Name: Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-04-13T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 58 s
Description: Leer een reversibele intubatiemethode voor muizen om luchtwegweerstand te meten en bronchoalveolaire lavagevloeistof te verzamelen. Deze techniek ondersteunt herhaalde ademhalingsfysiologieonderzoeken.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wij danken dr. W. Mintzer voor de suggestie om fiberoptische intubatie orotracheal uit te voeren. Ondersteund door subsidies U19AI070973, R01AI057696, K02HL75243 en R01HL082487 van de National Institutes of Health.

<ol><li>Hamelmann, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+airway+responsiveness+in+allergic+mice+using+barometric+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of airway responsiveness in allergic mice using barometric plethysmography.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156, 766-775 (1997).</li>
<li>Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unrestrained+plethysmography+is+an+unreliable+measure+of+airway+responsiveness+in+BALB%2Fc+and+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice.</a> J. Appl. Physiol. 97, 286-292 (2004).</li>
<li>Bates, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+and+misuse+of+penh+in+animal+models+of+lung+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">The use and misuse of penh in animal models of lung disease.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 31, 373-374 (2004).</li>
<li>Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reevaluation+of+the+validity+of+unrestrained+plethysmography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice.</a> J. Appl. Physiol. 93, 1198-1207 (2002).</li>
<li>Grunig, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirement+for+IL-13+independently+of+IL-4+in+experimental+asthma%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Requirement for IL-13 independently of IL-4 in experimental asthma.</a> Science. 282, 2261-2263 (1998).</li>
<li>Corry, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirements+for+allergen-induced+airway+hyperreactivity+in+T+and+B+cell-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Med%22%5BJournal%5D)">Requirements for allergen-induced airway hyperreactivity in T and B cell-deficient mice.</a> Mol. Med. 4, 344-355 (1998).</li>
<li>Corry, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin+4%2C+but+not+interleukin+5+or+eosinophils%2C+is+required+in+a+murine+model+of+acute+airway+hyperreactivity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Interleukin 4, but not interleukin 5 or eosinophils, is required in a murine model of acute airway hyperreactivity.</a> J. Exp. Med. 183, 109-117 (1996).</li>
<li>Amdur, M. O., Mead, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanics+of+respiration+in+unanesthetized+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mechanics of respiration in unanesthetized guinea pigs.</a> Am J Physiol. 192, 364-368 (1958).</li>
</ol>

De studie van astma, en diverse andere obstructieve luchtweg aandoeningen, vormt een actieve en groeiende sector van het biomedisch onderzoek. Een belangrijk onderdeel van astma-gerelateerde experimenteel onderzoek is het vermogen om veranderingen in de luchtwegen omvang te meten onder verschillende omstandigheden. Overmatige luchtwegvernauwing in reactie op provocerende uitdaging, een canonieke kenmerk van astma en aanverwante longziekten en een eigenschap van de luchtwegen genoemd luchtwegovergevoeligheid, is een bela...

Luchtwegen fysiologie meetsoftware (Rescomp) was bereid op maat (Millennium Premier Group, 415-519-4371). De gegevens werden geanalyseerd met behulp van een PC-werkstation met Windows XP uitgerust met een Pentium III processor (Intel, Inc Santa Clara, CA) en een 17-pin analoog naar digitaal signaal omzetter (National Instruments, # PC-LPM16). Een klein dier luchtwegen fysiologie werkstation was op maat samengesteld (Millennium Premier Group) met behulp van commercieel verkrijgbare druk transducers (deel # TRD5700 en TRD4510), voorversterker modules (deel # MAX2270), chassis (onderdeel # MAX1320; allemaal uit Buxco, Inc Wilmington, NC ) en een op maat gemaakte kleine dieren plethysmograaf. 0.5mm uitwendige diameter glasvezel draad, verbonden aan lichtbron (Cole Palmer Illuminator, 41722-serie) Ventilator (Harvard Apparatuur Mouse Ventilator, # 687) 10 mm, 27ga naald (BD Biosciences, cat. Nee. 309602) Warmtelamp 1 ml spuit (BD Biosciences, cat. Nee. 305109) 4 klemmen (Pony 3200 veerklem) 0,5 mm externe draad voor intubatie gids Hemacytometer Superfrost / plus objectglaasjes (Fisher cat. Nee. 12-550-15) Shandon Filter Kaarten (Thermo cat. Nee. 5991022) Differentiële cel slide vlek (Fisher cat. Nee. 122911) Lichtmicroscoop (Leica) Cytospin 3 (Shandon) 20 GA, 1.25 inch ProtectIV intraveneuze katheters (Smith Medical) 0,5 mm polymere optische vezel (Edmund Optics # NT02-532).

