Methodenartikel

Vaststelling en analyse van acute antilichaam-gemedieerde afstoting bij muisharttransplantatie

274 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70191

⸱

13 februari 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Research Institution, Division of Kidney Transplantation, Department of Surgery, The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie stelde een praktisch muismodel vast van acute antistof-gemedieerde afstoting na harttransplantatie, gekenmerkt door robuuste DSA-productie, typische pathologische veranderingen en matige overleving van allograften.

Samenvatting

Een belangrijke oorzaak van het falen van allograft bij harttransplantatiepatiënten is antilichaam-gemedieerde afstoting (AMR). Het muis AMR-model dient daarom als een essentieel hulpmiddel om de onderliggende mechanismen te ontcijferen en de ontwikkeling van innovatieve behandelingen te bevorderen. In deze studie werden de ontvangende muizen verdeeld in drie groepen: niet-sensibiliseerd (NS), pre-sensibilisatie (PS) en voorgevoelig met cyclosporine A-behandeling (PS + CsA). De NS-groep, die een gemiddelde allograftoverleving van 6,8 ± 0,7 dagen vertoonde, liet binnen vier dagen na harttransplantatie (CT) geen stijging zien van de serum DSA-niveaus en negatieve allograft C4d-kleuring, wat wijst op een pathologie die wordt gedomineerd door acute cellulaire afstoting. Deze studie stelde een acuut AMR-model vast door ontvangers een week voor de CT te presensibiliseren met huidtransplantatie (ST), waardoor het immuunsysteem werd geactiveerd. Deze benadering induceerde met succes een ernstig AMR-fenotype, zoals blijkt uit een korte allograftoverleving van 2,8 ± 0,4 dagen, een significante stijging van DSA-IgG-niveaus na ST en CT, en vroege pathologische kenmerken van vasculitis en uitgebreide C4d-afzetting binnen 12 uur na CT. Desalniettemin beperkt de extreme ernst van dit model de bredere toepassing ervan. Om de gelijktijdige activatie van T-cellen door ST te minimaliseren en een specifieker acuut AMR-model te vestigen, diende deze studie cyclosporine A toe. Daardoor vertoonde de PS + CsA-groep een overlevingstijd van allograft van 5,2 ± 0,4 dagen. De serum DSA-IgG-waarden waren op dag 7 na de start significant verhoogd en bleven binnen vijf dagen na de CT hoog. Pathologische beoordeling op dag 2 na de CT bevestigde significante vasculitis en C4d-afzetting, bevindingen die gezamenlijk voldoen aan de diagnostische criteria voor matig ernstige acute AMR. Concluderend stelde deze studie een zeer praktisch en vertaalbaar muismodel vast van acute AMR na CT, gedefinieerd door robuuste DSA-productie, karakteristieke pathologische veranderingen en matige overleving van allograften.

Inleiding

Harttransplantatie (CT) blijft de gouden standaard therapie voor eindstadium hartziekten1. Hoewel de mediane overleving na transplantatie nu meer dan 13 jaar bedraagt, blijft langdurig graftfalen onvermijdelijk2. Antilichaam-gemedieerde afstoting (AMR) is een belangrijke factor van het late verlies van de graft na CT3. Uit onderzoek blijkt dat het aantal graftverliezen door AMR hoger is dan dat veroorzaakt door T-cel-gemedieerde afstoting, en het risico op graftfalen bij laat optredende AMR ongeveer twee keer zo hoog is als bij vroege AMR 4,5. Daarom zijn vroege identificatie en tijdige interventie voor AMR cruciaal om de overleving van grafts te verbeteren.

