Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Manchetvrije hechtingsgebaseerde cervicale model voor secundaire heterotopische harttransplantatie om donorspecifieke immuuntolerantie bij muizen te evalueren

468 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69966

⸱

13 maart 2026

 ,  ,  , 
1Center for Transplantation Sciences, Massachusetts General Hospital

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol biedt een manchetvrije, hecht-gebaseerde cervicale heterotopische harttransplantatietechniek bij muizen, ontworpen om de betrouwbare plaatsing van een tweede heterotopische harttransplantatie mogelijk te maken voor het evalueren van donorspecifieke immuuntolerantie onder fysiologische omstandigheden met minimale interferentie door vreemd materiaal.

Samenvatting

Murine heterotopische harttransplantatie is een goed gevestigd model voor het onderzoeken van allograftafstoting en immuuntolerantie. In tolerantiestudies is het plaatsen van een tweede heterotopische harttransplantatie vaak vereist om de donorspecificiteit te beoordelen, waarbij het cervicale gebied een ideale anatomische locatie biedt. Hoewel manchettechnieken vasculaire anastomosen vereenvoudigen, introduceren deze methoden kunstmatige materialen die peri-anastomotische ontstekingen kunnen bevorderen, de hemodynamica kunnen veranderen en immunologische analyses kunnen verstoren. Daarnaast kan vernauwing van de vaten als gevolg van genetische modificaties, immunosuppressieve behandeling, gevorderde ontvangerleeftijd of chronische experimentele aandoeningen het plaatsen van de manchet technisch uitdagend maken in kleine kalibervaten. Hier presenteren we een manchetvrije, hechtingsgebaseerde techniek voor cervicale heterotopische harttransplantatie bij muizen. Deze methode vermijdt het gebruik van intraluminale polymeren, behoudt de fysiologische bloedstroom en vermindert complicaties die samenhangen met veranderde flowdynamiek. Het protocol omvat nauwgezette voorbereiding van zowel de donor- als ontvangervaten, end-to-end micro-anastomosen van de halsslagader en de externe jugulaire vene, intraoperatieve patency assessments en postoperatieve monitoringsstrategieën. Door het gebruik van kunstmatige materialen te minimaliseren en zich aan te passen aan kleine kalibervaten, creëert deze manchetvrije techniek een fysiologisch en reproduceerbaar platform voor secundaire harttransplantatie. Deze benadering maakt rigoureuze mechanistische studies mogelijk van donorspecifieke tolerantie in muisharttransplantatiemodellen.

Inleiding

Harttransplantatie is een levensreddende interventie voor patiënten met eindstadium hartfalen1. Ontvangers met hartallografts hebben levenslange immunosuppressieve therapie nodig om afstotingte voorkomen 2. Ondanks immunosuppressie blijft de langetermijnoverleving van transplantaten beperkt door acute en chronische afstoting, met name antilichaam-gemedieerde afstoting (AMR) en cardiale allograft vasculopathie (CAV)3. Daarnaast brengen deze regimes aanzienlijke bijwerkingen met zich mee, waaronder nefrotoxiciteit, metabool syndroom, infecties en maligniteiten, die zowel de transplantatie als de patiëntoverleving verminderen. Deze uitdagingen onderstrepen de dringende noodzaak van immuuntolerantie, een toestand waarin het immuunsysteem van de ontvanger de donortransplantatie accepteert zonder levenslange immunosuppressie te vereisen5. Het bereiken van tolerantie zou medicijngerelateerde toxiciteiten elimineren, het risico op infectie en maligniteit verminderen, chronische allo-immuunschade voorkomen en steroïdenonttrekking mogelijk maken, waardoor de metabole controle verbetert en de graftfunctie behouden blijft. Hoewel meerdere tolerantiestrategieën veelbelovend zijn geweest in diermodellen, waaronder gemengde chimerisme, costimulerende blokkade, regulerende celinfusies en gengerichte benaderingen, blijft klinische vertaling beperkt 6,7,8,9. Een belangrijke belemmering is de noodzaak van betrouwbare in vivo modellen die donorspecifieke tolerantie5 rigoureus testen.

