Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Muizenmodel van de overgang van acute naar chronische nierziekte veroorzaakt door nierischemie/reperfusieschade

816 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69866

⸱

10 februari 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Medical Center Children's Hospital of Pittsburgh (UPMC CHP), University of Pittsburgh

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel presenteert een ischemisch CKD-model met behulp van unilaterale nier-IRI met contralaterale nefrectomie die één dag voor het monster wordt genomen; dit protocol maakt serumgebaseerde functionele beoordeling, hoge overleving en reproduceerbare CKD-pathologie na 28 en 42 dagen mogelijk, wat een veelzijdig platform biedt voor mechanistische en interventionele studies.

Samenvatting

Chirurgische tijdelijke occlusie van de nierpedicle induceert nierischemie–reperfusieschade (IRI), een veelgebruikt model voor het bestuderen van acute nierschade (AKI) en de progressie ervan naar chronische nierziekte (CKD) bij muizen. Conventionele protocollen sluiten echter vaak serumgebaseerde functionele beoordeling uit of leiden tot een hoge sterfte. Hoewel bestaande unilaterale en bilaterale nier-IRI-modellen de nadruk leggen op reproduceerbaarheid, blijven er uitdagingen om zowel een consistente ernst van het letsel als een langdurige overleving te bereiken die geschikt is voor het bestuderen van de progressie van CKD. Hier presenteren we een dorsale benaderingsprotocol dat een robuust en reproduceerbaar model biedt van de ischemische AKI-naar-CKD-overgang. De dorsale benadering vergemakkelijkt een gemakkelijke toegang tot de nieren en minimaliseert intra-abdominale manipulatie. We gebruiken unilaterale nier-IRI gecombineerd met een contralaterale nefrectomie die één dag voor bloed- en weefselafname wordt uitgevoerd. Deze aanpak biedt twee belangrijke voordelen: (1) het minimaliseert variabiliteit door de inconsistenties die gepaard gaan met bilaterale schade te vermijden, en (2) het bereikt bijna 100% overleving terwijl het een consistente blessure behoudt, in tegenstelling tot protocollen waarbij nefrectomie eerder wordt uitgevoerd en gepaard gaat met een hogere sterfte. Functionele evaluatie wordt uitgevoerd met serum BUN en creatinine, en interstitiële fibrose wordt gekwantificeerd door Massons tricchroom-gebaseerde collageenafzetting en CKD-markergenen op 28 en 42 dagen na renale IRI. Samen bieden deze uitlezingen complementaire inzichten in functionele beperkingen en de ontwikkeling van weefselpathologie. Dit protocol stelt een betrouwbaar en veelzijdig model vast van ischemisch-CKD bij muizen voor mechanistische onderzoeken.

Inleiding

AKI is een veelvoorkomende complicatie bij opgenomen patiënten en blijft een groot wereldwijd gezondheidsprobleem. Epidemiologische studies geven aan dat AKI voorkomt bij maximaal 20% van de opgenomen personen en 30-60% van de kritisch zieke patiënten 1,2. Hoewel sommige patiënten de nierfunctie herstellen, vertonen anderen een onvolledig herstel, waardoor ze vatbaar zijn voor CKD3. De overgang van AKI naar CKD wordt steeds meer erkend als een belangrijke factor voor langetermijnuitkomsten en is een focus geworden van mechanistisch en therapeutisch onderzoek 4,5,6. Om de onderliggende moleculaire mechanismen te bestuderen en potentiële therapieën te testen, zijn reproduceerbare diermodellen essentieel.

