Name: Etikettering en Imaging Cellen in de zebravis achterhersenen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-07-25T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Leer hoe je neurale cellen in zebravisembryo's labelt en beeldt met membraan-GFP en confocale microscopie. Deze methode maakt hoge-resolutie visualisatie van celmorfologie en dynamiek mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door een NIH subsidie ​​toegekend aan R. Brewster (1R01GM085290-01A1).

1.Microinjection <ol><li> Verdunnen plasmide coderend voor membraan-gerichte Green Fluorescent Protein (mGFP, met dank aan Richard Harland) tot een concentratie van 40 ng / ml. DNA wordt bereid door lineariseringsschakelingen plasmide (mGFP/PCS2 +, met dank aan Richard Harland) gezuiverd met behulp van de Qiagen Maxi Prep Kit. Toevoeging van fenol rood (1 / 10 verdund totaal volume) aan de oplossing heeft de voorkeur om de oplossing te visualiseren. Houden DNA-oplossing op het ijs. </li><li> Onder een stereomicroscoop, kalibreren van de injectienaald (90mm glas capillairen van Narishinge Scientific; Cat No NA-GD-1) door aanpassing van de naald op een afgestudeerd glijbaan en zachtjes tikken op het gedeelte van de naald waar de diameter is 1 uM met een schone scheermes mes (een tip van de juiste grootte te verkrijgen). </li><li> Met het oog op de naald te kalibreren om een ​​bekend volume (2NL) injecteren, sluit u de naald op de micro-injectie apparaat (PCI 100 Microinjector; Harvard Apparatus) en de voorkant van de naald te vullen met 0.5μl van een oplossing die fenol rood en water op een stuk van paraffine. De oplossing kan worden afgezien van het gebruik van een voetpedaal. Stel de druk om 7 kPa en variëren de tijd (10msec 30msec) zodat het duurt 250 pedalen af ​​te zien van 0.5μl van de oplossing. </li><li> Plaats voorzichtig de gekalibreerde naald op een strook van was in een bevochtigde 100 mm petrischaal. Te bevochtigen de schotel, plaats nat Kimwipes rond de randen (dit voorkomt verdamping van de oplossing in de naald). </li><li> Gebruik een micropipet tot 0,5-1μl van DNA te laden in de naald einde (het einde dat niet is gekalibreerd). </li><li> Zodra de oplossing is bereikt, de naald tip, sluit u het uiteinde van de naald die werd gebruikt voor het laden van een micro-injectie apparaat. Pas de instellingen op de microinjector tot ongeveer 2 nl / injectie met behulp van een voetpedaal te leveren. </li><li> Vervolgens positie zebravis embryo's in het midden van een petrischaal gevuld met embryo's Medium (1,0 ml Hank's Stock # 1, 0,1 ml Hank's Stock # 2, 1,0 ml Hank's Stock # 4, 95,9 ml DDH 2 O, 1,0 ml Hank's Stock # 5 , 1,0 ml verse Hank's Stock # 6, Gebruik ongeveer 10 druppels 1 M NaOH tot pH 7,2). </li><li> Zodra de embryo's ontwikkeld om de gewenste fase, voorzichtig de greep van de chorion met fijn pincet en situeren de naald in het gebied gerichte voor injectie. Voor een breed scala mGFP uitdrukking, injecteren van DNA in de dooier of het cytoplasma in de 1cell stadium. Om de expressie van mGFP te beperken tot een kleiner gebied, injecteren DNA op de vier (of meer) cellen stadium in het cytoplasma van een enkele cel. </li><li> Druk op het voetpedaal van de micro-injectie apparatuur en leveren ongeveer 2 nl, ervoor te zorgen dat de oplossing (zichtbaar als gevolg van de toevoeging van fenol rood) goed is geïnjecteerd. </li><li> Verwijder voorzichtig de naald uit de embryo. </li><li> Herhaal dit voor alle embryo's in de petrischaal. </li><li> Laat embryo's te ontwikkelen op 28,5 ° C tot de gewenste podium. </li><li> Dechorionate embryo's door voorzichtig afpellen van de chorion met fijn pincet (als embryo's zijn jonger dan 24hpf, dechorionating in een glazen petrischaal verhoogt de overlevingskans van embryo's). </li><li> Verwijder lege chorion uit de petrischaal met een glazen pipet. </li></ol> 2. Imaging mGFP-gelabeld vibratome secties <ol><li> Gebruik een glazen pipet om embryo's te vervoeren in fixatief (4% paraformaldehyde in 1X fosfaatbufferoplossing (PBS). Fix embryo's bij 4 ° C gedurende de nacht. </li><li> Was