Murine heterotopische harttransplantatie is een krachtig en veelgebruikt experimenteel model voor het bestuderen van de mechanismen van allograftafstoting en tolerantie 10,11,12,13,14. De beschikbaarheid van genetisch gedefinieerde muizenstammen en transgene modellen maakt een rigoureuze ontleding mogelijk van immuunroutes die betrokken zijn bij transplantaatletsel en -regulatie 9,15,16. In tolerantiestudies is een tweede heterotopische harttransplantatie, hetzij donor-matched of derdepartij, vaak vereist om de donorspecificiteit van immuunregulatiete evalueren 13,17,18. De cervicale regio biedt een ideale anatomische locatie voor deze tweede transplantatie, met directe chirurgische toegang, betrouwbare graftmonitoring via palpatie of beeldvorming, en efficiënte verwijdering van weefsels voor downstream immunologische en histologische analyses 8,19. Deze kenmerken maken het cervicale model bijzonder waardevol voor het onderzoeken van mechanismen van tolerantie-inductie en -afstoting in een breed scala aan transplantatieomgevingen.

In de afgelopen drie decennia zijn verschillende cervicale heterotopische harttransplantatietechnieken beschreven met hechtingen. Vroeg onderzoek toonde aan dat de nek een haalbare plek is voor implantatie van transplantaten en directe functionele monitoring met behulp van hecht-gebaseerde end-to-end anastomosen tussen de bloedvaten van de donor en het halsslagader- en jugulaire systeemvan de ontvanger. Andere groepen hebben manchetvrije mousconfiguraties gerapporteerd als een alternatieve manier om de donor-longslagader of aorta aan de cervicale bloedvaten te bevestigen21. Er is een nieuw end-to-side gehecht cervicaal model voorgesteld om de continuïteit van de native carotis te behouden en de geometrie van de standaard abdominale end-to-side anastomose22 nauwkeuriger te benaderen. Samen benadrukken deze benaderingen de veelzijdigheid van de cervicale plaats en illustreren ze noodzakelijke afwegingen tussen technische complexiteit, hemodynamica en de hoeveelheid vreemd materiaal aan de anastomotische grensvlak.

Een veelgebruikte vasculaire anastomotische techniek bij murien cervicale harttransplantatie is de intraluminale manchettechniek 23,24,25,26. Manchet-gebaseerde cervicale technieken introduceren intraluminale stents om microvasculaire anastomosen te vereenvoudigen en de technische succespercentages te verhogen, vooral voor minder ervaren microchirurgen 24,25,26. Hoewel manchetbenaderingen de technische uitdaging van het verbinden van vaten vereenvoudigen, introduceert deze techniek vreemd materiaal in de anastomotische plaats. De aanwezigheid van polymeren kan peri-anastomotische ontsteking bevorderen, lokale hemodynamica veranderen en mogelijk immuunanalyses verstoren27,28. Bovendien kan vernauwing van ontvangervaten, hetzij door genetisch gemodificeerde muizenstammen, immunosuppressieve behandeling, gevorderde ontvangerleeftijd of chronische experimentele aandoeningen, het plaatsen van manchetten technisch uitdagend maken in kleine kalibervaten29.