AMR wordt aangedreven door donor-specifieke antilichamen (DSA), die graftfalen veroorzaken door complementactivatie, vasculaire ontsteking en ischemisch letsel6. DSA-binding aan het vasculaire endotheel veroorzaakt endotheelschade, bevordert trombose en veroorzaakt zowel acute als chronische ontstekingsreacties. De belangrijkste mechanismen van door DSA gemedieerde schade omvatten complementafhankelijke cytotoxiciteit en antistofafhankelijke cellulaire cytotoxiciteitsroutes7. Hoewel gerichte therapieën zoals het anti-C5-antilichaam eculizumab en het B-celverzwakkende middel rituximab zijn ontwikkeld, blijven de klinische uitkomsten bij laat stadium AMR onbevredigend 7,8,9. Daarom is verder mechanistisch onderzoek met acute diermodellen essentieel om de ziekteprogressie beter te begrijpen en nieuwe therapeutische doelen te identificeren.

Het muisvasculariseerde heterotope CT-model is een goed gevestigd platform voor het bestuderen van CT, met name bij ischemie-reperfusieletsel en afstoting 10,11,12. De functie van de transplantatie wordt doorgaans gemonitord door dagelijkse buikpalpatie van de hartslagintensiteit, wat de functionele status weerspiegelt en graftfalendefinieert 13. Conventionele modellen slagen er echter vaak niet in om het begin van AMR kort na transplantatie te detecteren en vereisen daarom presensitisatie om DSA-vorming te induceren en acute AMR te triggeren. Bovendien verschillen muisstammen in immuunreactiviteit; bijvoorbeeld, C57BL/6-muizen vertonen sterkere complementactivatie, terwijl BALB/c-muizen Th2-scheve responsen bevoordelen,14,15. Daardoor zijn zowel de pre-sensitisatiestrategie als de selectie van de ontvangerstam cruciale bepalende factoren voor modelprestaties.

In eerdere studies gebruikte dit onderzoeksteam verschillende rattenstammen voor niertransplantatie na huidtransplantatie (ST), stelde een AMR-model op en analyseerde de kenmerken ervan, waarbij aanzienlijke ervaring werd opgedaan 16,17,18. In 2021 heeft dit team verder een ST-geïnduceerd acuut AMR-muismodel in CT opgebouwd voor fundamenteel onderzoek, dat grote stabiliteit aantoonde19. In tegenstelling tot de relatief inefficiënte presensitisatie door allogene bloedtransfusie20 of de complexere en tijdrovende miltlymfocyteninfusie21, biedt ST een robuust, stabiel en eenvoudiger sensibilisatieprotocol. Dit model faciliteert vroege detectie na transplantatie van verhoogde serum DSA-niveaus en waarneembare allograftletsel door acute AMR, waardoor het bijzonder geschikt is voor interventiestudies naar acute AMR. De acute AMR die door ST wordt veroorzaakt is echter doorgaans ernstig, wat aanzienlijke weefselschade veroorzaakt die vaak het voortschrijden van chronisch letsel verbergt. Deze studie heeft als doel een gedetailleerde beschrijving te geven van de methodologie en procedures die zijn gebruikt om deze modus vast te stellen, de immunologische en pathologische kenmerken van het model te analyseren en de praktische ervaring samen te vatten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in strikte overeenstemming met de Guangdong experimentele dierbeheersregels, de Verklaring van Helsinki en de 3R-principes. Het experimentele protocol werd goedgekeurd door het Comité van Guangzhou Jennio Biotech Co., Ltd. (goedkeuringsnummer JENNIO-IACUC-2024-A027). Mannelijke Balb/c- en C57BL/6-muizen (6-8 weken oud, 20-25 g weg), allemaal specifieke pathogen-free (SPF) kwaliteit, zijn afkomstig uit een commerciële bron. De reagentia en apparatuur die in deze studie zijn gebruikt, zijn beschreven in de Materiaallijst.

