Deze studie ontwikkelde en valideerde voorlopig een rattenmodel van vertraagde wondgenezing onder hypobare hypoxie op grote hoogte.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Onderzoeksartikel
* These authors contributed equally
Deze studie ontwikkelde en valideerde voorlopig een rattenmodel van vertraagde wondgenezing onder hypobare hypoxie op grote hoogte.
Hypobare omstandigheden op grote hoogte kunnen langdurige wondhypoxie en belemmerde genezing veroorzaken, maar gestandaardiseerde modellen blijven schaars. In deze studie ontwikkelden we een wondvertraagd genezingsmodel en valideerden dit voorlopig door hypoxie op grote hoogte te simuleren met een gecontroleerd hypobaar systeem. Ratten werden gehuisvest op gesimuleerde hoogtes van 3000 m (luchtdruk: 70,1 kPa, gedeeltelijke zuurstofdruk: 14,7 kPa) tot 8000 m (luchtdruk: 35,6 kPa, partiële zuurstofdruk: 7,5 kPa) om veiligheidsdrempels te bepalen, waarbij oxidatieve stress en huidhypoxie werden beoordeeld. De resultaten toonden een verhoogd sterfterisico op gesimuleerde 6000 m hoogte, met tolerantie waargenomen onder 5000 m. Verhoogde hoogtes gingen gepaard met verergering van oxidatieve stress en verhoogde huidhypoxie; vertoonde hoogteafhankelijke vertragingen in wondgenezing, verminderde perfusie, onderdrukte collageenremodellering en verergerde ontstekingsreacties. Ondanks upregulatie van vasculaire regeneratieve factoren nam de microvasculaire dichtheid af. Al met al ontwikkelde en valideerde deze studie een rattenmodel dat geschikt is voor het onderzoeken van mechanismen en interventies bij chronische wonden veroorzaakt door hypoxie op grote hoogte.
Huidwondherstel vormt een wijdverspreide en significante klinische uitdaging. Van acuut trauma tot verschillende soorten niet-genezende wonden, deze aandoeningen leggen een aanhoudende last op de zorgsystemen en de kwaliteit van leven van patiënten 1,2,3,4,5,6. Wondgenezing is geen enkel proces, maar een sterk gecoördineerd, overlappend meerfasig proces: ontstekingscellen, stromale cellen, keratinozyten en het microvasculaire systeem bouwen gezamenlijk barrières op en herstructureren weefsels onder de gewrichtsregulatie van de extracellulaire matrix en diverse signaalnetwerken 7,8,9,10 . Gezien de energie-intensieve aard van reparatie en de extreme gevoeligheid voor de interne omgeving, kunnen veranderingen in het systemische metabolisme en de fysiologische toestanden—zoals verhoogde oxidatieve stress, immuunontregeling en verminderde microcirculatie-perfusie—de normale reparatiecascade op meerdere punten verstoren, wat leidt tot langdurige ontsteking, onvoldoende regeneratie en abnormale remodellering 9,11,12,13,14,15.
Zuurstofvoorziening is een belangrijke factor die wondherstelprocessen beperkt, neemt deel aan energiemetabolisme en celmigratie/proliferatie en moduleert ook angiogenese en ontstekingsreacties via hypoxie-signaalroutes 16,17,18. Tijdelijke hypoxie in de vroege wondfase stabiliseert hypoxie-induceerbare factor en start adaptieve herstelprogramma's. Wanneer hypoxie echter overmatig of aanhoudend wordt, hoewel angiogenesesignalen compensatorisch worden opgereguleerd, kunnen ze niet omzetten in effectieve microvasculaire reconstructie. Ondertussen worden macrofagen-fenotypewisseling en ontstekingsregressie vatbaarder voor een disbalans, waardoor een vicieuze cirkel van "hypoxie-ontsteking-revascularisatiedeficiëntie" ontstaat. Dit is vooral relevant in hooggelegen omgevingen: een verlaagde atmosferische druk verlaagt de geïnspireerde zuurstofpartiële druk, wat aanhoudende hypoxie induceert die het risico op verstoorde wondgenezing en infectiegerelateerde complicaties verhoogt 23,24,25,26.
