Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een dubbelvat coronaire bypass transplantatie-graft porcine model met autologe interne melkvenen

85 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/72141

⸱

4 augustus 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie heeft met succes drie dubbelvatige coronaire bypass-transplantatie (CABG) porcine modellen vastgesteld met autologe interne borstvenen (IMV's). Omdat de native LAD en LCX niet geligeerd waren, behoudt dit model theoretisch de native coronaire stroming en kan het een technisch platform bieden voor toekomstige studies naar door concurrentie gerelateerde venengraftveranderingen.

Samenvatting

De vena saphena is een van de meest gebruikte kanalen bij coronaire bypass-transplantatie (CABG). Het hoge langetermijnfalingspercentage beperkt echter de klinische effectiviteit. Hoewel hemodynamische factoren algemeen worden aangenomen als de oorzaak van venadergraftfalen (VGF), blijven de precieze onderliggende mechanismen onduidelijk. Momenteel dient het rat common carotid interposition vein graft model als het primaire diermodel voor het onderzoek naar VGF. Echter, aanzienlijke verschillen in cardiovasculaire fysiologie en hemodynamica tussen ratten en mensen beperken de klinische vertaling van onderzoeksresultaten. Varkens vormen een ideaal diermodel voor cardiovasculair onderzoek omdat hun cardiovasculaire anatomie en fysiologie sterk lijken op die van mensen. In deze studie werden drie dubbelvat CABG porcine modellen ontwikkeld met autologe linker- en rechter interne melkvenen (IMV's), waarbij één transplantaat werd geanastomoseerd van de aorta naar de linker voorste afdalende kransslagader (LAD) en de andere van de aorta naar de linker circumflexe kransslagader (LCX). Intraoperatieve ultrascopie bevestigde de stroom in beide IMV-grafts bij een representatief dier, terwijl postoperatieve computertomografie (CTA) duidelijk de openheid van het aorta-tot-LAD IMV-graft aantoonde. Daarom beschrijft deze studie een technisch haalbare benadering om een CABG-model voor grote dieren op te zetten voor toekomstige studies van VGF.

Inleiding

De vena saphena blijft een van de belangrijkste kanalen voor coronaire bypass-transplantatie (CABG) vanwege de beschikbaarheid, lengte en technische veelzijdigheid. Echter, saphenus-venadertransplantaten vertonen een falingspercentage tot 61% 10 jaar na CABG2. Dit vergroot de noodzaak van herhaalde revascularisatie en wordt geassocieerd met een hoger risico op sterfte in het ziekenhuis. In de afgelopen jaren heeft steeds meer bewijs gesuggereerd dat hemodynamische factoren, met name competitieve stroming en abnormale wandafschuifspanning, belangrijke bijdragers zijn aan late graftfalen 3,4,5. Het gebrek aan geschikte diermodellen heeft echter een knelpunt gecreëerd voor gerelateerd onderzoek. Op dit moment vertrouwen de meeste preklinische studies van venengraftfalen (VGF) nog steeds voornamelijk op kleine dieren, vooral ratten, muizen en konijnen, omdat deze modellen goedkoop en technisch toegankelijk zijn, terwijl graftmodellen voor grote dierenrelatief beperkt blijven. De meest gebruikte methode om kleine dierventransplantaatmodellen vast te stellen, bestaat uit het doorsnijden van de arteria van de halsslagader en het verbinden van de twee stompjes met een autologe inferieure vena cava 7,8,9. Door de aanzienlijke verschillen in hartslag en bloeddruk tussen kleine dieren en mensen10, weerspiegelen bevindingen uit kleine diermodellen mogelijk niet volledig de pathofysiologische mechanismen bij mensen.