een reversibele, niet-invasieve methode voor airway resistance metingen en bronchoalveolaire lavage fluid sampling in muizen

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Luchtweg hyperreactiviteit (AHR) metingen en bronchoalveolaire lavage (BAL) vloeistof bemonstering zijn essentieel voor experimentele astma modellen, maar herhaalde procedures om dergelijke metingen te verrichten in hetzelfde dier zijn over het algemeen niet haalbaar. Hier tonen we protocollen voor het verkrijgen van muizen herhaalde metingen van de AHR en bronchoalveolaire lavage vloeistof monsters. De muizen werden intranasaal uitgedaagd zeven keer meer dan 14 dagen met een krachtige allergeen of sham behandeld. Voorafgaand aan de eerste uitdaging, en binnen 24 uur na elke intranasale uitdaging, dezelfde dieren waren verdoofd, oraal geïntubeerd en mechanisch geventileerd. AHR, beoordeeld door dosis-respons curves van de ademhalingswegen weerstand (RRS) veroorzaakt door het verhogen van intraveneuze doses van acetylcholine (Ach) chloride tussen nep en allergeen-uitgedaagd dieren, werden bepaald. Daarna, en via dezelfde intubatie, was de linker long lavaged zodat differentieel opsomming van de luchtwegen cellen kunnen worden uitgevoerd. Deze studies laten zien dat herhaalde metingen van AHR en BAL vochtophopingen mogelijk zijn van dezelfde dieren en dat de maximale luchtwegovergevoeligheid en luchtwegen eosinofilie worden bereikt binnen 7-10 dagen na het begin van allergeen uitdaging. Deze nieuwe techniek vermindert het aantal muizen nodig zijn voor longitudinale experimenteren en is van toepassing op diverse soorten knaagdieren, ziekte-modellen en luchtwegen fysiologie instrumenten.

Herhaalde metingen van knaagdieren respiratoire fysiologie en bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen wenselijk zijn, maar over het algemeen niet haalbaar. Hier beschrijven we een herhaalbare methode voor het mondeling intuberen muizen dat herhaalde metingen van de luchtwegen hyperreactiviteit en de bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen vergunningen.

Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen

Metingen van luchtweghyperreactiviteit (AHR) en het afnemen van bronchoalveolaire lavagevloeistof (BAL) zijn essentieel voor experimentele astmamodellen, maar herhaalde ...