Blootstelling aan grote hoogtes veroorzaakt bij mensen een uitgesproken hypoxische stressreactie27. Omgevingen op grote hoogte kunnen leiden tot aanhoudende weefselhypoxie, onvoldoende perfusie en ontstekingsreacties op wondplaatsen28. Deze pathofysiologische veranderingen kunnen het genezingsproces belemmeren door overmatige reactieve zuurstofsoorten te bevorderen, proteasen te activeren en cellulaire senescentie te induceren, terwijl tegelijkertijd de functie van mesenchymale stamcellen wordt verstoord29,30. Studies die direct de effecten van blootstelling op grote hoogte op de genezing van wonden op de menselijke huid evalueren, blijven beperkt. Daarom kan het gebruik van hypobare hypoxische diermodellen helpen om de impact van hoogte-gerelateerde factoren op wondherstel te valideren.
Eerdere diermodellen op vaste hoogtes rapporteerden vertraagde wondgenezing; de hoogte-afhankelijke effecten, de veiligheidsdrempel voor langdurige blootstelling aan hypobare aandoeningen en direct bewijs van lokale huidhypoxie blijven echter onduidelijk26. Bovendien ontbreekt het aan systematische beoordeling van genezingsbeperkingen, wat het onderzoek naar de onderliggende mechanismen en de identificatie van potentiële interventiedoelstellingenheeft beperkt 31. In deze studie ontwikkelden en valideerden we voorlopig een huidwondmodel gebaseerd op een hypobaar controlesysteem om hypobare hypoboyoxie op grote hoogte onder gecontroleerde omstandigheden te simuleren. Met behulp van een gegradueerde gesimuleerde strategie voor blootstelling op hoogte definieerden we eerst de veiligheidsmarges voor aanhoudende hypobare blootstelling en beoordeelden we de biologische effecten van hypobare hypoxie aan de hand van systemische indicatoren. Cruciaal is dat we in vivo verder bevestigden dat de hypobare omgeving inderdaad lokale zuurstoftoevoer op de huid veroorzaakte. Vervolgens toonden we aan dat aanhoudende hypobare hypoxie het sluiten van wonden op een hoogte-afhankelijke manier vertraagt, vergezeld van histologische veranderingen en belangrijke afwijkingen in de wegen. Al met al ontwikkelde en valideerde deze studie een diermodelplatform voor chronische wonden geassocieerd met hypoxie op grote hoogte, waardoor mechanismen werden opgehelderd en systematisch geëvalueerd werden van daaropvolgende therapeutische strategieën32.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Alle experimentele procedures met dieren werden beoordeeld en goedgekeurd door de ethische commissies van de University of Electronic Science and Technology of China (nr. 106142025091534170) en de Army Medical University (nr. AMUWEC20265509). De grafische workflow voor het experimentele ontwerp en de analyse die bij deze studie betrokken zijn, wordt weergegeven in Figuur 1. Daarnaast zijn de gebruikte reagentia en apparatuur in deze studie vermeld in de Materiaaltabel.
Proefdieren en ethische verklaring
Deze studie maakte gebruik van mannelijke Sprague-Dawley (SD) ratten, gekocht bij Chengdu Dashuo Laboratory Animal Co., Ltd., China. Alle dieren ondergingen een acclimatisatieperiode van 7 dagen onder standaardomstandigheden voorafgaand aan de experimenten.
Opname- en uitsluitingscriteria
De opnamecriteria voor dieren waren als volgt: mannelijke SD-ratten, 6 tot 8 weken oud, lichaamsgewicht 200–250 g, gezond ogend en vertonend normaal gedrag, en vrij van huidletsels of infecties.
De uitsluitingscriteria voor dieren waren als volgt: wonden met duidelijke infectie na wondmodellering; wonden met niet-standaard genezing of snijwonden; overlijden tijdens het experiment of een ongeluk door narcose.
De uitsluitingscriteria voor datapunten waren als volgt: wondbeelden met uitgebreide korstvorming, haarobstructie of ongelijkmatige verlichting; laser speckle contrast imaging (LSCI) beelden die bewegingsartefacten tonen; weefselsecties met duidelijke rimpels, fragmentatie of missende doelgebieden; serummonsters die duidelijke hemolyse vertonen; Immunofluorescentie (IF) of immunohistochemie (IHC) beelden met overbelichting of onjuiste antistoflokalisatie
Afhandeling van uitsluitingen:
Voor alle uitgesloten dieren of datapunten werden geldige gegevens opnieuw verkregen via aanvullende experimenten om te waarborgen dat de uiteindelijke geldige steekproefgrootte voor elke groep N ≥ 3 was voor alle eindpuntanalyses.