1. Diervoorbereiding

  1. Huisvest de SPF-klasse muis in het juiste dierenfaciliteitssysteem.
  2. Verdeel de muizen in drie experimentele groepen zoals beschreven in Figuur 1
    1. Niet-sensibiliseerde groep (NS): Gebruik Balb/c-muizen als donoren en C57BL/6-muizen als ontvangers voor CT.
    2. Pre-sensitiseerde groep (PS): Gebruik Balb/c-muizen als donoren en C57BL/6-muizen als ontvangers voor ST, gevolgd door een CT een week later.
    3. Pre-sensitized + cyclosporine A-groep (PS + CsA): Gebruik Balb/c-muizen als donoren en C57BL/6-muizen als ontvangers voor ST, gevolgd door een CT een week later. Vanaf de dag van ST injecteer ontvangermuizen subcutaan met CsA bij 2 mg/(kg·d) tot aan het falen van de transplantatie of het verzamelen van het transplantaat.

2. Preoperatieve voorbereiding

  1. Zorg ervoor dat de donormuizen niet van voedsel of water worden beroofd vóór de operatie, terwijl de ontvangende muizen 8 uur vasten maar niet van water worden beroofd.
  2. Anesthesie
    1. Plaats de muis in een anesthesie-inductiekamer voor inductie (Isoflurane concentratie: 3%-4%; Debietsnelheid: 300-500 mL/min) (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Schud de inductiekamer om te controleren of het dier volledig onder narcose is.
      OPMERKING: Als het dier op zijn zij wordt gedraaid en niet probeert terug te keren naar een buikliggende, wijst dit op volledige verdoving.
    2. Na het aanpassen van de onderhoudsconcentratie op het chirurgische platform haal je de muis uit de inductiekamer, zet je de neus vast in het anesthesiemasker (isofluranconcentratie: 1,0%-2,5%; Debietsnelheid: 100-200 mL/min), en controleer of de muis volledig onder narcose is (druk met een vinger op de poot of staart; als er geen reactie is, duidt dat op volledige verdoving).

3. Voorgevoeligheid via ST (voor groepen 2 en 3)

  1. Oogst van donorstaarthuid
    1. Desinfecteer de staarthuid van de verdoofde donormuizen met 75% alcohol.
    2. Gebruik een scalpel om de staart te amputeren (bij de distale 1/3), bevestig de stomp met een tang in de linkerhand, en gebruik het scalpel in de rechterhand om door de huid tussen de staartaderen te snijden, zodat de onderliggende witte pees zichtbaar wordt. Vervolgens het stuitje vastzetten met een tang, gebruik een gebogen pincet om de huid bij de incisie vast te klemmen en trek het voorzichtig af.
    3. Plaats de gepeelde huid in een beker met steriele ijskoude zoutoplossing, met het weefsel naar beneden. Knip een stuk huid van 1,0 cm × 1,0 cm af voor later gebruik.
  2. Ontvanger dorsale ST
    1. Scheer de vacht van het dorsale gebied van de verdoofde ontvangende muizen met een haarknipper, desinfecteer met 75% alcohol en leg een steriel doek neer.
    2. Gebruik een scalpel om de huid in te snijden, grijp de huidranden vast met een getande tang en knip een stuk huid van iets groter dan 1,0 cm × 1,0 cm met een weefselschaar om het transplantaatbed te maken.
    3. Plaats de donormuishuidtransplantatie op het transplantatiebed met de weefselzijde naar beneden. Na het trimmen van de transplantatie hecht u de donorhuid onder een microscoop met 8-0 aan de ontvangerhuid nylondraad, zodat de donorhuid gelijkmatig op het transplantaatbed wordt geplaatst.
    4. Bedek de wond met een steriel lijmverband en plaats de muis in een kooi nadat hij weer bij bewustzijn is gekomen.

