Het opstellen van een gestandaardiseerde ligaturisatieprocedure voor nierslagader bij hypertensie bij Syrische gouden hamsters

Samenvatting

Deze studie stelde een gedeeltelijk renale arterieligatiemodel vast en optimaliseerde dit bij Syrische hamsters (2K1C), dat stabiel RAS-gerelateerde secundaire hypertensie induceert in een achtergrond van hyperlipidemie, en zo een zeer reproduceerbaar platform biedt voor cardiovaculair onderzoek.

Samenvatting

Hypertensie wordt beschouwd als een grote wereldwijde gezondheidsbedreiging, wat kan leiden tot ernstige complicaties, waaronder vasculaire remodelering, hartfalen, myocardinfarct en eindstadium nierziekte. Syrische gouden hamsters, een model met natuurlijk expressief cholesterylester-transfereiwit (CETP), zijn vatbaar voor dieet-geïnduceerde hyperlipidemie. Om een betrouwbaar en reproduceerbaar hamstermodel te ontwikkelen voor het bestuderen van de relatie tussen nierarteriestenose (RAS), secundaire hypertensie en hart- en vaatziekten, werd het twee-nier, één-clip (2K1C) Goldblatt-model gebruikt. Deze studie beschrijft een verfijnde chirurgische procedure om RAS op te wekken bij Syrische gouden hamsters via gedeeltelijke nierarterieligatie, waarbij belangrijke factoren worden benadrukt zoals chirurgische isolatietechniek en de keuze van ligatuurmateriaal, die de resultaten aanzienlijk beïnvloeden. De implementatie van dit gestandaardiseerde chirurgische protocol resulteerde erin dat ongeveer 90% van de behandelde hamsters een consistente systolische bloeddrukverhoging van 25–30 mmHg vertoonde. Deze geoptimaliseerde nierarterie-ligatieprocedure biedt een robuuste methode om een hypertensief hamstermodel te genereren met hoge consistentie, verbeterde reproduceerbaarheid en bruikbaarheid voor onderzoek naar hart- en vaatziekten.

Inleiding

Nierarteriestenose (RAS) is een belangrijke oorzaak van secundaire hypertensie en vormt een significante risicofactor voor cardiovasculaire morbiditeit¹. Een primaire uitdaging in klinisch onderzoek is de moeilijkheid om de causale route te achterhalen die dyslipidemie, hypertensie en eindorgaanschade verbindt, aangezien comorbiditeiten en gelijktijdige medicatie vaak patiëntenstudies in de problemen brengen. Dit onderstreept de cruciale noodzaak van een diermodel dat deze complexe pathofysiologie nauwkeurig reproduceert in een gecontroleerde, reproduceerbare experimentele omgeving.

Het twee-nier, één-clip (2K1C) Goldblatt-model is een goed gevestigde methode om renovasculaire hypertensie bij knaagdieren op te wekken. Conventionele soorten zoals muizen en ratten kennen echter aanzienlijke beperkingen. Opvallend is dat deze knaagdieren een tekort hebben aan cholesterylester transfer protein (CETP), een belangrijk enzym in het metabolisme van het menselijke lipoproteïne^{met hoge} dichtheid 2. Daardoor zijn ze resistent tegen door dieet veroorzaakte hypercholesterolemie en atherosclerose, waardoor ze het metabole profiel niet nabootsen dat vaak wordt waargenomen bij patiënten met RAS. Bovendien is de hypertensieve respons op het knippen van de nierslagader in deze modellen vaak verzwakt en zeer variabel; zo vertonen C57BL/6-muizen een minimale bloeddrukstijging, terwijl Sprague-Dawley-ratten aanzienlijke interindividuele variabiliteit vertonen, wat reproduceerbare mechanistische en therapeutische onderzoeken belemmert ^3,4.