Voordat deze procedure wordt gestart, worden de muizen geanestheseerd door middel van een intraperitoneale injectie van ketamine. De dieren worden vervolgens op een tafel geplaatst en een catheter van 20 gauge wordt oraal in de trachea ingebracht. De geïntubeerde muizen worden aangesloten op een mechanische ventilator en er wordt een intraveneuze lijn aangelegd in de staartvene.De muizen worden vervolgens geplaatst in een rodent SIGGRAPH die is verbonden met twee druktransducers. De elektronica maken het mogelijk om de weerstand van het ademhalingsstelsel continu te meten tijdens een acetylcholine-provocatietest. Na het ontkoppelen van de ventilator en de intraveneuze lijn wordt de tracheale katheter in de linkerlong geschoven, die vervolgens wordt gespoeld met fysiologische zoutoplossing die via de katheter wordt ingespoten en weer afgezogen.Hallo, ik ben Simone Phar van de afdeling Geneeskunde aan het Baylor College of Medicine. Vandaag gaan we u de orale intubatie van muizen laten zien, zodat luchtwegmechanica en bronchoalveolaire lavagevloeistof herhaaldelijk kunnen worden verzameld. We gebruiken deze procedure om experimentele allergische ziekte te bestuderen, wat een experimenteel model voor astma is, en deze procedure kan ook worden aangepast voor andere toepassingen.Laten we beginnen. Om deze procedure te starten, wordt de muis diep geanestheseerd door middel van een intraperitonele injectie van 48 mg/kg ate. De muis wordt vervolgens in een zachte lichtbak geplaatst om hem rustig te houden.Een schone muizenkooi bedekt met een doek kan hiervoor worden gebruikt. Na vijf tot 10 minuten moet via een knijptest van de teen worden bevestigd dat het dier volledig is geanestheseerd, waarna het in rugligging wordt geplaatst. Met de ventrale zijde naar boven op een kleine tafel die is ingesteld op een hoek van 45 graden. Om het subject op zijn plaats te fixeren, wordt een elastiek ENC om de tafel geplaatst, achter de bovenste rij tanden.Gebruik een warmtelamp om de muis warm te houden met uw rechterhand. Gebruik een pincet om de tong vast te pakken, uit te strekken en uit de bek te tillen. Breng vervolgens voorzichtig een metalen tongspatel aan die u in uw linkerhand houdt.Dit zorgt voor een onbelemmerde luchtweg en visualisatie van de stembanden voor intubatie. Plaats vervolgens een glasvezeldraad met een diameter van 0,8 millimeter, verbonden met een lichtbron, via de angiocatheter en breid deze 10 millimeter voorbij de punt uit. Terwijl u met uw linkerhand de tongdepressor hanteert, gebruikt u uw rechterhand om het verlichte uiteinde van de glasvezeldraad via de mondholte en de farynx te geleiden totdat de stembanden in beeld zijn.Voer vervolgens, onder direct zicht en getimed op het moment dat de stembanden maximaal openstaan, de draad door de bewegende stembanden en in de trachea. Voer nu de angiokatheter over de glasvezeldraad in de trachea tot de catheterpunt zich in het midden van de trachea bevindt. Voor een muis van 17 tot 22 gram komt dit overeen met een cathetersegment van 10 millimeter dat buiten de mond blijft.Verwijder de glasvezeldraad om de succesvolle intubatie te bevestigen. Observeer regelmatige diepe ademhalingen die onmiddellijk stoppen na occlusie van de connector met de duim. Laat de plethysmograaftafel zakken tot deze parallel loopt aan de werkbank en draai het subject 180 graden totdat het naar de poort van de luchtventilator is gericht.Draai het dier op zijn zij voordat u het aansluit op de ventilator. Zorg voor een luchtdichte verbinding en activeer de ventilator. Een succesvolle intubatie