Om deze beperkingen aan te pakken, hebben we een volledig manchetvrije, hechtingsgebaseerde techniek ontwikkeld voor cervicale heterotopische harttransplantatie. In deze configuratie is de halsslagader van de ontvanger van de halsslagader van de donor aan de opstijgende aorta geanastomoseerd, en de externe vena jugularis van de ontvanger is eind-tot-end geanastomoseerd aan de donorpulmonale stam, wat zorgt voor een eenvoudige in- en uitstroom voor coronaire perfusie (Figuur 1A). Door het gebruik van intraluminaal synthetisch materiaal te minimaliseren, voorkomt deze aanpak direct polymeer-bloedcontact op de anastomotische plaats en is conceptueel aantrekkelijk voor studies gericht op lokale immuun- en ontstekingsreacties. De methode omvat een nauwgezette voorbereiding van zowel de donor- als ontvangervaten, evenals de end-to-end micro-anastomosen van de halsslagader en de externe halsslagader. Daarnaast worden intraoperatieve patency assessments en postoperatieve monitoring uitgevoerd. In de praktijk wordt dit manchetvrije cervicale model toegepast wanneer een secundaire cardiale transplantatie nodig is om donorspecifieke tolerantie te testen na een abdominale transplantatie met langdurige overleving, met name bij transgene of immunogecomprimeerde muizen met kleine kalibervaten. De techniek vereist echter ook geavanceerde microchirurgische expertise en toegang tot een operatiemicroscoop; Aanvullende beperkingen met betrekking tot carotisligasie en de selectie van ontvangers worden hieronder besproken. Door een reproduceerbaar platform te bieden, verbetert deze techniek zowel de betrouwbaarheid van secundaire transplantatiemodellen als ondersteunt het mechanistische studies van donorspecifieke tolerantie in muissystemen. Dit protocol maakt end-to-end anastomosen gebruik door de halsslagader van de ontvanger te verbinden met de opstijgende aorta van de donor en de externe jugularis vena van de ontvanger met de longstam van de donor, waardoor robuuste coronaire perfusie van het transplantaat wordt geboden (Figuur 1B). End-to-end anastomosen creëren een eenvoudig in- en uitstroompatroon dat in dit model de coronaire perfusie betrouwbaar ondersteunt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Muizen werden gekocht bij Jackson Laboratory. Zowel mannelijke als vrouwelijke muizen, van 6 tot 10 weken oud en met een gewicht van 20 - 30 g ten tijde van de eerste abdominale harttransplantatie, werden in deze studie opgenomen. Donoren en ontvangers werden ondergebracht onder specifieke ziekteverwekkervrije (SPF) omstandigheden in de knaagdierenfaciliteit van het Massachusetts General Hospital. Alle procedures werden humaan uitgevoerd in overeenstemming met de NIH-richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Alle dierproeven zijn goedgekeurd door en uitgevoerd onder toezicht van het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van het Massachusetts General Hospital (protocolnummer 2020N000125). De Table of Materials vermeldt alle reagentia, instrumenten en apparatuur die in dit protocol worden gebruikt. IACUC-goedkeuring is vereist voordat experimenten worden gestart. Alle muizen huisvesten en onderhouden volgens institutionele richtlijnen en toepasselijke regelgeving.

1. Voorbereiding van dieren en instrumenten

  1. Steriliseer alle instrumenten vóór de operatie door ze 20 minuten onder druk te laten blootstellen aan verzadigde stoom bij 250 °F (121 °C). De vereiste microchirurgische instrumenten zijn weergegeven in Figuur 2. Bescherm de punten van microchirurgische instrumenten om schade te voorkomen. Vervang gebroken of vervormde instrumenten onmiddellijk om optimale operatieve succespercentages te behouden.
  2. Preoperatieve zorg van ontvanger
    1. Dit protocol gebruikt ontvangermuizen die eerder zijn geïmplanteerd met een abdominaal heterotopisch harttransplantaat 10,11,12. Bevestig dat de ontvangers gezond zijn, dat de primaire incisie volledig genezen en vrij is van infectie, en dat het buiktransplantaat blijft kloppen. Voer deze secundaire cervicale transplantatie uit tussen de postoperatieve dag (POD) 50 - 100 na het abdominale transplantaat. Gebruik alleen ontvangers met een functionerend abdominaal transplantaat, aangezien dit een tolerantieprotocol 8,17 is.
    2. Snelle ontvangermuizen 1 tot 2 uur voor de ingreep om het risico op aspiratie te minimaliseren. Dien Ethiqa XR (buprenorfine met verlengde afgifte, 3,25 mg/kg) en meloxicam (5 mg/kg) subcutaan toe voor pijnstiller. Ethiqa XR biedt langdurige analgesie tot 72 uuren 30 minuten.
  3. Bereiding voor donoren
    1. Selecteer geslachts- en leeftijdsgematchte donormuizen van de juiste stam volgens het onderzoeksontwerp. Voor onderzoek naar de immuntolerantie van harttransplantaten kunnen donorgroepen syngene (dezelfde stam als de ontvanger), allogene donor (dezelfde stam als de primaire abdominale harttransplantatiedonor) en allogene derde partij (verschillende stam van zowel de primaire donor als de ontvanger) omvatten.
    2. Bevestig de gezondheidstoestand en de juiste acclimatisatieperiode van alle donor- en ontvangermuizen vóór de narcose.