4. CT

  1. Donorhartoogst
    1. Scheer de vacht van de borst en buik van de verdoofde donormuizen met een tondeuse, desinfecteer met 75% alcohol en leg een steriel doek aan.
    2. Maak een incisie in de buik in het midden met een scalpel, waarbij het bovenste segment van de onderste vena cava zichtbaar wordt, en injecteer 1 mL 50 U/mL hepariniserd koude zoutoplossing (4 °C) in de inferior vena cava met een spuit.
    3. Gebruik een tissue schaar om de borstholte te openen en het hart bloot te leggen. Isoleer de opstijgende aorta en snijd deze af vóór de eerste tak; isoleer de longslagader en doorsnijd deze bij de bifurcatie; de inferieure vena cava en het bindweefsel bij het pulmonale hilum te binden met 6-0 niet-traumatische hechtingen; Knip het distale weefsel bij de ligatieplaats door met een weefselschaar en verwijder het hart.
    4. Plaats het geoogste hart snel in 2 mL hypertonische citraatadenine (HCA) oplossing en bewaar het in een ijs-water mengsel voor later gebruik. Euthanaser de donormuis met behulp van de cervicale dislocatiemethode.
  2. Ontvanger CT
    1. Scheer de vacht van de buik van de verdoofde ontvangende muizen met een tondeuse, desinfecteer met 75% alcohol en leg een steriel gordijn.
    2. Til de huid op met een getande pincet en maak een middenlijninsnijding in de buikwand van het xiphoïdproces tot aan de blaasbasis met behulp van een weefselschaar. Plaats steriel, vochtig gaas aan beide zijden van de incisie om het te beschermen.
    3. Gebruik steriele wattenstaafjes om de darmlussen naar de rechterkant van de incisie te duwen en wikkel ze in vochtige gaas. Na het bot disseceren van het peritoneum, ontbloot je de inferieure vena cava en abdominale aorta, bind je de lumbale venen en gebruik je een vasculaire klem om de bloedtoevoer naar de distale en proximale uiteinden van de aorta en vena cava te stoppen.
    4. Gebruik onder een microscoop een microschaar om de veneuze wand ongeveer 2 mm in te snijden, overeenkomend met de diameter van de donor-hartlongslagader; Op dezelfde manier snijd je de arteriële wand met 1-2 mm in, zodat de diameter van de opstijgende aorta van het donorhart overeenkomt.
    5. Neem het donorhart en voer een end-to-side anastomose uit tussen de donorhartslagader en de inferior vena cava van de ontvanger met 12-0 niet-traumatische hechtingen. Voer evenzo een end-to-side anastomose uit tussen de opstijgende aorta van het donorhart en de abdominale aorta van de ontvanger (bij het leggen van de laatste knoop, gebruik zoutoplossing om lucht uit het lumen te spoelen; druppel tijdens de anastomose af en toe 4 °C zoutoplossing op het oppervlak van het donorhart om het te koelen).
    6. Laat de vasculaire klem los en herstel de bloedtoevoer naar het hart (een normale vulling van de kransslagaders is zichtbaar, het hart wordt roze en het begint binnen 1-2 minuten weer te kloppen). Na het opnieuw plaatsen van de darmlussen sluit je de buikholte met 4-0 nylon hechtingen.
      OPMERKING: Als de intraoperatieve bloeding hoger is dan 0,5 ml, dient u normaal zoutoplossing subcutaan toe om het vochtvolume te behouden.
    7. Plaats de muizen na de operatie op een verwarmingsplatform van 37 °C voor monitoring. Zodra de ontvangende muis weer bij bewustzijn komt, plaats je hem terug in de kooi. De muis hervat het normale eten en drinken postoperatief.

5. Postoperatieve zorg en monitoring

  1. Algemene conditieobservatie
    1. Zorg voor dagelijkse observatie van de pijnstatus van de muis na de operatie, of er nu minder eetlust is, minder activiteit, overmatig likken of krabben aan de wond, of toegenomen agressie.
    2. Zorg voor dagelijkse observatie van de operatiewond na de operatie door te controleren op roodheid, zwelling, exsudaat of purulente infectiesymptomen. Maak indien nodig de wond schoon en desinfecteer je.
  2. Observatie van overleving van harttransplantaten
    1. Zorg voor dagelijkse observatie en palpatie om de sterkte van de getransplanteerde hartslag te controleren en vast te leggen. Indien nodig, doof de muis en maak een incisie om het hartkloppen te observeren.
      OPMERKING: Wanneer de hartslag van het getransplanteerde hart volledig stopt, wordt dit geregistreerd als graftfalen en wordt de overlevingstijd genoteerd.