Chirurgische tijdelijke occlusie van de nierpedicle (arterie en vene) induceert renale IRI, een van de meest gebruikte modellen voor het bestuderen van AKI bij muizen. Deze procedure veroorzaakt acute tububulaire epitheliale schade en een ontstekingsreactie die kan overgaan in chronische interstitiële fibrose 7,8. Conventionele nier-IRI-protocollen brengen echter verschillende uitdagingen met zich mee. Unilaterale nier-IRI wordt geassocieerd met minimale sterfte en wordt veel toegepast voor langlopende onderzoeken9; Beoordeling van de nierfunctie (bijv. serumchemie, urineanalyse of glomerulaire filtratiesnelheid) is echter niet haalbaar. Bilaterale nier-IRI of modellen die unilaterale renale IRI combineren met gelijktijdige of vroege contralaterale nefrectomie worden geassocieerd met een verhoogde mortaliteit, waardoor hun gebruik voor chronische studies beperkt wordt. Hoewel er recentrobuuste variaties van deze modellen zijn onderzocht, is hun toepassing in chronische studieomgevingen zorgvuldig overwogen. Daarnaast gebruiken sommige protocollen een ventrale midline laparotomie, waarbij intra-abdominale organen worden gemanipuleerd om de nierpedicle bloot te leggen. Dit kan de chirurgische invasieve en technische complexiteit vergroten. Skrypnyk et al. meldden dat een contralaterale nefrectomie uitgevoerd 8 dagen na unilaterale ischemie serologische beoordeling van de nierfunctie na het letsel mogelijk maakt, terwijl een hoge overlevingskansbehouden blijft. Dit protocol biedt een systematische set procedures die geoptimaliseerd zijn om de progressie van AKI naar CKD te beoordelen over een periode van maximaal 42 dagen.

Deze studie toont een ischemisch AKI-CKD-model aan met behulp van unilaterale nier-IRI, gevolgd door een vertraagde contralaterale nefrectomie die één dag vóór het nemen van nier- en bloedmonsters wordt uitgevoerd. We hebben eerder vergelijkbare procedures als AKI-model toegepast in meerdere publicaties: 12,13,14,15. We hebben deze benadering met succes uitgebreid om de overgang van AKI naar CKD te bestuderen, waarbij op dag 28 en 42 duidelijke tekenen van CKD zichtbaar zijn (Figuur 1 voor het schema). Deze aanpak zorgt voor uitstekende overleving, induceert een sterk fibrotisch fenotype in beschadigde nieren en maakt het mogelijk om de nierfunctie te beoordelen met behulp van verzameld bloed. Daarom is deze aanpak vooral nuttig voor studies die serologische evaluatie vereisen (in tegenstelling tot alleen unilaterale renale IRI) en een verbeterde overlevingskans (vergeleken met bilaterale renale IRI). Een dorsale flankbenadering werd gebruikt om direct toegang tot de nier te krijgen. In vergelijking met ventrale midline laparotomie minimaliseert deze aanpak intra-abdominale manipulatie en beperkt chirurgische manipulatie tot de nier en perihilaire weefsels, waardoor de procedurele consistentie verbetert.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De dierproeven die in deze studie zijn uitgevoerd, zijn goedgekeurd door het University of Pittsburgh Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC; Protocol nr. 23103811), in overeenstemming met institutionele richtlijnen. Een schijnoperatie-controlegroep kan worden opgenomen indien nodig en ondergaat doorgaans chirurgische blootstelling zonder vasculaire klemming of contralaterale nefrectomie. Zie de sectie Materialen voor gedetailleerde informatie over de gebruikte gereedschappen en apparatuur. Scherpe voorwerpen, waaronder naalden, scalpelbladen en clips, moeten worden weggegooid in aangewezen scherpe containers voor scherpe voorwerpen. Biologisch afval, waaronder weefsels en kadavers, moet worden behandeld en afgevoerd volgens de institutionele protocollen voor biologisch gevaarlijk afval. De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Diervoorbereiding en chirurgische opstellingen