2. Anesthesie

  1. Inleiding en ondersteuning van anesthesie
    1. Induceer anesthesie met 1% - 2,5% isoflurane in zuurstof (1 - 2 L/min stroom) met een precisievaporizer in een inductiekamer. Houd de anesthesie in stand via een neuskegel of endotracheale buis. Breng het veterinaire oogheelkundige glijmiddel aan op beide ogen van de muis om het hoornvlies niet te drogen onder narcose.
    2. Bevestig de diepte van de anesthesie door het ontbreken van een terugtrekkingsreflex van het pedaal. Leg het dier op een warmtekussen om de lichaamstemperatuur gedurende de hele procedure te behouden.

3. Oogst van donorhart

  1. Blootstelling aan donoren
    1. Plaats de donormuis in rugligging en zet de ledematen vast met tape. Verwijder haar en desinfecteer de huid 3 keer met 70% isopropylalcohol-swabs.
    2. Voer een midline laparotomie uit, gevolgd door een midline sternotomie met fijne schaar om de buik- en thoracale holte bloot te leggen. Beweeg de darmen voorzichtig naar de linkerkant met bevochtigd gaas. Leg een met zoutoplossing doordrenkt gaas onder de darmen om hydratatie te behouden.
  2. Perfusie en donorhartoogst
    1. Maak koude hepariniseerde zoutoplossing (125 IU/mL) klaar en vul 0,2 - 0,3 mL in een 0,5 mL spuit.
    2. Cannuleer voorzichtig de onderste vena cava met een naald of katheter van 26 - 30G. Perfusie langzaam 2 - 3 mL koud hepariniserend zoutoplossing gedurende 30 seconden. Wacht minstens 1 tot 2 minuten om de heparinisatie te optimaliseren.
    3. Voer een bilaterale thoracotomie uit om het hart met maximale zichtbaarheid bloot te leggen. Scheid de voorste thoracale kooi van de dorsale zijde en laat deze omhoog zakken, waarbij je hem vastzet met een naald of klem.
    4. Ontleed botweg het bindweefsel tussen de opstijgende aorta (AA) en de longromp (PT; Figuur 3A).
    5. Ligaer de onderste en superieure venae cavae met 8 - 0 nylon hechtingen dicht bij het hart en snijd de geligeerde vaten distaal van de ligaturen door. Ontleed de PT zo direct mogelijk.
    6. Bind de linker- en rechter longaderen samen met een 6 - 0 nylon hechting en snijd de geligeerde vaten distaal van de ligatuur door.
    7. Verwijder het hart, waarbij de voldoende lengte van de AA behouden blijft door te snijden bij de oorsprong van de arteria brachiocefalica en de PT. Behoud de voorwand van de PT zo lang mogelijk. Trim de AA en PT om een veilige anastomose te garanderen (Figuur 3B).
    8. Plaats het hart in een 60 mm celkweekschaal gevuld met gekoelde normale zoutoplossing en perfusie het donorhart voorzichtig opnieuw met 1 ml koude hepariniseerde zoutoplossing (125 IU/mL) via AA of PT om eventueel restbloed door te spoelen. Vermijd injecties met hoge druk om myocardoedeem of letsel aan de vaten te voorkomen. Trim de vaten op het gekoelde bord indien nodig.
    9. Plaats het hart in een koude Ringer-lactaatoplossing op ijs tot de implantatie. Het donorhart wordt het beste binnen 90 minuten na koude ischemie geïmplanteerd en mag niet langer dan 120 minuten worden bewaard.