6. Postoperatieve beoordelingen

  1. DSA-niveaudetectie
    1. In de NS-groep nemen ze bloedmonsters op postoperatieve dagen 0, 4 en 7 na CT om de DSA-waarden na transplantatie te monitoren. In de PS-groep nemen ze monsters op dag 0, 4 en 7 na ST en op dag 1 en 3 na CT om de DSA-dynamiek na pre-sensitisatie te beoordelen. In de PS+CsA-groep neem je bloed op dag 0, 4 en 7 na ST en op dag 1, 3 en 5 na CT om de effecten van CsA op DSA-niveaus te evalueren.
    2. Centrifugeer het hele bloedmonster van de ontvangende muis en verzamel het serum (2000 x g, 10 min, 4 °C); Verdun het serum 10 keer met PBS en breng het uit met donor muismiltcellen bij 37 °C gedurende 30 minuten.
    3. Na centrifugatie bij 350 × g en 4 °C gedurende 5 minuten, wordt het supernatant weggegooid. Was de cellen door voorzichtig 1 mL PBS in te pipetteren, en herhaal deze wasstap twee keer na de daaropvolgende centrifugatie.
    4. Incubeer de cellen met fluoresceïne isothiocyanaat (FITC) anti-muis IgG-antilichaam en phycoerythrine (PE) anti-muis IgM-antilichaam bij 4 °C gedurende 1 uur.
    5. Na het wassen van de cellen met PBS, doe je ze opnieuw op tot een concentratie van 5 × 106 /mL.
    6. Gebruik flowcytometrie om de twee antilichamen afzonderlijk te detecteren en de gemiddelde fluorescentieintensiteit (MFI) te analyseren om de DSA-niveaus (IgG, IgM) in de ontvangermuis te beoordelen (Parameterinstellingen: Verzamel 10.000 gebeurtenissen voor analyse. Gebruik FSCA versus SSCA om afval uit te sluiten, en pas daarna FSCA vs. FSCH-gating toe om doublets te verwijderen. Voeg een negatieve regeling toe en pas de spanning van elk kanaal aan om de negatieve populatie binnen het bereik van 10 0-101 te plaatsen.
  2. Histopathologisch onderzoek van het harttransplantaat
    1. Verzamel grafts om 6 uur, 12 uur, 1 dag, 2 dagen, 3 dagen, 4 dagen en 5 dagen na CT. Na het verzamelen wordt de grafts vastgezet in 4% paraformaldehyde, routinematig in paraffine gemeten, doorsnee en gekleurd met hematoxyline-eosine (H&E). Bekijk de pathologische veranderingen van de transplantaties onder een 400x lichtmicroscoop.
  3. C4D-kleuring
    1. Snijd de met paraffine bezette monsters in secties van 4 μm, plat de stukken in water bij 42 °C en droog ze 30 minuten in een oven bij 60 °C.
    2. Deparaffiniseer en hydrateer het weefsel door sequentieel xyleen I, xyleen II, ethanol en gedeïoniseerd water te gebruiken.
    3. Dompel de secties onder in een EDTA-antigeenopruimoplossing, verwarm ze op 95-100°C gedurende ongeveer 15 minuten en koel af tot kamertemperatuur.
    4. Incubeer de secties met 3% waterstofperoxideoplossing bij kamertemperatuur gedurende 10-15 minuten om endogene peroxidase te inactiveren.
    5. Verdun de anti-C4D-antilichamen (1:200) met antilichaamverdunner en incubeer met de secties bij 4 °C 's nachts. Na de incubatie was je de secties met PBS.
    6. Voeg de bijbehorende secundaire antilichamen toe en incubeer op kamertemperatuur gedurende 30 minuten, daarna was je met PBS.
    7. Voeg een DAB-chromogeenoplossing toe en incubeer op kamertemperatuur gedurende 30 seconden voor kleuring.
    8. Voer tegenkleuring uit met hematoxyline, dehydrateer met ethanol, dompel in xyleen en monteer met neutrale hars.
    9. Bekijk de kleuringsresultaten van de transplantaties onder een 400x lichtmicroscoop.