Varkens zijn ideale modellen voor cardiovasculaire chirurgie omdat hun harten qua hartgrootte, coronaire anatomie en chirurgische behandeling sterk lijken op menselijke harten11,12. Daarnaast lijken varkens- en menselijke kransslagaders sterk op elkaar in zowel anatomische als hemodynamische kenmerken, en is aangetoond dat varkens het pathologische fenotype van venentransplantaatziekte kunnen herhalen13,14. Daarom kan het uitvoeren van CABG met venentransplantaten in een porcine model een superieur diermodel bieden voor het onderzoeken van VGF.

In deze studie werden drie dubbelvat-CABG-modellen op pomp in Bama miniatuurvarkensmodellen ontwikkeld met behulp van bilaterale autologe interne melkaders (IMV's). Eén IMV-graft werd geconstrueerd vanuit de aorta van de linker voorste dalende kransslagader (LAD), en de andere van de aorta naar de linker circumflexe kransslagader (LCX). In één representatief model bevestigde intraoperatieve ultrasoon onderzoek de openheid van beide venengrafts, en postoperatieve computertomografie angiografie (CTA) toonde de patency van de aorta-tot-LAD IMV-graft aan. Opmerkelijk is dat de doel-native kransslagaders in dit model niet werden geligeerd. Daarom is dit model het meest geschikt om de effecten van competitieve stroming in de doelkransslagaders op de hemodynamica van de transplantatie en falen van de transplantatie te onderzoeken. De competitieve stroming in de doelkransslagaders werd echter niet direct gemeten in de huidige studie. Deze studie toont dus vooral de technische haalbaarheid van modelopbouw aan.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De dierproeven in deze studie werden goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van het Fuwai Ziekenhuis, Chinese Academie van Medische Wetenschappen (Goedkeuringsnr. 0110-1-10-ZX(X)-07). Alle procedures werden uitgevoerd in strikte overeenstemming met dierenwelzijnsregels en ethische richtlijnen om naleving van relevante normen te waarborgen. De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel. Het doel van het opzetten van dit model was om een potentieel platform te bieden om het effect van concurrentiestromen op VGF te onderzoeken. Daarom waren na voltooiing van coronaire bypass-transplantatie de native kransslagaders niet proximaal geligeerd ten opzichte van de anastomotische plaatsen.

Voer alle procedures uit in overeenstemming met institutionele bioveiligheids- en dierenwelzijnsregels. Behandel scherpe voorwerpen, elektrochirurgische apparaten, antistollingsbloed, CPB-circuits en biologische materialen met passende persoonlijke beschermingsmiddelen. Controleer voldoende aarding voordat je de elektrochirurgische eenheid gebruikt. Monitor ACT zorgvuldig na systemische heparinisatie en vóór de start van de CPB. Zorg voor volledige ontluchting van alle canules en extracorporale lijnen voordat je CPB start om het risico op luchtembolie te verminderen.

1. Voorbereiding van dieren voor CABG

  1. Gebruik gezonde mannelijke Bama-miniatuurvarkens, meestal 35–40 kg en 10–12 maanden oud, en laat ze zich 1 week voor de operatie aanpassen aan de huisomgeving.
  2. Voer een baseline-onderzoek uit, inclusief het meten van het lichaamsgewicht, volledige bloedtelling, serumbiochemie, echocardiografie en CTA.