Hypobaar controlesysteem en gesimuleerde hypoxie-omgeving op grote hoogte
De gesimuleerde hypoxische omgeving op grote hoogte werd opgezet met behulp van een hypobaar controlesysteem. Dit systeem maakt het mogelijk om de luchtdruk in de cabine nauwkeurig te reguleren om de atmosferische druk te reproduceren die overeenkomt met verschillende hoogtes, waardoor de partiële zuurstofdruk in de omgeving daalt en gecontroleerde hypoxische blootstelling wordt opgewekt (Figuur 2A).
De cabinedruk werd aangepast om hoogtes van 3000 m, 4000 m, 5000 m, 6000 m, 7000 m en 8000 m te simuleren, met gedetailleerde parameters in Tabel 1. Gedurende het experiment werden SD-ratten in groepen gehuisvest volgens hun experimentele toewijzing. Tijdens de cabinebediening werden de interne druk, temperatuur en luchtvochtigheid continu gemonitord om ervoor te zorgen dat, afgezien van de druk, alle omgevingsomstandigheden vergelijkbaar bleven met die van standaard laboratoriumwoningen. De woonomgeving handhaafde een temperatuur van 22–24 °C, een relatieve luchtvochtigheid van 50%–60%, een licht/donkercyclus van 12 uur, en bood vrije toegang tot standaard voedsel en drinkwater.
Veiligheidsbeoordeling van hypobare blootstelling en overlevingsanalyse
Om de veiligheidsmarges voor langdurige hypobare blootstelling te evalueren, werden ratten individueel genummerd en willekeurig toegewezen aan experimentele groepen met behulp van een computergegenereerde willekeurige nummerreeks (de RAND-functie in Excel). De toewijzing werd uitgevoerd door een onderzoeker die niet betrokken was bij de daaropvolgende dierenverzorging, gegevensverzameling of uitkomstbeoordeling. Op basis van referentiedierstudies met blootstelling aan grote hoogtegradiënten werd de steekproefgrootte voor elke groep vastgesteld op12.33. Ratten werden verdeeld in een normoxische controlegroep (500 m boven zeeniveau) en simuleerde hoogtegroepen op 3000 m, 4000 m, 5000 m, 6000 m, 7000 m en 8000 m. Ratten in elke groep werden 30 dagen lang continu in hun respectievelijke omgeving gehuisvest. Elke 2 dagen wordt het hypobare controlesysteem kortstondig hersteld naar zeeniveau, gedurende 30 minuten, zodat kooien kunnen worden schoongemaakt en voedsel en water kunnen voorzien. Tijdens decompressie en recompressie wordt de drukvariatie gehandhaafd op ongeveer 300 m/min om het risico op barotrauma te minimaliseren. In deze periode werden dagelijks de algemene toestand van alle ratten en eventuele sterftegevallen geobserveerd en geregistreerd. Overlevingscurves werden uitgezet met de Kaplan-Meier-methode en log-rank tests werden uitgevoerd om overlevingsverschillen tussen groepen te vergelijken.
Detectie van serumoxidatieve stressgerelateerde markers
Op dag 21 van hypobare blootstelling werden veneuze bloedmonsters afgenomen van ratten onder narcose. Na het staan bij kamertemperatuur werd het serum gescheiden door centrifugatie (1.000 × g gedurende 15 minuten bij 4 °C) en opgeslagen bij -80 °C voor later gebruik. Serumniveaus van lactaatdehydrogenase (LDH), malondialdehyde (MDA) en superoxidedismutase (SOD) werden gemeten met behulp van bijbehorende assaykits.
Beoordeling van hypoxische aandoeningen in huidweefsel
De hypoxiedetectiekit werd gebruikt om hypoxie in huidweefsel te beoordelen. Kort samengevat werden ratten op dag 4 en 7 van hypobare blootstelling intraperitoneaal geïnjecteerd met pimozide (60 mg/kg); De ratten werden 1 uur na de injectie geëuthanaseerd en huidweefsel van de rug werd verzameld voor analyse. De gedetailleerde euthanasieprocedure is als volgt: Volgens de richtlijnen van de American Veterinary Medical Association over euthanasie werd het dier in een inductiekamer geplaatst en onder narcose gebracht met zuurstof die 4–5% isofluraan bevatte. Zodra het dier het bewustzijn verliest, wordt de isofluranconcentratie verlaagd tot 2–3% en wordt deze minstens 10 minuten gehandhaafd. Voordat cervicale dislocatie als bevestigende methode wordt uitgevoerd, moet worden bevestigd dat de hartslag en ademhaling zijn gestopt. Weefselmonsters werden gecryoppreserve in vloeibare stikstof en opgeslagen bij -80 °C voor later gebruik. Secties werden voorbereid met behulp van een cryostaatmicrotoom. IF-kleuring werd uitgevoerd om hypoxische gebieden binnen het weefsel te labelen.