Daarentegen heeft de Syrische gouden hamster (Mesocricetus auratus) unieke fysiologische voordelen voor dergelijk onderzoek. De natuurlijke expressie van CETP maakt de ontwikkeling mogelijk van een mensachtig lipoproteïneprofiel, inclusief verhoogde LDL-C en licht verhoogde HDL-C, na het volgen van een dieet met veel vet en cholesterol, wat leidt tot de spontane vorming van atherosclerotische laesies in de aorta en kransslagaders⁵. Dit biedt een zeer relevante metabole en vasculaire achtergrond voor het bestuderen van hart- en vaatziekten. Bovendien wijst recent bewijs erop dat hamsters een significant sterkere bloeddrukrespons hebben op activatie van het renin-angiotensine-aldosteronsysteem (RAAS) dan muizen en chymase, waardoor ze bijzonder geschikt zijn voor hypertensieonderzoek⁶.

Ondanks deze voordelen is het nut van het hamster 2K1C-model beperkt door het ontbreken van een gestandaardiseerd en overleefbaar chirurgisch protocol. Bestaande technieken, variërend van volledige ligatie met hoge sterftecijfers tot operator-afhankelijke partiële ligatie, leveren inconsistente resultaten en slechte reproduceerbaarheid^{op 7}. Daarom hebben we, om de dubbele vatbaarheid van de hamster voor metabole en hypertensieve ziekten volledig te benutten, een verfijnde en zeer reproduceerbare chirurgische aanpak ontwikkeld voor het 2K1C-model. Dit geoptimaliseerde protocol zorgt voor consistente inductie van hypertensie tegen een achtergrond van door dieet veroorzaakte dyslipidemie, en biedt daarmee een robuust en geïntegreerd experimenteel platform om de synergetische effecten van RAS, hyperlipidemie en cardiovasculair letsel te onderzoeken.

Protocol

De dierprotocollen werden goedgekeurd door de ethische commissie voor laboratoriumdieren van het Jiangmen International Health Innovation Institute (N2023008) en de Peking Universiteit (DLASBE0730). Mannelijke Syrische gouden hamsters, 10–12 weken oud, werden voor het experiment gebruikt. De details van de gebruikte reagentia en apparatuur werden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Preoperatieve voorbereiding

1. Geef de dieren een normaal voedseldieet en zorg voor helder water onder standaardomstandigheden (temperatuur 21–24 °C, luchtvochtigheid 40%–60%, 12-uur licht-donkercyclus).
2. Steriliseer alle chirurgische instrumenten en materialen vóór gebruik. Desinfecteer het chirurgische platform met 75% ethanol. Verwarm een warmtekussen voor de operatie tot ongeveer 38 °C.
3. Plaats de hamster in een anesthesie-inductiekamer met 3% isofluraan (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
4. Bevestig diepe anesthesie door het ontbreken van een terugtrekkingsreflex van het pedaal. Houd de verdoving via een neuskegel met 1,5%–2% isoflurane.
5. Verwijder het haar uit het midden van de linker lumbale regio met een elektrische knipper.
6. Desinfecteer de blootgestelde huid met povidonjodium.

2. Chirurgische ingreep

1. Maak een lengtesnede van ongeveer 1,5–2 cm in de huid langs de middenlijn van het linker lendengebied met behulp van een scalpel. Ontleed de onderliggende spieren bot om de latissimus dorsi van de iliocostalis-laag te scheiden. Maak een toegangskanaal van ongeveer 1 cm langs de richting van de spiervezels.
2. Trek voorzichtig het retroperitoneale vet terug met een stompe pincet om de nier bloot te leggen. Extern de linker nier en identificeer de nierpedicle. Scheid de nierslagader en ader met een stompe tang.
3. Plaats een naald van 0,27 mm diameter naast de nierslagader. Sluit een 6-0 polypropyleenhechting rond zowel de slagader als de naald. Knoop een enkele overhandse knoop losjes.
   1. Trek de naald voorzichtig terug, waarbij een omtrekte vernauwing ontstaat die de luminale diameter vermindert tot 0,27 mm. Bevestig succesvolle stenose door zichtbare vernauwing, maar niet volledige stop, van de bloedstroom te observeren, gepaard met een milde verandering in de nierkleur.
4. Breng de nier terug naar de nierfossa. Sluit de spierlaag en huid apart met respectievelijk 4-0 en 3-0 niet-absorberbare polypropyleenhechtingen. Desinfecteer het operatiegebied met povidonjodium gevolgd door ethanol.
5. Leg het dier op een warmtekussen en monitor de ademhalingstoestand totdat het bewustzijn terugkeert. Dien carprofen toe (5 mg/kg, subcutaan) tot 3 dagen na de operatie. Houd de hamster individueel minstens een week in huis.