4. Blootstelling van het baarmoederhalsgebied van de ontvanger

  1. Incisie en vatisolatie
    1. Induceer anesthesie met 1% - 2,5% isoflurane in zuurstof (1 - 2 L/min stroom) met een precisievaporizer in een inductiekamer. Houd de anesthesie met een neuskegel of endotracheale buis. Bevestig voldoende diepte van de anesthesie door het ontbreken van een terugtrekkingsreflex van het pedaal. Injecteer 0,5 mL warme normale zoutoplossing subcutaan in het dorsale gebied van de ontvanger voor vloeistofaanvulling.
    2. Leg de houder op een warmtekussen om de lichaamstemperatuur te behouden. Scheer het hele baarmoederhalsgebied af. Plaats de muis in rugligging met de staart naar de gebruiker gericht. Immobiliseer het hoofd, de ledematen en de staart met tape, zodat je je vast kunt fixeren zonder te veel te strekken. Breng één druppel oogvochtmiddel aan op elk oog om uitdrogen te voorkomen. Desinfecteer de baarmoederhalshuid 3 keer met 70% isopropylalcohol-swabs.
    3. Maak een lengtevormige huidincisie met een omgekeerde T-vorm over de hals van het borstbeen tot de rechter mandibulaire hoek (Aanvullende Figuur 1A).
    4. Mobiliseer stomp de rechter externe halsslagvena (EJV) van het rechter mediale sleutelbeen tot aan de grote samenvloeiing. Kauteriseer en transecteer kleine takken van de EJV (Figuur 4B).
    5. Isoleer de rechterkwab van de schildklier en snijd deze door dichtbranding. Snijd de sternomastoideus door cauterisatie om de rechter halsslagader (CA) bloot te leggen.
    6. Mobiliseer de rechter CA zo ver mogelijk boven de carotisbifurcatie (Figuur 4C).
    7. Plaats een kleine vasculaire klem op het proximale deel van de CA. Plaats een 10-0 nylon ligatuur rond het distale gedeelte op het niveau van de carotisbifurcatie om de bloedtoevoer te blokkeren.
    8. Breng een nylon ligatuur van 10 - 0 aan op het proximale deel van de EJV op het niveau van de CA-klem. Zodra de EJV zich uitzet, stop dan het bloeden van eerder dichtgeroede en doorgesneden kleine takplaatsen. Identificeer de samenvloeiing van de retromandibulaire en achterste auriculaire venen als de EEJV-verzwollen en plaats een kleine vasculaire klem bij deze samenvloeiing om de stroom te blokkeren.
  2. Voorbereiding op vasculaire anastomose
    1. Snijd de EJV en CA tussen de ligatuur en de klem met een fijne schaar.
    2. Spoel de vatopeningen door met normale zoutoplossing om bloed en stolsels te verwijderen. Houd het operatieveld vochtig gedurende de implantatieprocedure.