2. Anesthesie en monitoring

  1. Houd het voer 8–12 uur en water 2–4 uur voor de narcose in.
  2. Induceer anesthesie door intramusculaire injectie van ketamine (10 mg/kg) en midazolam (1 mg/kg) (volgens het institutioneel goedgekeurde protocol).
  3. Houd de anesthesie in gebruik van ingeademde isoflurane (2%–3%) samen met een infusie van dexmedetomidine (1 μg/kg/u) en propofol (1–2 mg/kg/u).
  4. Bevestig voldoende verdoving door te controleren of de kaaktoon ontspannen is en dat er geen pijn is bij het knellen van de teen.
  5. Maak een incisie van 4–6 cm in de hals om de halsvena en halsslagader bloot te leggen.
  6. Vestig veneuze toegang via de jugulaire vena met behulp van een 5 F drievoudige lumen centrale veneuze katheter voor centrale veneuze druk (CVP) monitoring en medicijntoediening.
  7. Vestig toegang tot de halsslagader met behulp van een 20 G arteriële katheter voor realtime monitoring van bloeddruk en hemodynamische parameters.
  8. Richt toegang tot de femorale arterie op met een 20 G arteriële katheter voor het monitoren van de bloeddruk en zuurstofsaturatie in de onderste ledematen.
  9. Voer orotracheale intubatie uit met een endotracheale buis van 6,5–8 mm. Controleer of de luchtstroom niet geblokkeerd is en zorg voor 100% zuurstof.
  10. Maak een incisie van 2–3 cm in de onderbuik om de blaaswand bloot te leggen. Bevestig de blaas aan de randen van de incisie met fijne hechtingen en maak vervolgens een blaasfistel. Plaats een katheter van 10 °F in de blaas, blaas de ballon op met 5 ml steriel water en trek voorzichtig aan de katheter totdat de ballon tegen de blaaswand rust. Verbind de urinekatheter met een opvangzak voor urineafvoer en monitoring.
    OPMERKING: Omdat de urethra van mannelijke varkens lang en gebogen is, is het moeilijk om de urinekatheter in te brengen. Daarom moet er een blaasfistel worden aangelegd om de urine af te voeren voor vroege postoperatieve controle van de urine-uitstoot. De katheter moet zo vroeg mogelijk worden verwijderd, bij voorkeur binnen 24–48 uur na de operatie, zodra het varken wakker is, hemodynamisch stabiel is en geen continue urinecontrole meer nodig heeft.
  11. Monitor continu het elektrocardiogram, invasieve arteriële druk,SpO2, eindgetijde CO2, temperatuur en urine-output.

3. Chirurgische blootstelling

  1. Leg het varken in rugzak.
  2. Scheer en desinfecteer de hele voorste borst en bovenbuik met povidonjodium. Daarna dek je het operatiegebied.
  3. Maak een middenlijnincisie van het midden van de cervicale regio tot onder het xiphoïde uitsteeksel met een elektrochirurgische eenheid (ESU).
  4. Voer een mediane sternotomie uit langs de middenlijn vanaf het xifoiduitsteeksel omhoog met een sternuszaag. Dicht de borstbeenranden met een ESU en breng botwas aan op de beenmerg om hemostase te bereiken.
  5. Houd de borst open met een sternale retractor.

4. Oogst van twee autologe IMV-leidingen

  1. Dien 300 u/kg heparine toe voor systemische antistolling om trombose tijdens de procedure te voorkomen.
  2. Ontleed het omliggende weefsel van de IMV met een ESU. Doorsnijd de zijtakken met een schaar en bereik hemostase met de ESU.
  3. Klem het distale uiteinde van de linker IMV af met een hemostatische klem. Maak een incisie met een scalpel net proximal van de klem. Steek een stompe spoelnaald door de incisie en bevestig deze met een 5-0 niet-absorberbare polypropyleenhechting. Na de ligasie snijd je het distale uiteinde van de linker IMV volledig door.
  4. Zorg ervoor dat de geoogste aderleiding voldoende lang is (ongeveer 7–8 cm). Klem het proximale uiteinde van de linker IMV af met een hemostatische klem. Transecteer de IMV distaal van de klemplaats en bind het proximale uiteinde met een 5-0 niet-absorberbare polypropyleenhechting. Een succesvol oogstte IMV moet 7–8 cm lang zijn, vrij van duidelijke spasmen of draaien, en zonder zichtbare bloeding van zijtakken.
    OPMERKING: De IMV heeft een dunne wand en is gevoelig voor spasmen. Direct grijpen, overmatige grip en hoge druk uitzetting moeten worden vermeden. De leiding moet waar mogelijk door het omliggende weefsel worden gehanteerd en direct na de oogst worden opgeslagen in ijskoude heparine-papaverine zoutoplossing.
  5. Plaats de linker IMV in ijskoude heparine-papaverine normale zoutoplossing (30 mg papaverine en 2.500 U heparine opgelost in 500 ml normale zoutoplossing).
  6. Oogst de juiste IMV met dezelfde procedure.