wordt verder bevestigd wanneer later te zien is dat de abdominale excursie synchroon loopt met de ventilator.Om de naald voor de intraveneuze lijn voor te bereiden, verwijdert u een naald van 10 millimeter en 27 gauge uit de spuitconnector en buigt u deze in het midden onder een hoek van 90 graden, zodat de schuine zijde naar de hoek is gericht. Verbind het niet-geslepen uiteinde met de PE 10-slang die naar de IV-injectiepoort leidt. Dit is om potentieel fatale luchtembolieën te voorkomen.Spoel de slang en de naald door met 0,9% natriumchloride van 37 °C via de spuit van 1 mL. De injectiepoort bestaat uit een naald van 27 gauge die door een gat in de dop van een centrifugebuis van 15 mL is geduwd. De dop is gevuld met zoutoplossing zodat het uiteinde van de naald constant ondergedompeld is, waardoor de kans wordt verkleind dat er lucht in de naald terechtkomt en intraveneus wordt geïnjecteerd.Plaats de naald bij het caudale uiteinde van de staart. Houd de naald parallel aan en boven de laterale ader. Voer de naald voort vlak onder de huid terwijl u deze stuurt.Craniaal langs de lengte van de venen en subcutaan door te duwen naar de knik. Om de succesvolle IV-plaatsing te bevestigen, trekt u de zuiger van de spuit een klein stukje terug. Er zou bloed terug moeten stromen in de IV-slang.Bovendien moet er een ongehinderde doorstroming door de IV-lijn zijn bij injectie van 50 tot 100 µL zoutoplossing in de staartvene. Na het verwijderen van de warmtelamp uit de opstelling, wordt het proefdier in de plasmograf geplaatst en luchtdicht afgesloten door vier klemmen aan te brengen. Het verwijderen van de warmtelamp is belangrijk om opwarming van de lucht in de plasmografkamer te voorkomen en mogelijke wijzigingen in daaropvolgende metingen van de respiratoire systeemweerstand of RRS te vermijden; de respiratoire systeemweerstand of RRS wordt bepaald door continue kwantificering van de quotiënt.Verandering in luchtwegdruk over de luchtstroom of delta P over V bij punten van gelijk longvolume. Delta P wordt bepaald met behulp van een druktransducer die is verbonden met de tracheale angiokatheter V. Het differentiaal van het plasmagraftvolume over de tijd wordt berekend door de preamp-module. Na het vaststellen van een stabiele baseline injecteert RRS vijf opeenvolgende doses met toenemende concentraties acetylcholinechloride of a CH gedurende één seconde via de iv.Elke volgende dosis wordt toegediend zodra de RRS is teruggekeerd naar de basiswaarde, totdat een toename van 200% in de luchtwegweerstand is bereikt. Verwijder de IV uit de staartvene en koppel de muis los van de ventilator. Zorg ervoor dat de muis is hervat met spontane ademhaling, terwijl de luchtweg open wordt gehouden door de tracheale canule op zijn plaats te laten.Indien dit niet het geval is, kan de ademhaling worden gestimuleerd door de thorax voorzichtig te masseren. Zodra de muis weer spontaan ademt, wordt deze, met de tracheale canule op zijn plaats, overgebracht naar een kamer die is gespoeld met 100% zuurstof en op 37 °C wordt gehouden met de warmtelamp. De tracheale canule moet op zijn plaats blijven tot het dier wakker is om een verstikkingsdood als gevolg van door acetylcholine geïnduceerde hypersalivatie te voorkomen.Bronchoalveolaire lavage of BAL-vloeistof kan pas worden verzameld wanneer de muis voldoende is hersteld van zijn braakreflex, wat ongeveer 20 minuten na terugplaatsing in de herstelkamer zou moeten gebeuren. Om de braakreflex te beoordelen, schuift u de angiocatheter voorzichtig in en uit; duidelijk hoesten of worstelen geeft aan dat de