7. Statistische analyse

  1. Gebruik gemiddelde ± standaarddeviatie om alle data te presenteren.
  2. Gebruik de t-test voor groepsvergelijkingen van continue data met een normale verdeling, terwijl je de Mann-Whitney U-test gebruik voor groepsvergelijkingen van continue data die geen normale verdeling volgen.
  3. Gebruik Kaplan-Meier-analyse om de overlevingstijd van hartallografts tussen groepen te vergelijken.
  4. Gebruik SPSS versie 27.0 om alle gegevens statistisch te analyseren en beschouw een P-waarde van <0,05 als statistisch significant.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Overlevingstijd van de hartallograft
Na succesvolle opbouw van het muismodel werden de overlevingstijden van de transplantatie over groepen beoordeeld met behulp van Kaplan-Meier-analyse. Zoals verwacht vertoonden muizen in de PS-groep significant een kortere gemiddelde overleving van hartallografts vergeleken met die in de NS-groep (2,8 ± 0,4 dagen versus 6,8 ± 0,7 dagen, P < 0,01), wat te wijten is aan acute AMR. Om toekomstige evaluatie van therapeutische strategie...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Momenteel blijven behandelingen voor laatstadium AMR ineffectief en ontbreken betrouwbare methoden voor vroege diagnose 22,23,24,25. Om deze kloof te dichten, stelde deze studie een acuut AMR-muismodel op om mechanistisch onderzoek te vergemakkelijken. Ontvangers werden vooraf gevoelig gemaakt voor ST en toegediend CsA om gelijktijdige aTCMR te onderdrukken. Pa...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs geven geen belangenconflicten aan.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (nr. 82200847), Science and Technology Project van de stad Guangzhou (nr. 2024A03J0765) en het Guangdong Medical Science Research Fund (nr. A2025268).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anti-C4d Monoclonale AntilichaamHycult Biotech (Nederland)HP8034Voor immunohistologie (het detecteren van complement-afzetting)
Complete set van microchirurgische instrumentenGuangzhou Qihua Medical Equipment Co., Ltd.Gebruikt voor het uitvoeren van muiscardiale transplantatiechirurgie
Continue zoom stereoscopisch chirurgisch microscoopBeijing Zhongtian Guangzheng Technology Co., Ltd.TS-39NKGebruikt voor het uitvoeren van muiscardiale transplantatiechirurgie
Cyclosporine ANovartis Pharmaceuticals (Zwitserland)H20100673Gebruikt voor het remmen van TCMR in ontvangersmuizen
FITC anti-muis IgG AntilichaamBio Legend (VS)406001Gebruikt voor flow cytometrische kwantificering van DSA-IgG niveaus
Flow cytometerBecton Dickinson, VSBD FACScaliburGebruikt voor de beoordeling van serum DSA-niveaus in ontvangersmuizen
PE anti-muis IgM AntilichaamBio Legend (VS)406507Gebruikt voor flow cytometrische kwantificering van DSA-IgM niveaus
Klein dier gasanesthesie systeemAnhui Zhenghua Bio-Instrument Equipment Co., Ltd.ZH-MZJUitgerust met isofluraan voor algemene anesthesie
Vascular Bulldog KlemmenROBOZ SURGICAL INSTRUMENT CO.RS-5481TGebruikt om de bloedstroom te blokkeren tijdens cardiale transplantatie

