Bodemmicro-organismen visualiseren via de Contact Slide Assay en microscopie

1. Voorbereiding van de Microkosmos van Bodemverschuiving

1. Verzamel tuingrond van het oppervlak (0-15 cm diepte) en weeg 150 g grond in twee aparte bekers.
   1. Als de grond een hoge dichtheid aan organisch materiaal heeft, weeg 100 g.
2. Label een beker "Behandeling" en de andere "Controle."
3. Bereken de hoeveelheid water die nodig is om het vochtgehalte te veranderen.
   1. Het vochtgehalte is vaak dicht bij de veldcapaciteit.
      
4. Meet de hoeveelheid gedestilleerd water met een meetbeker.
5. Plaats de hoeveelheid gedestilleerd water in twee flesjes.
6. Label een flesje "Behandeling" en de andere "Controle."
7. Voeg de water in de "Behandeling" fles toe met voldoende glucose voor een uiteindelijk bodemglucoseconcentratie van 1%, volgens een drooggewichtbasis in de "Behandeling" grond.
8. Voeg 200 mg NH₄NO₃ toe aan de "Behandeling" fles en roer om de additieven op te lossen. Het nitraat dient als een stikstofbron van voedingsstoffen voor de bodemmicroben.
9. Voer de "Controle" fles niet aan.
10. Meng in kleine aliquoten van ongeveer 50 mg de inhoud van de "Behandeling" fles in de "Behandeling" beker. Roer met een spatel na elke toevoeging van een aliquot.
11. Meng in kleine aliquoten de inhoud van de "Controle" fles in de "Controle" beker. Roer met een spatel na elke toevoeging van een aliquot.
12. Label vier schone microscoopglazen: twee "Behandeling" en twee "Controle" glazen.
13. Plaats de twee "Behandeling" glazen in de "Behandeling" grondbeker en plaats de twee "Controle" glazen in de "Controle" grondbeker. Laat 2 cm van elk glas boven het bodemoppervlak uitsteken en zorg ervoor dat u een opening laat tussen de twee glazen.
14. Bedek de bekers met plasticfolie en zet vast met een elastiek.
15. Maak verschillende gaten in de folie om lucht door te laten, maar voorkom toch overmatige verdamping.
16. Noteer het gewicht van beide bekers.
17. Incubeer de met grond gevulde bekers gedurende 7 dagen op kamertemperatuur in een aangewezen gebied/incubator.

2. Glasplaatkleuring en Microscopie

1. Noteer het gewicht van beide bekers.
2. Bereken het bodemvocht op het moment van glasplaatverwijdering.
3. Verwijder de twee glazen uit elke beker door elk glas naar een schuine positie te drukken en terug te trekken, zodat het bovenoppervlak van het glas niet wordt verstoord.
4. Identificeer en markeer de kant van het glas dat moet worden gekleurd en waargenomen.
5. Tikt zachtjes op de glazen op de werkbank om grote bodempartikels te verwijderen.
6. Gebruik een vochtige papieren handdoek om het onderste gezicht van de glazen te reinigen. Laat de glazen drogen op kamertemperatuur.
7. Draag beschermende veiligheidsbril en houd elk glas met een pincet vast, dompel de glazen 1-3 minuten onder in 40% (v/v) azijnzuur onder een afzuigkap.
8. Spoel het overtollige zuur af onder een zachte stroom water.
9. Gebruik een druppelfles om het oppervlak van de glazen te bedekken met fenolische Rose Bengal. Ondersteun het glas op een kleurraak boven een container om het overtollige kleurmiddel op te vangen. Wees voorzichtig, spoel niet met kracht die micro-organismen van het oppervlak van de glazen kan verwijderen.
10. Laat de glazen 5-10 minuten kleuren. Laat het glas niet droog worden. Voeg indien nodig meer kleurmiddel toe.
11. Was de glazen voorzichtig om overtollig kleurmiddel te verwijderen.
12. Laat de glazen drogen op kamertemperatuur.
13. Gebruik de olie-immersie-objectief om de glasplaat te observeren met behulp van een microscoop (Figuur 1).

Figuur 1. Een glasplaat onder een microscoop.