braakreflex is teruggekeerd om BAL-vloeistof te verzamelen. Een metalen intubatiegeleider met een continue buiging van ongeveer 30 graden, gericht op de linkerlongkwab, wordt in de angiocatheter ingebracht.Schuif de G-draad en de angiocatheter samen voort in de linkerlongkwab, zodanig dat de hub van de catheter, die buitensteekt, slechts één millimeter voorbij de voortanden reikt. Zorg ervoor dat de punt van de G-draad niet door het open uiteinde van de angiocatheter gaat. Om tracheale laceratie of ruptuur te voorkomen terwijl de angiocatheter op zijn plaats blijft, spoelt u onmiddellijk na het naarboven trekken van de spuitplunjer 300 µL steriele PBS pH 7.4 via een spuit van één milliliter in de linkerlong.Om negatieve druk te creëren, verwijdert u de angiocatheter langzaam terwijl u de long intensief masseert. Er wordt een BAL-opbrengst van 100 tot 200 µL verwacht. Plaats de muis na de lavage onmiddellijk terug in de kamer van 37 °C met 100% zuurstof.Plaats het dier op zijn linkerzijde totdat het na ongeveer 20 minuten volledig is hersteld en plaats het vervolgens terug in de kooi. We presenteren hier representatieve resultaten van metingen van de luchtweginstroomweerstand, waarbij luchtweghyperreactiviteit is gedefinieerd als RRS-waarden die bij elke dosis acetylcholine significant hoger zijn dan de naïeve waarden, ontwikkeld na vijf allergenuitdagingen bij de vierde dosis. Er werd echter een veel grotere luchtweghyperreactiviteit waargenomen na de zesde uitdaging, zonder verdere toename van de responsiviteit.Bij de zevende challenge werd de dosering van CH gestaakt nadat de RRS-waarden verdrievoudigd waren ten opzichte van de basiswaarden; verdere verhogingen in de dosering zouden anders leiden tot dodelijke bronchospasmen. Muizen die herhaaldelijk intranasaal met het vehikel werden gechallenged, ontwikkelden geen hyperreactiviteit van de luchtwegen, en bij alle gegeven doses van CH varieerden de RRS-metingen niet significant van de basiswaarden, zoals blijkt uit deze representatieve real-time RRS-registraties van een naïeve muis en een muis die zes keer met het allergeen was gechallenged en opeenvolgende IV-doses van CH ontving vóór het ontstaan van een robuuste A HR. Het dominante celtype in de luchtwegen dat door het allergeen werd geïnduceerd, was de neutrofiel, vergelijkbaar met de trend voor A HR. Eosinofilie nam echter geleidelijk toe bij herhaalde allergen-challenge, waardoor de eosinofiel het numeriek dominante celtype in de BAL-vloeistof werd na de zesde challenge, samenvallend met een duidelijke afname van het aantal neutrofielen.In controlemuizen die waren blootgesteld aan PBS. Metingen van de luchtwegweerstand varieerden over de tijd eveneens niet significant. Een verhoogde rekrutering van macrofagen en neutrofielen, maar niet van eosinofielen, naar de BAL-vloeistof werd ook bij deze muizen waargenomen, vergelijkbaar met de veranderingen die werden gezien bij muizen die enkel herhaalde afname van BAL-vloeistof ondergingen.We hebben zojuist gedemonstreerd hoe muizen reversibel oraal geïntubeerd kunnen worden en hoe de intraveneuze lijn kan worden benaderd om fysiologische gegevens van de luchtwegen en bronchoalveolaire lavagevloeistof te verzamelen. Voordat deze technieken op levende dieren worden uitgevoerd, is het essentieel om elke techniek afzonderlijk te oefenen en te perfectioneren op karkassen.Een zorgvuldige en behoedzame behandeling is essentieel en er moet te allen tijde een strikte aseptische techniek worden toegepast. Dat is alles. Bedankt voor het kijken en veel succes met uw experimenten.