  1. Autoclaaf alle chirurgische instrumenten vóór gebruik. Bij operaties op meerdere dieren verwijder je bloed en vuil van de instrumenten tussen de ingrepen door, en steriliseer ze vervolgens 10-15 seconden met een warme krale-sterilisator. Laat de instrumenten afkoelen voordat je ze hergebruikt.
  2. Zet een watercirculerende verwarmingsmat op en plaats een infraroodlamp boven het operatieveld.
  3. Plaats de muis in een anesthesie-inductiekamer en induceer de narcose met isoflurane (1,5%-2% zuurstof, 1-2 L/min) (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Zodra de muis het bewustzijn lijkt te zijn verloren, controleer dan de voldoende verdovingsdiepte door een teenknijp uit te voeren om het verlies van reflexen te controleren.
  4. Breng de muis over naar het verwarmde chirurgische pad en zorg voor verdoving via een neuskegel.
  5. Dien Ethiqa XR toe (buprenorfine met verlengde afgifte; 3,25 mg/kg, s.c.) voor postoperatieve analgesie.
  6. Plaats de muis in buikligging op het operatiepad. Zet de ledematen indien nodig vast met tape om beweging te minimaliseren.
  7. Schaaf het dorsale haar rond de bedoelde incisieplaats met een tondeuse.
  8. Breng oogzalf aan op de ogen om uitdroging tijdens de ingreep te voorkomen.
  9. Steek een rectale sonde in, zet deze vast met tape en verbind deze met een thermometer voor continue monitoring.
  10. Desinfecteer het operatiegebied door af te wisselen met 10% povidonjodium en 70% ethanol, en bedek het gebied vervolgens met een steriel doek.

2. Unilaterale nier-IRI

  1. Maak een middenlijn-incisie in de dorsale huid (3-4 cm) die het nierniveau overspant.
  2. Scheid de huid van de onderhuidse lagen met een weefsel-scheidende schaar.
  3. Bepaal de locatie van de nier door palpatie via de huid.
  4. Op het niveau waar de nier wordt gezien, ongeveer 1 cm lateraal aan de wervelkolom aan de linkerkant, maak een lengtespierinsnijding van 1-1,5 cm.
    OPMERKING: Als de incisie te lang is, kan de nier terugglijden in de buikholte, wat de verdere manipulatie bemoeilijkt. Een minimale incisie kan de nier naar buiten houden.
  5. Beweeg de nier voorzichtig naar buiten via de dorsale incisie. Als een dun membraan de toegang belemmert, ontleed het dan bot.
  6. Terwijl je de nier stabiliseert met niet-gekartelde pincetten, dissectie je botweg het perihilaire vet en bindweefsel rond de boven- en onderste nierpedicle om een "kanaal" te creëren voor het plaatsen van een vasculaire klem.
  7. Controleer of de kerntemperatuur van het lichaam warm genoeg is (36,8-37,2 °C) voordat je ischemie induceert. Breng een niet-traumatische vaatklem aan over de nierslagader en de ader als een bundel.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat de vaten gecentreerd zijn in de kaken van de klem en met constante druk worden samengedrukt. Zet de klem op een vaste plek op het hilum. Oriënteer de klem loodrecht op de as van het vat. Deze specifieke klem kan worden hergebruikt voor ongeveer 10 dierlijke procedures.
  8. Trek de huid om de nier te bedekken en houd deze zo dicht mogelijk bij de kerntemperatuur van het lichaam.
  9. Houd de kerntemperatuur van het lichaam op 36,8-37,2 °C tijdens ischemie door de warmtepomp op 38-39 °C in te stellen (indien nodig aan te passen) en de infraroodlamp aan/uit te zetten om de gewenste lichaamstemperatuur te behouden (pas de lampafstand aan indien nodig).
    OPMERKING: Dit "sandwich"-verwarmingssysteem, bestaande uit een watercirculerende verwarmingsmat en een infraroodlamp, houdt effectief de kerntemperatuur binnen het smalle bereik van 36,8-37,2 °C. Registreer elke minuut de kerntemperatuur van het lichaam om ervoor te zorgen dat deze op 36,8-37,2 °C blijft.
  10. Na 30 minuten van de ischemische periode verwijder je de klem en breng je de nier met een wattenstaafje terug naar de buikholte.
    OPMERKING: Controleer of de hele nier er gelijkmatig bleek uitziet voordat je het ontklemmt. Controleer na het verwijderen van de klem een succesvolle reperfusie. Als de reperfusie duidelijk vertraagd is, zoals 30 seconden of langer, kan dit wijzen op onvolledige reperfusie en moet het uitsluiten van het dier uit latere analyses worden overwogen. Vatbaarheid voor nier-IRI en de daaropvolgende ernst van CKD worden sterk beïnvloed door leeftijd, geslacht en achtergrondspanning. Het uitvoeren van een pilotexperiment om de optimale duur van de ischemie te bepalen is essentieel voor elk onderzoeksontwerp.
  11. Sluit de spierlaag met 5-0 opneembare hechtingen en vervolgens de huid met wondklemmen (bijv. 9 mm).
    OPMERKING: Verwijder de wondclips 10 dagen na de operatie.
  12. Stop met de isoflurane anesthesie en laat de muis herstellen in een schone kooi. Als het dier is hersteld van de narcose en geen tekenen van stress of onderkoeling vertoont, breng de kooi dan terug naar de onderhoudsruimte van het dier. Dieren worden postoperatief gecontroleerd op pijn of ongemak, en er worden indien nodig extra doses Ethiqa XR toegediend. Humane eindpunten worden vastgesteld volgens de institutionele IACUC-richtlijnen om dierenstress te minimaliseren.
    OPMERKING: Ethiqa XR biedt pijnstillers tot 3 dagen. Geef een extra dosis als dieren 72 uur na de eerste dosis tekenen van pijn of ongemak tonen.