3. Bloeddrukmeting

OPMERKING: Meet de bloeddruk niet-invasief 2 en 4 weken na de operatie met een Tail-cuff bloeddrukmonitoringsysteem.

1. Verdoof de hamsters in een kamer die wordt voorzien van 3% isoflurane.
2. Plaats het dier in buikligging op een operatiebord en plaats een masker om de narcose te behouden.
3. Bevestig een manchet aan de voorpoot en meet de bloeddruk minstens 2 minuten per dier.

4. Echoonderzoek

OPMERKING: Beoordeel de nierhemodynamica en structurele aanpassing 4 weken na de operatie met behulp van kleurdoppler- en driedimensionale volume-echosystemen.

1. Verdoof de hamsters in een kamer die wordt voorzien van 3% isoflurane.
2. Plaats het dier in buikligging op een operatiebord en plaats een masker om de narcose te behouden.
3. Verwijder buikhaar met een onthaaringscrème om optimaal akoestisch contact te garanderen. Breng koppelgel aan voordat je de echosonde plaatst.
4. Plaats de sonde boven de linker nier en verkrijg een duidelijk longitudinaal B-mode beeld.
5. Meet de nierlengte en corticale dikte met behulp van de kaliperfunctie.
6. Activeer kleur-Dopplermodus en visualiseer de nierbloedstroom.
7. Registreer de pieksystolische snelheid, einddiastolische snelheid en bereken de resistieve index.
8. Voer driedimensionale scanning uit om het niervolume te reconstrueren.
9. Bewaar alle afbeeldingen en meetgegevens.
10. Verwijder de sonde en observeer het dier tot herstel.

Resultaten

In deze studie werden deze hamsters willekeurig verdeeld in twee groepen: 8 in de schijnchirurgiegroep en 11 in de chirurgische groep. Alle gegevens worden gepresenteerd als middelen ± standaarddeviaties tenzij anders vermeld. De geschatte operatieve tijd was 20–25 minuten per dier. Er waren geen intraoperatieve sterfgevallen en de overlevingskans binnen 9 weken na de operatie was 100%. Twee weken na de operatie werd de niet-invasieve bloeddruk gemeten. De operatie, met of zonder ligatie...

Discussie

Het twee-nier, één-clip (2K1C) model is een klassiek diermodel in het onderzoek naar renale vasculaire hypertensie. Met historische wortels die teruggaan tot de vorige eeuw, simuleert het effectief de pathogenese van menselijke renovasculaire hypertensie. Het onderliggende mechanisme betreft door de cellenstenose veroorzaakte ischemie, die het renin-angiotensine systeem (RAS) activeert, wat uiteindelijk leidt tot systemische hypertensie. Dit model weerspiegelt niet alleen nauwgezet de pa...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
0.37 draaddikte hechtdraad	Johnson & Johnson MedTech, China	JH-18-5100
6-0 Polypropyleen hechtdraad	Yangzhou Huanyu Medical Equipment Co., Ltd., China	N/A
Dierdier anesthesieapparaat	Midmark Corporation, USA	V2330299
Carprofen	Macklin, China	C830557-5g
Cholesterol testkit	Zhongsheng Beikong, China	100000180
Color Doppler echografiesysteem	Mindray Medical, China	Resona8
Glucose testkit	Zhongsheng Beikong, China	100000240
High-density lipoprotein cholesterol testkit	Zhongsheng Beikong, China	100020235
LDLR KO Syrische gouden hamster	Peking University, China	N/A
Muromachi MK-2000ST Non-Invasive Bloeddrukmeter voor Muizen & Ratten	Muromachi Kikai Co., Ltd., Japan	140305MU
Huisdierhouder	Meitai, China	DXT30*35-1X
Rat Renin ELISA-kit	Covide, China	KWD-E7398R-B
Hechtnaald	Johnson & Johnson MedTech, China	JH-18-5037
Triglyceride testkit	Zhongsheng Beikong, China	100000220
Verticale druk stoomsterilisator	Yamato Scientific, Japan	J3170372