Student's t-test voor tweegroepsvergelijkingen. Grafieken werden gegenereerd als gegroepeerde staafdiagrammen met individuele datapunten over elkaar gelegd als spreidingsdiagrammen, waarbij foutbalken de standaardfout van het gemiddelde weergaven.