5. Oprichting en start van cardiopulmonale bypass (CPB)

  1. Open het pericard longitudinaal en hang het op met tractiehechtingen.
  2. Zorg voor geactiveerde stollingstijd (ACT) > 480 s.
  3. Plaats twee concentrische suturen met een koord van 5-0 niet-absorberbare polypropyleenhechtingen. Vestig centrale arteriële canule met een 18 F arteriële canule. Na grondige ontluchting verbind je de arteriële canule met de arteriële lijn van het cardiopulmonale bypasscircuit.
  4. Vestig veneuze canule met een 24 F veneuze canule in het rechter atrium en verbind deze met de veneuze lijn.
  5. Start CPB. Vestig langzaam een arteriële instroom, gevolgd door veneuze drainage. Verhoog de pompstroom in de komende minuten volgens systemische arteriële druk, veneuze terugvoer, reservoirniveau en globale perfusieparameters.
    OPMERKING: Omdat Bama-miniatuurvarkens een relatief klein bloedvolume hebben, moet het CPB-circuit voldoende worden geprepareerd met 2 L lactatievloeistof van Ringer en 500 mg methylprednisolon. Als er sprake is van overmatige hemodilusie, kan een bloedtransfusie indien nodig worden overwogen.

6. Aorta-kruisklem en cardioplegische stilstand

  1. Plaats een antegrade cardioplegie-canule in de aortawortel via een koesdraad-hechting. Verbind de cardioplegiecanule met de cardioplegielijn.
  2. Klem de opstijgende aorta af op een positie tussen de arteriële canule en de toegangsplaats voor de cardioplegie.
  3. Induceer een hartstilstand met 4 °C koud gemodificeerde St. Thomas-oplossing (10–15 mL/kg). Breng ijsslush aan op het hartoppervlak voor snelle koeling en myocardbescherming.
    OPMERKING: De St. Thomas-oplossing werd bereid volgens Pfizer Hospital US Plegisol, NDC 00409-7969-05: elke 100 mL bevatte natriumchloride 643 mg, kaliumchloride 119,3 mg, magnesiumchloridehexahydraat 325,3 mg en calciumchloridedihydraat 17,6 mg in water voor injectie, met 10 mL 8,4% natriumbicarbonaat direct voor gebruik toegevoegd aan elke 1.000 mL.

7. Distale anastomose van IMV-transplantaten

  1. Injecteer 4 °C heparine-papaverine normale zoutoplossing (bereid zoals beschreven in stap 4.5) via een stompe spoelnaald in het transplantat om lekkage te controleren, trim het vrije uiteinde af en plaats de 8-0 Niet-absorberbare polypropyleenhechting.
  2. Open de LCX met een microchirurgische schaar. Plaats een intraluminale shunt.
  3. Met een 8-0 niet-absorberbare polypropyleenhechting, voer een eind-aan-zij-anastomose uit tussen één uiteinde van het IMV-transplantaat en de LCX met een parachutehechtingstechniek.
  4. Verwijder de shunt. Injecteer hepariniseerd autoloog bloed in het IMV-transplantaat om het vat te verruimen, eventuele gevangen lucht uit te voeren en om te controleren op lekkage bij de anastomotische plaatsen en zijtakken. Na injectie van hepariniseerd autoloog bloed moet het transplantat soepel uitzetten zonder focale vernauwing, draaiing of lekkage uit de zijtakken of distale anastomose. Voltooi de anastomose tussen de IMV-transplantatie en de LCX.
    OPMERKING: Het hepariniseerde autoloog bloed wordt rechtstreeks verkregen uit het CPB-circuit. Het totale volume hepariniseerd autoloog bloed moet minimaal 50 ml bedragen, en het exacte volume per injectie moet worden aangepast aan de uitzetting van het transplantaat en lekkage uit de transplantaten of anastomotische plaatsen.
  5. Gebruik dezelfde methode om één uiteinde van het andere IMV-graft volledig te anastomoseren aan de zijkant van de LAD.