5. Transplantatie-implantatie

  1. Transplantatieplaatsing
    1. Plaats het donorharttransplantaat ondersteboven in het ontvanger-cervicale gebied met de PT lateraal georiënteerd en de opstijgende aorta (AA) mediaal gericht.
    2. Bedek het transplantaat met een bevochtigd gaas, zodat de PT en AA zichtbaar blijven. Gaas beschermt en stabiliseert de transplantatie terwijl het de visualisatie verbetert.
  2. Bloedvatanastomose
    1. Anastomoseer de donor-AA van ende tot eind aan de ontvanger CA met 11 - 0 nylon hechtingen via sleeve-techniek met de AA-oppervlaktebeetjes van de donor op de CA van de ontvanger. Vermijd overmatige spanning (Figuur 4D).
    2. Anastomoseer de donor-PT end-to-end aan de ontvanger EJV met 11 - 0 nylon hechtingen via sleeve-techniek waarbij de PT-PT van de donor oppervlakkig op de EJV van de ontvanger wordt geïnvesteerd. Vermijd overmatige spanning (Figuur 4E).
    3. Verwijder de distale EJV-klem. Verwijder de proximale CA-klem om de bloedstroom te herstellen (Figuur 4F). De transplantatie moet onmiddellijk gevuld worden met bloed, rood worden en binnen 1 - 2 minuten samentrekken (Aanvullende Video 1). Breng een paar druppels 37 °C warme normale zoutoplossing aan op het transplantaat om de contractiliteit te herstellen.
    4. Pers de anastomotische plekken voorzichtig samen met katoenen tips om hemostase te bereiken.
  3. Zak sluiting
    1. Plaats het transplantaat veilig in de cervicale pocket zonder de vaten en luchtpijp te verdraaien of samen te drukken.
    2. Sluit de cervicale incisie met 6 - 0 absorberbare hechtingen met een eenvoudige onderbroken steek (Aanvullende Figuur 1B). Bedek de operatieplaats niet met een verband; Laat het gebied open voor de lucht.

6. Postoperatieve zorg en monitoring

  1. Directe monitoring
    1. Plaats het dier minstens 1 uur in een warme herstelkamer. Let op abnormaal gedrag zoals desoriëntatie, trillingen of het niet kunnen bewegen.
    2. Injecteer 0,3 mL warme, normale zoutoplossing subcutaan voor vloeistofvervanging. Breng de ontvanger over naar een gesteriliseerde nieuwe kooi die is voorzien van voedingsgel. Getransplanteerde dieren individueel huisvesten en ze pas terugbrengen naar groepshuisvesting als ze volledig hersteld zijn, zoals blijkt uit normale mobiliteit en gedrag.
    3. Dien Meloxicam (5 mg/kg, subcutaan) elke 12 uur toe gedurende 72 uur postoperatief. De chirurg en de dierenarts onderzoeken de dieren regelmatig tijdens de herstelperiode.
    4. Euthanace humane als het dier > 20% gewichtsverlies, ernstige zwelling op de operatieplaats, tekenen van infectie, lusteloosheid of andere tekenen van stress vertoont, waarbij CO₂-inhalatie volgens de richtlijnen van de instelling wordt gebruikt.