Referenties

  1. Zhu, Y., et al. The Stanford experience of heart transplantation over five decades. Eur Heart J. 42 (48), 4934-4943 (2021).
  2. Truby, L. K., et al. Donation after circulatory death in heart transplantation: History, outcomes, clinical challenges, and opportunities to expand the donor pool. J Card Fail. 28 (9), 1456-1463 (2022).
  3. Yalcintas, A., et al. Risk factors of antibody-mediated rejection and predictors of outcome in kidney transplant recipients. Exp Clin Transplant. 18 (Suppl 1), 29-31 (2020).
  4. Everitt, M. D., et al. Clinical outcomes after a biopsy diagnosis of antibody-mediated rejection in pediatric heart transplant recipients. J Heart Lung Transplant. 44 (1), 82-91 (2025).
  5. Fernando, S. C., Polkinghorne, K. R., Lim, W. H., Mulley, W. R. Early versus late acute AMR in kidney transplant recipients - A comparison of treatment approaches and outcomes from the ANZDATA Registry. Transplantation. 107 (11), 2424-2432 (2023).
  6. Reed, E. F., et al. Acute antibody-mediated rejection of cardiac transplants. J Heart Lung Transplant. 25 (2), 153-159 (2006).
  7. Halverson, L. P., Hachem, R. R. Antibody-mediated rejection: Diagnosis and treatment. Clin Chest Med. 44 (1), 95-103 (2023).
  8. Coutance, G., et al. Intermediate-term outcomes of complement inhibition for prevention of antibody-mediated rejection in immunologically high-risk heart allograft recipients. J Heart Lung Transplant. 42 (10), 1464-1468 (2023).
  9. Piñeiro, G. J., et al. plasma exchange and immunoglobulins: An ineffective treatment for chronic active antibody-mediated rejection. BMC Nephrol. 19 (1), 261(2018).
  10. Lu, C., et al. Y4 RNA fragment alleviates myocardial injury in heart transplantation via SNRNP200 to enhance IL-10 mRNA splicing. Mol Ther. 33 (4), 1735-1748 (2025).
  11. Zhao, J., et al. Monotherapy with anti-CD70 antibody causes long-term mouse cardiac allograft acceptance with induction of tolerogenic dendritic cells. Front Immunol. 11, 555996(2021).
  12. Lin, C. M., Gill, R. G., Mehrad, B. The natural killer cell activating receptor, NKG2D, is critical to antibody-dependent chronic rejection in heart transplantation. Am J Transplant. 21 (11), 3550-3560 (2021).
  13. See, H. L. E., et al. Heart transplantation from brain dead donors: A systematic review of animal models. Transplantation. 104 (11), 2272-2289 (2020).
  14. Van Averbeke, V., et al. Host immunity influences the composition of mouse gut microbiota. Front Immunol. 13, 828016(2022).
  15. Leão, A. C., et al. Different responses involving Tfh cells delay parasite-specific antibody production in Trypanosoma cruzi acute experimental models. Front Immunol. 16, 1487317(2025).
  16. Liao, T., et al. In vivo attenuation of antibody-mediated acute renal allograft rejection by ex vivo TGF-β-induced CD4⁺Foxp3⁺ regulatory T cells. Front Immunol. 8, (2017).
  17. Zhao, D., et al. Triptolide inhibits donor-specific antibody production and attenuates mixed antibody-mediated renal allograft injury. Am J Transplant. 18 (5), 1083-1095 (2018).
  18. Zhao, D., et al. Mouse model established by early renal transplantation after skin allograft sensitization mimics clinical antibody-mediated rejection. Front Immunol. 8, 1356(2018).
  19. Ma, M., et al. Blockade of IL-6/IL-6R signaling attenuates acute antibody-mediated rejection in a mouse cardiac transplantation model. Front Immunol. 12, 778359(2021).