8. Proximale anastomose van IMV-transplantaten

  1. Verwijder de cardioplegiecanule. Maak op die locatie een opening met een 3,5 mm pons.
  2. Injecteer heparine-papaverine normale zoutoplossing op kamertemperatuur (met de verhoudingen heparine, papaverine en normale zoutoplossing zoals beschreven in stap 4.5) in het IMV-transplantaat dat via een botte spoelnaald aan de LAD is geanastomoseerd. Nadat de IMV-transplantatie is opgezwollen, klem je deze gedeeltelijk en snijd je het uiteinde dat aan de stompe spoelnaald vastzit door. Knip het vrije uiteinde verder af met een tissue schaar.
    OPMERKING: Vermijd het gebruik van 4 °C heparine-papaverine normale zoutoplossing in deze stap om de transplantaatspasmen te verminderen. Het specifieke injectievolume heparine-papaverine normale zoutoplossing moet worden bepaald door de hoeveelheid die nodig is om de uitzetting van het IMV-transplantat te behouden.
  3. Knip een segment van de arteriële katheter af en verbind deze met de linker ventrikelvent. Na aansluiting steek je de arteriële katheter in de aorta via de geperforeerde opening.
  4. Verwerk de IMV-transplantatie die aan de LCX is geanastomoseerd op dezelfde manier als beschreven in stap 8.2.
  5. Maak een opening aan de linkerkant van de aortawortel met een 3,5 mm pons.
  6. Voer een eind-opzij-anastomose uit van het vrije uiteinde van de IMV-graft, geanastomoseerd aan de LCX aan de opening aan de linkerkant van de aortawortel, en laat de anastomose onvoltooid.
  7. Breng de linker hartventkatheter in de aortawortel via deze anastomotische opening.
  8. Voer een end-to-side anastomose uit van het vrije uiteinde van de IMV-graft, distaal anastomoseerd aan de LAD aan de andere opening in de aortawortel.
  9. Verwijder de linker hartventilatorkatheter. Klem beide IMV-transplantaten vast met microchirurgische hemostatische klemmen. Maak de anastomosen van beide IMV-transplantaties aan de aorta af.
    OPMERKING: Voor reperfusie moeten beide IMV-grafts zonder spanning of knikvorming liggen, en de proximale en distale anastomosen mogen geen duidelijke lekkage vertonen.

9. Reperfusie, spenen van CPB en decannulatie

  1. Maak de aorta-kruisklem los en reperfiseer het hart.
  2. Plaats nog een 8-0 niet-absorberbare polypropyleenhechtingen op de anastomotische plaatsen of langs de IMV-transplantaten indien nodig om hemostase te bereiken.
  3. Smee van CPB zodra het varken hemodynamisch stabiel is en het hart weer voldoende functioneert.
  4. Decannuleer de aorta en het rechteratrium, en zorg voor hemostase op alle canulatieplaatsen.
  5. Na de scheiding van CPB wordt beide grafts beoordeeld met intraoperatieve echo volgens het institutionele standaardprotocol. Gebruik kleurdopplerbeeldvorming om bloedstroomsignalen binnen de aorta-naar-LAD en aorta-naar-LCX-grafts te identificeren, en registreer de graftlocatie, flowrichting en kwalitatieve openheid. Indien beschikbaar, voer transittijdstroommeting (TTFM) uit voor kwantitatieve graft-flow beoordeling.

10. Hemostase en borstdichting

  1. Nauwkeurige hemostase verkrijgen bij proximale aorta-anastomosen, distale coronaire anastomosen, interne melkvenen, aorta- en atrium-canulatieplaatsen en de sternotomie-randen.
  2. Steek twee drainagebuizen in.
  3. Benader het borstbeen opnieuw en sluit spier, fascia, subcutane weefsel en huid in lagen.
  4. Breng het varken over naar een gecontroleerde postoperatieve herstelkamer.