a-reversible-non-invasive-method-for-airway-resistance-measurements

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

We illustreren niet-chirurgische levering van testmateriaal in de longen van verdoofde muizen via de luchtpijp. Deze methode laat long blootstelling aan bacteriële en virale pathogenen, cytokines, antistoffen, kralen, chemicaliën of kleurstoffen. We verder beschrijven oogst en verwerking van de longen en longen drainerende lymfeklieren (LDLNs) voor flowcytometrie.

Niet-chirurgische intratracheale Instillatie van Muizen met Analyse van de longen en Lung drainerende lymfeklieren door middel van flowcytometrie

Experimentele muismodellen van allergische astma bieden nieuwe mogelijkheden voor het bestuderen van de ziekte van pathogenese en het ontwikkelen van nieuwe therapeutica. Deze modellen zijn zeer geschikt voor het meten factoren die de allergische immuunrespons, ontsteking van de luchtwegen en longen pathofysiologie.

Muizenmodel van Allergen Induced Astma

We beschrijven een onderzoek techniek voor fiberoptische bronchoscopie en bronchoalveolaire lavage met behulp van lage druk zuigkracht. De techniek wordt gebruikt om immuuncellen oogsten uit de longen bronchoalveolaire oppervlakken. Plaatselijke verdoving en milde sedatie (midazolam) gebruikt. Onderwerpen tolereren de procedure goed en ervaring minimale bijwerkingen.

Bronchoalveolaire Lavage (BAL) voor onderzoek; verkrijgen adequaat monster Yield

This video demonstrates the use of flow cytometry to identify and count various immune cells in bronchoalveolar lavage fluid. Initially, single immune cells are identified using a viability dye, followed by differential staining of surface marker proteins, enabling the precise enumeration of each cell type.

Identification and Enumeration of Immune Cells in Bronchoalveolar Lavage Fluid by Flow Cytometry

Het huidige protocol bevat een gedetailleerde stap-voor-stap beschrijving van de vereiste om metingen van de ademhalingswegen mechanica, alsmede de beoordeling van de luchtwegen voor geïnhaleerde methacholine in muizen met behulp van de geforceerde oscillatie techniek (flexiVent voeren procedures; SCIREQ Inc, Montreal, Qc , Canada).

Evaluatie van Respiratory System Mechanics in Muizen met behulp van de Gedwongen Oscillatie techniek

Dit artikel beschrijft een striaghforward en efficiënte methode van intubatie muizen voor longfunctie metingen of pulmonale instillatie, die het mogelijk maakt de muizen om te herstellen en studeerde worden op latere tijdstippen. Deze procedure houdt een goedkope optische vezel lichtbron die direct verlicht de luchtpijp.

Een eenvoudige methode van de Muis van Lung intubatie

We presenteren een protocol om de snelheid van alveolaire vochtopruiming of longoedeem in de long van neonatale muizen te beoordelen met behulp van röntgenbeeldvormingstechnologie.

Real-time X-ray Imaging van Lung Fluid Volumes in Neonatale Mouse Lung

Het doel van dit artikel is om eenvoudige methoden die sterk zal helpen bij de opzet en analyse van de muis longen met longkanker of andere aandoeningen te beschrijven. We presenteren 3 protocollen eenvoudig en betrouwbaar uit te voeren long instillaties, fixatie, en longvolume metingen.

Instillatie en Fixatie Methoden Nuttig in Mouse Lung Cancer Research

De gezondheidsstatus van de long wordt weerspiegeld door het type en het aantal immuuncellen die aanwezig zijn in de bronchiolen van de long. We beschrijven een bronchoalveolaire lavage techniek die de isolatie en studie van niet-adherente cellen en oplosbare factoren uit het onderste luchtwegen van muizen mogelijk maakt.

Bronchoalveolaire lavage van meneuze longen om ontstekingscelinfiltratie te analyseren

Het doel van dit artikel is het beschrijven van een verfijnde methode van intubatie van de laboratoriummuis. De methode is niet-invasief en daarom ideaal voor studies die seriële controle van de ademhalingsfunctie en/of instillatie van behandelingen in de long vereisen.

Herhaalde Orotracheale intubatie bij muizen

Hier beschrijven we de meting van hoest met behulp van een niet-invasief en real-time plethysmografie van het hele lichaam (WBP) -systeem en de normatieve procedures voor het oogsten van weefselmonsters van muizen en introduceren we enkele methoden om luchtwegontsteking te beoordelen.

Methoden voor het detecteren van hoest en luchtwegontsteking bij muizen

Leer een reversibele intubatiemethode voor muizen om luchtwegweerstand te meten en bronchoalveolaire lavagevloeistof te verzamelen. Deze techniek ondersteunt herhaalde ademhalingsfysiologieonderzoeken.

Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen

Meer video's verkennen