  20. Qian, Z., et al. Antibody and complement-mediated injury in transplants following sensitization by allogeneic blood transfusion. Transplantation. 82 (7), 857-864 (2006).
  21. Mang, Y., Zhang, S., Zhao, J., et al. Characteristics of pre-sensitization-related acute antibody-mediated rejection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Ann Transl Med. 10 (19), 1066(2022).
  22. Böhmig, G. A., et al. Antibody-mediated rejection - treatment standard. Nephrol Dial Transplant. 40 (8), 1615-1627 (2025).
  23. Massat, M., et al. Do anti-IL-6R blockers have a beneficial effect in the treatment of antibody-mediated rejection resistant to standard therapy after kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1641-1649 (2021).
  24. Nickerson, P. W. Rationale for the IMAGINE study for chronic active antibody-mediated rejection (caAMR) in kidney transplantation. Am J Transplant. 22 (Suppl 4), 38-44 (2022).
  25. Lee, B. T., Fiel, M. I., Schiano, T. D. Antibody-mediated rejection of the liver allograft: An update and a clinico-pathological perspective. J Hepatol. 75 (5), 1203-1216 (2021).
  26. Alegre, M. L., Atkinson, C., Issa, F., Valujskikh, A., Zhang, Z. J. Best practices of heart transplantation in mice. Am J Transplant. 25 (9), 1820-1829 (2025).
  27. Liu, Y., et al. Donor MHC-specific thymus vaccination allows for immunocompatible allotransplantation. Cell Res. 35 (2), 132-144 (2025).
  28. Charmetant, X., et al. Inverted direct allorecognition triggers early donor-specific antibody responses after transplantation. Sci Transl Med. 14 (663), eabg1046(2022).
  29. Ma, N., et al. Targeting TFH cells is a novel approach for donor-specific antibody desensitization of allograft candidates: An in vitro and in vivo study. Haematologica. 109 (4), 1233-1246 (2024).
  30. Charreau, B. Cellular and molecular crosstalk of graft endothelial cells during AMR: Effector functions and mechanisms. Transplantation. 105 (11), e156-e167 (2021).
  31. Nankivell, B. J., P'Ng, C. H., Shingde, M. Glomerular C4d immunoperoxidase in chronic antibody-mediated rejection and transplant glomerulopathy. Kidney Int Rep. 7 (7), 1594-1607 (2022).
  32. Manral, P., Caza, T. N., Storey, A. J., Beck, L. H. Jr, Borza, D. B. The alternative pathway is necessary and sufficient for complement activation by anti-THSD7A autoantibodies, which are predominantly IgG4 in membranous nephropathy. Front Immunol. 13, 952235(2022).
  33. Zarantonello, A., Revel, M., Grunenwald, A., Roumenina, L. T. C3-dependent effector functions of complement. Immunol Rev. 313 (1), 120-138 (2023).
  34. Hubler, F., et al. Discovery and characterization of a new class of C5aR1 antagonists showing in vivo activity. J Med Chem. 67 (5), 4100-4119 (2024).
  35. Luan, D., et al. FOXP3 mRNA profile prognostic of acute T cell-mediated rejection and human kidney allograft survival. Transplantation. 105 (8), 1825-1839 (2021).
  36. Carter, N. M., Pomerantz, J. L. Calcineurin inhibitors target Lck activation in graft-versus-host disease. J Clin Invest. 131 (11), e149934(2021).
  37. Notarantonio, A. B., et al. Differential clinical and immunological impacts of anti-T-lymphocyte globulin (ATLG) vs. anti-thymocyte globulin (ATG) in preventing graft-versus-host disease post-allogeneic hematopoietic stem cell transplantation: A comparative study. Am J Hematol. 100 (4), 626-637 (2025).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Muismodelallograftoverlevinggepresensibiliseerde muizencyclosporine AhuidtransplantatieDSA IgGC4d depositievasculitis

Gerelateerde artikelen