11. Postoperatieve zorg en vervolg

  1. Behoud voortdurend thermische ondersteuning met verwarmingskussens of warmluchtdekens om de kerntemperatuur van het varken op 37,0–38,5 °C te houden.
  2. Noteer dagelijks de vochtinname en -output van het varkensmodel, het bewustzijnsniveau, de hartslag, arteriële bloeddruk, centrale veneuze druk, het volledige bloedbeeld en de bloedgasresultaten.
  3. Bied mechanische ventilatieondersteuning met 100% zuurstof in de vroege postoperatieve fase om een stabiele gasuitwisseling te garanderen en hypoxie-geïnduceerde pulmonale vasoconstrictie te voorkomen. Haal het dier van de beademingsmachine en verwijder de endotracheale buis zodra het varken weer sterk, regelmatig spontaan ademhaalt, een beschermende slikreflex vertoont en bevredigende arteriële bloedgasresultaten behaalt.
  4. Postoperatieve antimicrobiële profylaxe: Dien cefuroxime natrium (3–5 mg/kg) elke 8–12 uur toe gedurende 48–72 uur na de operatie. Controleer de dieren dagelijks op tekenen van infectie. Controleer dagelijks de incisie van de sternotomie en de drainagebuisplaatsen op abnormale exsudate of abcesvorming.
  5. Beoordeel de pijnsignalen van het dier elke 2–4 uur met standaard varkensgedragspijnschaal. Let op veelvoorkomende tekenen van pijn na sternotomie, zoals vocalisatie, een gebogen houding, bewegingsweigering, tandenknarsen of sociale isolatie. Dien opioïden of niet-steroïde ontstekingsremmers (NSAID's) toe op basis van het gedrag van het dier om voldoende pijnverlichting en een soepel herstel te garanderen.
  6. Pas snel vasoactieve medicijnen (bijv. dopamine, epinefrine) en vochtondersteuning aan om een stabiele arteriële bloeddruk (>70 mmHg) te behouden.
  7. Beoordeel de postoperatieve graftpatency via CTA op postoperatieve dag 1 en postoperatief dag 28 volgens het institutionele standaardbeeldvormingsprotocol.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Drie Bama-miniatuurvarkens, P1, P2 en P3, ondergingen de dubbelvat-CABG-procedure. Alle drie de dieren overleefden meer dan 7 dagen. Figuur 1 illustreert de belangrijkste chirurgische stappen, waaronder mediane sternotomie, oogst van de bilaterale autologe IMV's, pericardiotomie om de hoofdvaten bloot te leggen, oprichting van CPB, toediening van cardioplegische oplossing via de aorta, koeling van het hart met ijsslurp, distale en proximale anastomosen voor dubbelvat-CABG, afbouwen van C...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In deze studie werden drie dubbelvat CABG varkensmodellen ontwikkeld met behulp van bilaterale autologe IMV's. Van de twee IMV-transplantaten werd er één gebruikt om een bypass van de aorta naar de LCX te bouwen, en de andere om een bypass van de aorta naar de LAD te bouwen. Hoewel de vena saphena de standaard klinische veneuze leiding is voor CABG, werden IMV's geselecteerd omdat de venen saphena van Bama miniatuurvarkens te kort waren om twee vrije grafts zonder spanning te leveren voo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs geven geen belangenconflicten aan.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gesponsord door het National Key Research and Development Program van China (2023YFF0724701), het Frontier Biotechnology Key Project van het National Key R & D Program van het Ministerie van Wetenschap en Technologie van China (2023YFC3404300; naar Jiangping Song), klinische onderzoeksfondsen voor centrale hooggeplaatste ziekenhuizen van Fuwai Hospital, Chinese Academie voor Medische Wetenschappen, Preklinische studie naar Xenogeneïsche Multi-Gen-Edited Donor Pig Hearts voor orthotope harttransplantatie bij kinderen met Hartfalen (2025-GSP-ZD-4), en project van het State Key Laboratory of Cardiovascular Diseases, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, screening en ontwikkeling van geneesmiddeldoelen voor de langetermijnoverleving van orthotopische cardiale xenotransplantatie (2025-GSP-GG-42).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10-degree aortic cross-clampSinoviewCP40431-19CABG Surgery
45-degree aortic cross-clampSinoviewCP40044-18CABG Surgery
Affinity Fusion Oxygenation SystemMedtronicBB841Cardiopulmonary bypass
Anesthesia machineMindrayA9Anesthesie en anderen