Alle fluorescentiebeelden werden gemaakt met een geautomatiseerde dia-scanner. De instellingen voor fluorescentieparameters waren als volgt: DAPI (excitatiegolflengte 365 nm ± 10 nm, emissiegolflengte 440 nm ± 40 nm), Cy3 (excitatiegolflengte 542–566 nm, emissiegolflengte 579–611 nm) en Cy5 (excitatiegolflengte 628 nm, emissiegolflengte 692 nm). Hypoxiesignalen werden kwantitatief geanalyseerd met behulp van ImageJ-software.
Full-thickness huidwondmodel bij ratten
Om veranderingen in huidwondengenezing onder langdurige hypobare omstandigheden te beoordelen, werden ratten eerst gegroepeerd en gewend aan hun respectievelijke omgevingen voordat wondmodellering werd uitgevoerd. Ratten werden individueel genummerd en willekeurig toegewezen aan ofwel de normoxische controlegroep of de hypobare blootstellingsgroepen, waarbij hoogtes van 3000 m, 4000 m en 5000 m werden gesimuleerd met behulp van een computergegenereerde willekeurige nummerreeks (de RAND-functie in Excel). De randomisatie werd uitgevoerd door een onderzoeker die niet betrokken was bij de daaropvolgende wondvorming, postoperatieve zorg of uitkomstbeoordeling. De gedetailleerde parameters voor elke groep zijn als volgt: de normoxische controlegroep bevond zich op 500 m boven zeeniveau (atmosferische druk: 101 kPa, partiële zuurstofdruk: 21 kPa); de 3000 m groep (70,1 kPa, 14,7 kPa); de 4000 m groep (61,6 kPa, 13,1 kPa); en de 5000 m groep (54 kPa, 11,3 kPa).
Na de 7-daagse aanpassingsperiode werden SD-ratten verdoofd en onder narcose gehouden door inhalatie van 2% isofluran. Tegelijkertijd wordt een lokale infiltratie-injectie van 5% lidocaïne met epinefrine toegediend (verdunningsverhouding: 1:100.000) op de gemarkeerde chirurgische locatie om perioperatieve analgesie en hemostase te bieden. Gebruik een biopsiepunch (met een cirkelvormig mes van 10 mm in diameter aan de basis) om een huidincisie te maken. Druk de biopsiepunch tegen de dorsale huid van de rat en draai deze vervolgens voorzichtig zodat het ronde mes geleidelijk door de huid snijdt tot het de oppervlakkige subcutane fascia bereikt. Na het verwijderen van de biopsiepunch wordt een regelmatige cirkelvormige huidincisie van ongeveer 10 mm doorsnee gevormd.
Na het ontstaan van de wond werden de ratten in elke groep teruggebracht naar hun oorspronkelijke omgeving en in stand gehouden tot het experimentele eindpunt, zodat het hele wondgenezingsproces onder de vooraf bepaalde zuurstofomstandigheden verliep.
Macro-evaluatie van het wondgenezingsproces
Foto's van de wond werden genomen op dag 0, 2, 4, 6, 8, 10, 12 en 14 na de wond, onder uniforme verlichting en een constante beeldafstand. Het wondoppervlak werd gemeten met Afbeelding J. Kort gezegd werden wondbeelden die op elk tijdstip werden verkregen geïmporteerd in Afbeelding J, gekalibreerd volgens de schaalbalk, en werden de wondmarges handmatig omlijnd om wondgebied34 te bepalen. Wondgenezing werd als volgt berekend: Wondgenezing (%) = (Initiële wondzone − Huidige wondoppervlakte)/Initiële wondoppervlak × 100%.