3. Contralaterale nefrectomie

  1. Volg stap 1, de voorbereidingsstappen voor het dier.
  2. Voer een huidincisie uit zoals beschreven in stappen 2.1 en 2.2.
  3. Op het niveau waar de rechternier zichtbaar is, ongeveer 1 cm lateraal van de wervelkolom aan de rechterkant, maak een longitudinale spierincisie van 1-1,5 cm.
  4. Terwijl je de nier vasthoudt met niet-gekartelde tang, snijd je het perihilaire vet en bindweefsel bot open om de nierpedicle bloot te leggen.
  5. Scheid voorzichtig de bijnier van de nier, zodat de bijnier intact blijft en schade aan de bloedvaten wordt voorkomen.
  6. Ligaer de nierpedicle met een ligatieclip (clipgrootte: klein) en 4-0 zijden hechtingen, en snijd vervolgens de bloedvaten aan de nierzijde door. Vervolgens doorsnijd je de ureter en verwijder je de nier.
  7. Sluit de incisie zoals beschreven in stap 2.11.

4. Verzameling van bloed- en nierweefsel

  1. Induceer anesthesie bij muizen met isoflurane (1,5%-2% zuurstof, 1-2 L/min) en bevestig de anesthesiediepte door in de teen te knellen om verlies van reflexen te controleren.
  2. Plaats de muis in rugliggend, maak dan een middenlijnincisie en verwijder het middenrif.
  3. Voorzichtig blootstel het hart en steek een 23-G naald die aan een 3 mL spuit is bevestigd in de linker ventrikel.
  4. Neem langzaam bloed af (600-1.000 μL).
  5. Verwijder de naald om hemolyse te voorkomen en breng het bloed over in de afzuigbuis.
  6. Snijd de linkernier uit en snijd deze door met een scalpel (mesje gemonteerd op een handvat) volgens de onderzoeksvereisten.
  7. Voer euthanasie uit door het hart onder narcose te verwijderen (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
  8. Bewerking de gesneden weefsels volgens de studie-eisen (bijv. fixatie, snap-freezing).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De karakteristieke verandering in nierkleur die tijdens de operatie werd waargenomen, bevestigde de inductie van uniforme nierischemie gevolgd door succesvolle reperfusie. Succesvolle ischemie wordt aangegeven door een verandering in de nierkleur van zwart naar donkerpaars, met daaropvolgende verbetering na het verwijderen van een vasculaire klem, wat reperfusie bevestigt. Als nierischemie niet succesvol wordt opgewekt, vertoont de nier slechts minimale kleurverandering en kan het daarop...