Arterial cannulaMedtronic18FrCardiopulmonary bypass
AtracuriumHengrui Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04021-25CABG Surgery
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04016-25CABG Surgery
Balanced handle pen-stylemicrosurgical forcepsSinoviewFC12010-21CABG Surgery
Bama miniature pigsInstitute of Zoology, ChineseAcademy of Sciences, NorthernLarge Animal Research Facility-Experimentele dieren
Belzer UW Cold Storage SolutionBridge to Life Ltd.1000 ml/bagCABG Surgery
Black-handle extreme-sharp scissorsSinoviewSC35101-23UCCABG Surgery
Blood gas analyzerEdiagnosisPT1000Anesthesie en anderen
Blunt Fill NeedleBD305180Flush and distend IMV grafts
Bone WaxEthiconW31GHemostasis
Cardiopulmonary bypass circuitMedtronicB-HL-159Cardiopulmonary bypass
Central venous catheterBaihe Medical-Anesthesie en anderen
Curved forcepsSureMedGC01002-12CABG Surgery
Curved forcepsSureMedGC01002-16CABG Surgery
Disposable blood microembolus filterSansinFAF-2Cardiopulmonary bypass
Disposable blood reservoir filterSansinFCR300KCardiopulmonary bypass
Disposable cardioplegia delivery systemMedtronicXP41Cardiopulmonary bypass
DopamineJiuan Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
Electrosurgical unitMedtronicVLFT10FXGENCABG Surgery
Endotracheal tubeYaxin MedicineYS-0000Anesthesie en anderen
EpinephrineJinyao Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
Fine dissecting forcepsSureMedGC01090-20CABG Surgery
Gold-handle ultra-sharp scissorsSinoviewSC35001-23SCCABG Surgery
Heart-lung machineLivaNovaS5Cardiopulmonary bypass
HeparinNorth China Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
Ice bucketSureMedGQ13018-00DCABG Surgery
Infusion pumpSino MDTSN-C8Anesthesie en anderen
Intraluminal shuntMedtronic31200CABG Surgery
Intravenous catheterKDL16G-26GAnesthesie en anderen
IsofluraneLunan Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
KetamineHikma Pharmaceuticals0143-9509-10Anesthesie en anderen
Lactated Ringer's SolutionKelun Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
Large basinSureMedGQ13033-00DCABG Surgery
LaryngoscopeHanfeiylTD-C-IIIAnesthesie en anderen
Lidocaine hydrochloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816CABG Surgery
Magnesium sulfate for injectionZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792CABG Surgery
Medical electric sternum sawJingdong xijiHF-X01CABG Surgery
Medium basinSureMed-CABG Surgery
Medium-sized sternum retractorSureMedGR04130-00CABG Surgery
MidazolamHikma Pharmaceuticals0641-6220-10Anesthesie en anderen
Modified St. Thomas SolutionSelf-made-Anesthesie en anderen
Multiparameter monitorMindrayBenoversion N17Anesthesie en anderen
Needle passer for purse-string suturesSureMedGR04074-00CABG Surgery
NorepinephrineHarvest Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
Papaverine hydrochlorideSigma-AldrichP3510Store IMV conduits
Pediatric sternum retractorSureMedGR04114-00CABG Surgery
Pen-style microsurgical needle holderSinoviewNH11300-21CABG Surgery
Potassium chloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164CABG Surgery
PropofolHikma Pharmaceuticals0641-6194-10Anesthesie en anderen
Protamine SulfateYoucare Pharmaceutical-Anesthesie en anderen
Purse-string suture introducerSureMedGR04074-00CABG Surgery
Resano atraumatic magic forcepsSinoviewFC25501-23SCABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01110-14CABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01089-18CABG Surgery
Small basinSureMed-CABG Surgery
Sodium acetate Ringer's injectionDuo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331CABG Surgery
Sodium bicarbonate injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20043739CABG Surgery
St. Thomas SolutionPfizer Hospital US00409-7969-05Cardioplegia
Sternal retractor (medium size)SureMedGR04130-00CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-12CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-16CABG Surgery
Suture 5-0 Prolene BBEthicon-CABG Surgery
Suture 8-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
Suture Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-CABG Surgery
Sutures 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-CABG Surgery