7. Experimentele eindpunten

  1. Weefselverzameling
    1. Oogst grafts op vooraf bepaalde tijdstipten voor histopathologische of immunologische analyse. Voor flowcytometrie en histopathologie verzamel je weefsels 2 - 3 dagen voor het verwachte stoppen van de transplantaatpulsatie, gebaseerd op voorlopige experimenten.
    2. Verzamel de graft-, milt-, lymfeklieren- en bloedmonsters zoals vereist door het onderzoeksontwerp.
  2. Overlevingsanalyse
    1. Recordoverlevingstijd van de transplantatie, gedefinieerd als de dag waarop de tastbare pulsatie stopt. Definieer langetermijnoverleving (tolerantie) bij secundaire cervicale harttransplantatie als aanhoudende donortransplantatie-pulsatie langer dan 50 dagen na transplantatie, waarbij histopathologie de afwezigheid van grote gebieden van necrose bevestigt.
    2. Plot overlevingscurves van transplantaties met behulp van Kaplan-Meier-analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een schematisch overzicht van de manchetvrije cervicale heterotope harttransplantatieprocedure is te zien in Figuur 1. Het microscopische beeld van de vasculaire anastomosen is weergegeven in Figuur 1A, waar de donor-ascenderende aorta van het einde tot het uiteinde van de halsslagader van de ontvanger is geanastomoseerd en de donorpulmonale stam van de donor aan de uiterste jugulaire vena van de ontvanger is geanastomoseerd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Modellen voor muisharttransplantaties hebben een cruciale rol gespeeld in het vergroten van ons begrip van transplantatie-immunologie. Sinds de ontwikkeling van het oorspronkelijke heterotopische buikmodel worden deze systemen gebruikt om de cellulaire en moleculaire mechanismen van afstoting te karakteriseren, nieuwe immunosuppressieve regimes te testen en genetische modificaties te evalueren in zowel donor- als ontvangerstam 8,17,31<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen concurrerende belangen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de American Heart Association-subsidie 23CDA1049388 aan T.J.B. en de National Institutes of Health-subsidie R01AI143887 aan L.V.R.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.5ml insulinsyringeCovidien8881600350Subcutane injectie
0.9% Sodium Chloride InjectionBD1727170103Intraveneuze injectie
10-0 nylon sutureAROSurgical InstrumentsT04A10N07-13Voor microscopische muizenchirurgie
11-0 nylon sutureETHICON9016GVoor microscopische muizenchirurgie
1ml SyringeBD309659Intraveneuze injectie
30G X 1/2 NeedleBD305106Intraveneuze injectie
3ml SyringeBD309657Intraveneuze injectie
6-0 nylon sutureETHICONJ212HVoor microscopische muizenchirurgie
60mm cell culture plateFALCON353002Voor graftbehoud
Colored Aluminum CasesFine Science Tools20330-04Voor desinfectie van instrumenten voor microscopische muizenchirurgie
Cotton TipsFisherbrand14-960-3MStoppen van bloedingen
Dumont #5 ForcepsFine Science Tools11251-20Voor microscopische muizenchirurgie
Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VIRX GENERICS86084010030Analgesie
Fine sissorsFine Science Tools15400-12Voor microscopische muizenchirurgie
Gauze SpongesMEDLINENON25334Bescherming van het graft en darmen
Heat Lamp with BaseBraintree ScientficHL-1BZorg na de operatie
Heparin SodiumNorthstar Rxllc.72603-412-01Intraveneuze injectie
IsofluraneBaxter Anesthetic & Crit Care1001936060Voor anesthesie
Isopropyl alcohol swabsBD326895Desinfectie van de huid voorafgaand aan de operatie
MicroscopeCarl Zeiss303294-9903Voor microscopische muizenchirurgie
Mini TrimmerBraintree ScientficCLP-88Voor het verwijderen van muizenhaar
Optixcare Eye Lube PlusAVENTIXOPX-4252Oogvocht voor oogbescherming tijdens de operatie
Pivetal Alloxate (Meloxicam)PIVETAL21294589Analgesie
Portable Cauterizing Instrument KitMcKesson Argent42295143Voor microscopische muizenchirurgie
Ringer’s lactate buffered solutionThermo ScientificAAJ67572APVoor graftbehoud
Small Animal Heated PadK&HHM10Voor muizenchirurgie
Transpore White Surgical Tape3M7100115870Fixeren van de ledematen, het hoofd en de staart van muizen tijdens de procedure
Vessal clampFine Science Tools00398-02Voor microscopische muizenchirurgie

Referenties

  1. Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
  2. Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
  3. Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
  4. Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
  5. Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
  6. Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
  7. Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
  8. Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
  9. Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
  10. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
  11. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
  12. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
  13. Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
  14. Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
  15. Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
  16. Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
  17. Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
  18. Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
  19. Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
  20. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  21. Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
  22. Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
  23. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
  24. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
  25. Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
  26. Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
  27. Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
  28. Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
  29. Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
  30. Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
  31. Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
  32. Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
  33. Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
  34. Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
  35. Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
  36. Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Manchetvrije transplantatiemodelop hechting gebaseerde techniekdonor specifieke tolerantiemurine harttransplantatiecervicale transplantatievasculaire anastomosekleine kaliber vatenimmunetolerantiestudiessecundair transplantaatmodel
Manchetvrije hechtingsgebaseerde cervicale model voor secundaire heterotopische harttransplantatie om donorspecifieke immuuntolerantie bij muizen te evalueren
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.