Beoordeling van wondmicrocirculatie
Op de zevende dag van wondgenezing werd microcirculatorische bloedperfusie in het wondgebied geëvalueerd met behulp van een LSCI-systeem. Voorafgaand aan het onderzoek werden ratten verdoofd door inhalatie met 2% isoflurane en vastgezet op een temperatuurgecontroleerde operatietafel om de lichaamstemperatuur te behouden. Het dorsale wondgebied was volledig blootgelegd en de laser-speckle-sonde was verticaal geplaatst, ongeveer 20 cm boven de wond. Het vermogen van de probe was ingesteld op 110 mW, de bemonsteringsfrequentie op 30 Hz en de belichtingstijd op 3 seconden. Onder donkere omstandigheden maakt u een bloeddoorstromingsperfusie-pseudokleurafbeelding van het wondgebied. Gebruik de LSCI-software om handmatig het wondgebied te omlijnen op de bloedstroomperfusie pseudokleurafbeelding; de software berekent vervolgens automatisch de bloedstroomperfusiewaarde voor dat gebied over een periode van 3 seconden (in willekeurige eenheden [A.U.]). Exporteer tenslotte de perfusiewaarden naar een geschikte software voor het plotten.
Histologische kleuring en collageenremodelanalyse
Dieren werden op aangewezen tijdstippen geëuthanaseerd, en intacte wonden en omliggende huidweefsels werden geoogst, gefixeerd, gedehydrateerd, paraffine-ingebed en in secties gesneden. Hematoxyline en eosine (HE): gebruikt om wondbreedte, her-epithelialisatie en regeneratieve epidermale dikte te evalueren; Massons tricroomkleuring: gebruikt om collageenvezelafzetting te beoordelen en collageenvolumefractie te berekenen; Sirius rode kleuring: gebruikt om collageen type I (COL I) en collageen type III (COL III) te onderscheiden onder polarisatielichtmicroscopie en om de COL I/COL III-verhouding te berekenen.
Immunohistochemische kleuring
Paraffinesecties ondergingen ontwaxing, rehydratatie en antigeenpunctie vóór de IHC- of IF-kleuring. Primaire antilichamen werden 's nachts geïncubeerd bij 4 °C, gevolgd door de toevoeging van overeenkomstige secundaire antilichamen. Specifieke antistofinformatie en bijbehorende verdunning worden weergegeven in de Materiaalkundige Tabel. IHC-secties werden ontwikkeld met DAB, terwijl IF-secties fluorescerende secundaire antilichamen gebruikten met DAPI-tegenkleuring voor kernen35,36. Alle beelden werden onder identieke omstandigheden gemaakt en gekwantificeerd met behulp van ImageJ-software.
Statistische analyse
Alle gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± standaarddeviatie. Statistische analyses werden uitgevoerd met behulp van GraphPad Prism-software. Voor vergelijkingen tussen meerdere groepen op één tijdstip werd eenrichtingsvariantieanalyse (ANOVA) toegepast, en wanneer een significant totaal verschil werd vastgesteld, werd Tukey's meervoudige vergelijkingstest gebruikt voor latere intergroepsanalyses. Voor wondgenezingsgegevens die over meerdere tijdstippen werden beoordeeld, werd tweerichtings-ANOVA uitgevoerd, waarbij de behandelgroep en de tijd als onafhankelijke factoren werden opgenomen om de belangrijkste effecten en hun interactie te evalueren. Post-hoc analyses werden eveneens uitgevoerd met behulp van Tukey's meervoudige vergelijkingstest. Om de statistische kracht verder te beoordelen, werd er een post-hoc vermogensanalyse uitgevoerd in de G*Power-software op basis van het primaire eindpunt (wondgenezing op dag 14).
Survivalanalyse maakte gebruik van de Kaplan-Meier-methode om survivalcurves te tekenen, waarbij log-rank tests werden gebruikt om overlevingsverschillen tussen groepen te vergelijken. Voor paargewijze vergelijkingen tussen meerdere groepen werd de Bonferroni-correctie toegepast om het risico op Type I-fouten bij meervoudige vergelijkingen te beheersen. Alle statistische tests waren tweezijdig, waarbij P < 0,05 als statistisch significant werd beschouwd.
Alle uitkomstbeoordelingen, inclusief wondgebiedmetingen, histologische en immunohistochemische kwantitatieve analyses en LSCI-analyses, werden uitgevoerd door één onderzoeker die blind was voor de studiegroepstoewijzingen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Validatie van veiligheidsmarges voor aanhoudende hypoxie veroorzaakt door lage druk
De Kaplan–Meier-overlevingsanalyse toonde een geleidelijke neerwaartse verschuiving in overlevingscurves naarmate de gesimuleerde hoogte toenam, waarbij sterftegebeurtenissen voor het eerst werden waargenomen in de groep van 6000 m (Figuur 2B). Pargewijze vergelijkingen met Bonferroni-correctie toonden geen statistisch significante verschillen in overlevin...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Hooggelegen omstandigheden belemmeren het wondgenezingsproces door weefselhypoxie, verminderde bloedperfusie en ontstekingsreacties te veroorzaken, wat op zijn beurt een overmatige productie van reactieve zuurstof, proteaseactivatie, cellulaire veroudering en disfunctie van mesenchymale stamcellenbevordert 27,28,29,30 . Gezien de huidige beperkingen in het mens...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
De auteurs verklaren geen concurrerende belangen.