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol biedt een reproduceerbaar renaal IRI-geïnduceerd model van de overgang van AKI naar CKD, die wordt gekenmerkt door aanhoudende nierstoornissen en progressieve interstitiële fibrose, die algemeen worden beschouwd als kenmerken van CKD17,18. Unilaterale ureterale obstructie (UUO) is een veelgebruikt CKD-model dat obstructieve nefropathie induceert en voornamelijk fibrose aanstuurt via persistente buisobstructi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door NIDDK K01-DK133635; UPMC VMI P3HVB-prijs; Samuel en Emma Winters Foundation Award; UPMC CHP RAC Start-up subsidie; UPMC CHP Foundation Children's Trust Grantmakers' award; George M. O'Brien Kidney Resource Alliance Opportunity Pool Program (OKRA OPP) (aan TC), NIDDK R01-DK121758; DK134346; R25-DK119180 (naar SSL), NIDDK R01-DK125015; R01-DK137410 (naar JH), en Carolyn en Mark Snyder en de familie Snyder (naar JH en SSL). Wij danken het UPMC CHP Histology Core Laboratory voor de hulp bij histologie en gescande beeldvorming, en de Kansas State University Veterinary Diagnostic Laboratories voor ondersteuning in serumchemie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AnesthesiegasfilterA.M. Bickford F-AIR
Anesthesiegas inductiekamer, verwarmingAIMS Lab ProductsWCS8
BloedopvangbuisBD Microtainer365967
EthanolDecon Labs2701
Ethiqa XR (buprenorfine met verlengde afgifte)Fidelis Animal HealthNDC 86084-100-30
OogzalfAKORNNDC 17478-062-35
Gaasjes, steriele Dynarex3353
Haarknipmachine voor klein dierWAHLCLP-9868
Warmtelamp, infraroodPhysitemp InstrumentsHL-1
Warmtepomp voor warmwatercirculatieBrainTree ScientificHTP-1500
Warmte-/anesthesiesysteem voor klein dier, Versaflex BrainTree ScientificEZ-7150
Chirurgische doeken met warmtebehoudBraintree ScientificSPDR-MPS
Hete kralensterilisatorSimon KellerSteri 250
IsofluraanoplossingCovetrus29405
Apparaat voor ligatieclipsWECK533140
LigatieclipsWECK533837
Microsonde voor rectale temperatuur PhysitempRET-3
MicrosondevoelerPhysitempBAT-12
Microscoop, optischLeicaDM2500
Microscoop, scannerLeicaAperio CS2 diascanner
Muis (FVB/NJ)Jackson Laboratory001800
Naald (23G)BD305145
Povidonjodium-staafjes Dynarex1201
ScalpelbladenFine Science Tools10020-00
ScalpelgreepFine Science Tools10060-13
Chirurgische pincetten, niet-gekarteldRoboz Surgical InstrumentRS-5228
Chirurgische pincetten, gekarteldFine Science Tools11051-10
Chirurgische pincetten, getandFine Science Tools11019-12
Chirurgische handschoenenCTISPGF750
Chirurgische weefselscheidende schaarFine Science Tools14072-10
Hechtdraad, polyglycolzuur (PGA)/absorbeerbaar  (5-0)Dynarex9131
Hechtdraad, zijde (4-0)OasisMV-683-V
Spuit (3ml)BD309628
Handdoeken, steriele Dynarex4410
Vasclere clamp voor hechtdraadFine Science Tools15057-14
Vasclere clamp, niet-traumatisch Fine Science Tools 18055-03
WondeclipsapparaatFine Science Tools12020-09
WondeclipsFine Science Tools12022-09