Referenties

  1. Emmert MY, et al. Consensus statement-graft treatment in cardiovascular bypass graft surgery. Front Cardiovasc Med. 2024;11:1285685.
  2. Back L, Ladwiniec A. Saphenous vein graft failure: current challenges and a review of the contemporary percutaneous options for management. J Clin Med. 2023;12(22):7118.
  3. Hwang HY, et al. Association between angiography-derived Murray law-based quantitative flow ratio and 1-year coronary artery bypass graft patency. JACC Cardiovasc Interv. 2025;18(19):2326-2334.
  4. Szafron JM, Heng EE, Boyd J, Humphrey JD, Marsden AL. Hemodynamics and wall mechanics of vascular graft failure. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2024;44(5):1065-1085.
  5. Spadaccio C, et al. Fractional flow reserve-based coronary artery bypass surgery: current evidence and future directions. JACC Cardiovasc Interv. 2020;13(9):1086-1096.
  6. Koch SE, et al. Animal studies for the evaluation of in situ tissue-engineered vascular grafts: a systematic review, evidence map, and meta-analysis. NPJ Regen Med. 2022;7(1):17.
  7. Zou Y, Dietrich H, Hu Y, Metzler B, Wick G, Xu Q. Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis. Am J Pathol. 1998;153(4):1301-1310.
  8. Zou Y, Hu Y, Mayr M, Dietrich H, Wick G, Xu Q. Reduced neointima hyperplasia of vein bypass grafts in intercellular adhesion molecule-1-deficient mice. Circ Res. 2000;86(4):434-440.
  9. Hu Y, et al. Abundant progenitor cells in the adventitia contribute to atherosclerosis of vein grafts in ApoE-deficient mice. J Clin Invest. 2004;113(9):1258-1265.
  10. Milani-Nejad N, Janssen PM. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacol Ther. 2014;141(3):235-249.
  11. Fashina O, et al. Large animal model of vein graft intimal hyperplasia: a systematic review. Perfusion. 2023;38(5):894-930.
  12. Jia H, Chang Y, Song J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 2024;53(6):136-147.
  13. De Nisco G, et al. Comparison of swine and human computational hemodynamics models for the study of coronary atherosclerosis. Front Bioeng Biotechnol. 2021;9:731924.
  14. Li X, et al. Establishment and evaluation of a porcine vein graft disease model. J Vis Exp. 2022;(185):63896.
  15. Lee MY, et al. Comparative analysis of heart functions in micropigs and conventional pigs using echocardiography and radiography. J Vet Sci. 2007;8(1):7-14.
  16. Mo J, et al. Blood metabolic and physiological profiles of Bama miniature pigs at different growth stages. Porcine Health Manag. 2022;8(1):35.
  17. George TJ, et al. Hemoglobin drift after cardiac surgery. Ann Thorac Surg. 2012;94(3):703-709.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

GeneeskundeEditie 234Editie 234Lege waardeEditieintermammaire veneautologe graft

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.