Dit onderzoek werd gefinancierd door de Fundamental Research Funds for the Central Universities, UESTC (ZYGX2025YGLH006); Gezondheidswetenschappelijk Onderzoeksproject van de provincie Sichuan (2025-205); Natuurwetenschappelijke Stichting van Shigatse, Tibet, China (RKZ2024ZR-003).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Automated slide scanner | Olympus | VS200 | Weefselsectie scannen |
| Bovine serum albumin (BSA) | Servicebio | GC305010 | Blockingreagens voor IHC/IF |
| CD206 antibody | Proteintech | 18704-1-AP | Detectie van M2-macrofagen (Verdunning 1:200) |
| CD31 antibody | Abcam | ab182981 | Detectie van microvatdichtheid (Verdunning 1:800) |
| CD86 antibody | HuaBio | ER1906-01 | Detectie van M1-macrofagen (Verdunning 1:200) |
| CK19 antibody | HuaBio | ET1601-6 | Evaluatie van re-epithelialisatie (Verdunning 1:200) |
| DAB Substrate Kit | ZSGB-BIO | ZLI-9018 | Chromogeen substraat voor IHC-kleuring |
| FITC-conjugated goat anti-rabbit IgG | Servicebio | GB22303 | Fluorescente secundaire antilichaam voor IF (Verdunning 1:100) |
| G*Power | University of Duisburg-Essen, Germany | www.gpower.hhu.de | Berekening van statistische kracht |
| GraphPad Prism software | GraphPad Software | https://www.graphpad.com/ | Statistische analyse en grafiekgeneratie |
| Hematoxyline kleuringsoplossing | J&K Scientific | LM10N13 | H&E kleuring |
| HIF-1α antibody | Bioss | BS-0737R | Detectie van hypoxie-gerelateerde signalering (Verdunning 1:100) |
| HRP-conjugated goat anti-rabbit IgG | Servicebio | GB23303 | Secundair antilichaam voor IHC (Verdunning 1:100) |
| Hypobaric control systeem | Shanghai Yuyan Instruments Co., Ltd. | LP-1500 | Gebruikt om gegradeerde hoogte-hypobarische hypoxie te simuleren |
| Hypoxyprobe-1 Kit | Hypoxyprobe Inc. | HP1-100 | Gebruikt voor in vivo hypoxiedetectie |
| IF555 Tyramide signaalversterkingskit | Servicebio | G1233 | Gebruikt voor verbeterde fluorescentie signaalversterking |
| IL-10 antibody | HuaBio | HA722032 | Detectie van anti-inflammatoire cytokine (Verdunning 1:100) |
| IL-1β antibody | HuaBio | HA723965 | Detectie van pro-inflammatoire cytokine (Verdunning 1:100) |
| ImageJ software | National Institutes of Health (NIH), USA | https://imagej.net/ij/download.html | Beeldkwantificering |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd. | R510-22-16 | |
| Ki-67 antibody | HuaBio | HA721115 | Detectie van keratinocyten proliferatie (Verdunning 1:400) |
| Laser speckle bloedstroom beeldvormingssysteem | RWD Life Science Co., Ltd. | RFLSI ZW | Beoordeling van bloedperfusie |
| LDH Assay Kit | Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute | A005-1-2 | Serum LDH meting |
| Masson’s trichrome kleuringskit | Servicebio | G1006-100ML | Collageen afzetting analyse |
| MDA assay kit | Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute | A003-1-1 | Lipide peroxidatie beoordeling |
| Sirius rood kleuringskit | Servicebio | G1078-100ML | Collageen I/III differentiatie |
| SOD assay kit | Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute | A001-1-1 | Serum SOD activiteitsmeting |
| TNF-α antibody | HuaBio | ER65189 | Detectie van pro-inflammatoire cytokine (Verdunning 1:200) |
| VEGF-A antibody | HuaBio | ET1604-28 | Detectie van angiogenese-gerelateerde signalering (Verdunning 1:200) |