Referenties

  1. Susantitaphong, P., et al. World incidence of AKI: A meta-analysis. Clin J Am Soc Nephrol. 8, 1482-1493 (2013).
  2. Pickkers, P., et al. Acute kidney injury in the critically ill: an updated review on pathophysiology and management. Intensive Care Med. 47, 835-850 (2021).
  3. Varrier, M., Forni, L. G., Ostermann, M. Long-term sequelae from acute kidney injury: potential mechanisms for the observed poor renal outcomes. Crit Care. 19, 102(2015).
  4. Coca, S. G., Singanamala, S., Parikh, C. R. Chronic kidney disease after acute kidney injury: a systematic review and meta-analysis. Kidney Int. 81, 442-448 (2012).
  5. Chawla, L. S., Eggers, P. W., Star, R. A., Kimmel, P. L. Acute kidney injury and chronic kidney disease as interconnected syndromes. N Engl J Med. 371, 58-66 (2014).
  6. Venkatachalam, M. A., Weinberg, J. M., Kriz, W., Bidani, A. K. Failed Tubule Recovery, AKI-CKD transition, and kidney disease progression. J Am Soc Nephrol. 26, 1765-1776 (2015).
  7. Hesketh, E. E., et al. Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration. J Vis Exp. (88), e51816(2014).
  8. Malek, M., Nematbakhsh, M. Renal ischemia/reperfusion injury; from pathophysiology to treatment. J Renal Inj Prev. 4, 20-27 (2015).
  9. Le Clef, N., Verhulst, A., D'Haese, P. C., Vervaet, B. A. Unilateral renal ischemia-reperfusion as a robust model for acute to chronic kidney injury in mice. PLoS One. 11, e0152153(2016).
  10. Smith, T., et al. Robust rat and mouse models of bilateral renal ischemia reperfusion injury. In Vivo. 38, 1049-1057 (2024).
  11. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post-injury fibrosis in mice. J Vis Exp. (78), e50495(2013).
  12. Chiba, T., et al. Sirtuin 5 regulates proximal tubule fatty acid oxidation to protect against AKI. JASN. 37 (1), 0163(2019).
  13. Chiba, T., et al. Endothelial-derived miR-17~92 promotes angiogenesis to protect against renal ischemia-reperfusion injury. JASN. 32 (3), 552-563 (2021).
  14. Silva Barbosa, A. C., et al. Dicarboxylic acid dietary supplementation protects against AKI. JASN. 35, 135-148 (2024).
  15. Chiba, T., et al. Loss of long-chain acyl-CoA dehydrogenase protects against acute kidney injury. JCI Insight. 10, (2025).
  16. Chiba, T., et al. Retinoic Acid signaling coordinates macrophage-dependent injury and repair after AKI. JASN. 27, 495-508 (2016).
  17. Webster, A. C., Nagler, E. V., Morton, R. L., Masson, P. Chronic kidney disease. Lancet. 389, 1238-1252 (2017).
  18. Martínez-Klimova, E., Aparicio-Trejo, O. E., Tapia, E., Pedraza-Chaverri, J. Unilateral ureteral obstruction as a model to investigate fibrosis-attenuating treatments. Biomolecules. 9 (4), 141(2019).
  19. Chevalier, R. L., Forbes, M. S., Thornhill, B. A. Ureteral obstruction as a model of renal interstitial fibrosis and obstructive nephropathy. Kidney Int. 75, 1145-1152 (2009).
  20. Bonventre, J. V., Yang, L. Cellular pathophysiology of ischemic acute kidney injury. J Clin Invest. 121, 4210-4221 (2011).
  21. Wei, Q., Dong, Z. Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks. Am J Physiol Renal Physiol. 303, F1487-F1494 (2012).
  22. Lu, X., et al. C57BL/6 and 129/Sv mice: Genetic difference to renal ischemia-reperfusion. J Nephrol. 25, 738-743 (2012).
  23. Scarfe, L., et al. Long-term outcomes in mouse models of ischemia-reperfusion-induced acute kidney injury. Am J Physiol Renal Physiol. 317, F1068-F1080 (2019).
  24. Jordan, C. Z., et al. Murine kidney transplant outcome is best measured by transdermal glomerular filtration rate. Am J Transplant. 24, 2150-2156 (2024).
  25. Scarfe, L., et al. Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy. Sci Rep. 5, 13601(2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Acute nierinsufficiëntiedorsale benaderingunilaterale renale IRIcontralaterale nefrectomieserumcreatinineinterstitiële fibrose
Muizenmodel van de overgang van acute naar chronische nierziekte veroorzaakt door nierischemie/reperfusieschade
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.