de embryo's in 1X PBS drie keer voor vijf minuten elk. </li><li> Plaats de embryo's in petrischaal en, met behulp van fijne tang, verwijder dan de dooier zonder beschadiging van het embryo. Verwijder zoveel mogelijk dooier. </li><li> Bereid 4% laag-melt agarose in H 2 O. </li><li> Plaats gesmolten agarose in plastic snijden mal. </li><li> Gebruik fijne tang om een ​​embryo geïnjecteerd lift van de petrischaal en plaats en oriënteren in de agarose. Het embryo moet worden geplaatst aan een uiteinde van de mal. </li><li> Nadat de agarose is gehard, gebruik dan een vlakke ondergrond hulpmiddel, zoals een spatel om de agarose blok te verwijderen uit de mal. </li><li> Snijd de onderkant van de agarose blok met een scheermesje, zodat het zelfs. </li><li> Voeg een druppel superlijm aan de vibratome podium en plaats de agarose blok op het (de kant van het blok dat was uitgeschakeld gelijk met het scheermes moet de lijm gezicht). Voor het snijden meerdere embryo's, monteert diverse agarose-ingebedde monsters op het podium. </li><li> Bevestig de vibratome podium om de vibratome (Vibratome, Inc.) </li><li> Stel de parameters van de vibratome (gemeenschappelijke instellingen: speed-3, dikte-50μm). Als snijden meerdere embryo's, af te stemmen agarose blokken op het podium en ervoor te zorgen dat het blad gaat door de hele embryo, maar niet door de hele breedte van de agarose blokken (zoals die secties die overeenkomen met dezelfde embryo bij elkaar blijven). </li><li> Giet 1X PBS in de vibratome podium. </li><li> Sectie. </li><li> Zodra de embryo's Sectioned, verwijder de agarose blok (s) van de vibratome podium. </li><li> Voorzichtig aparte elke sectie door het snijden van de achterkant van de agarose blok (s). </li><li> Gebruik fijn pincet om de gewenste onderdelen en plaats te selecteren in een 1X PBS gevulde multi-en schotel (gebruik van verschillende bronnen voor de secties die overeenkomen met verschillende embryo's). </li><li> Herhaal dit voor elk embryo. </li><li> Ga verder met antilichaam labeling, stappen 19 maar 23, te verbeteren mGFP imaging (deze stap misschien niet nodig zijn als onderdelen worden afgebeeld binnen een dag of twee van de voorbereiding). </li><li> Behandel delen gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur met het blokkeren van oplossing in 1X PBS om niet-specifieke binding te blokkeren. </li><li> Incubeer secties met primaire antilichaam (konijn een-GFP, Invitrogen Cat No A11122) verdund @ 1:200 in het blokkeren oplossing op een shaker voor 5 uur bij kamertemperatuur of overnacht bij 4 ° C. </li><li> Was viermaal uit (10 min, 15 min, 30 min en 60 min, elk) in 1% BSA/1X PBS / 1% DMSO oplossing. </li><li> Behandel secties met passende secundaire antilichaam in het blokkeren van oplossing gedurende 5 uur bij kamertemperatuur of overnacht bij 4 ° C. </li><li> Was viermaal uit (10 min, 15 min, 30 min en 60 min, elk) in 1% BSA/1X PBS / 1% DMSO oplossing. </li><li> Behandel de secties met DAPI (0,1% DAPI in 50 ml 1X PBS; Invitrogen Cat No D1306) gedurende 30 minuten naar de kernen vlek. </li><li> Was drie keer in 1X PBS gedurende 5 minuten elk. </li><li> Monteren op dia. </li><li> Afbeelding met behulp van confocale microscopie. </li></ol> 3. Live-imaging <ol><li> Dechorionate live, geïnjecteerde embryo's 30 minuten voordat ze de gewenste ontwikkelingsstadium. Plaats de embryo's in sederende-oplossing (0,01% tricaïne in Embryo Medium) gedurende 15 minuten. </li><li> Plaats een daling van 1% agarose op een 35 mm glazen bodem cultuur schotel (MatTek; Part No P35G-o-20-C). </li><li> Laat agarose stollen. </li><li> Warmte capillair dan vlam drie gaten in agarose (andere voorwerpen zoals micropipet tips kunnen worden gebruikt om de gaten te maken) te maken. Zorg ervoor dat er geen resterende agarose in het gat onderaan. </li><li> Vul de petrischaal met Embryo Medium. </li><li> Gebruik een glazen pipet om het embryo in het gat. </li><li> Vervolgens richten de embryo met behulp van fijne tang, zodat het gebied afgebeeld worden (dorsale hoofd) in contact komt met het glas. </li><li> Zorgvuldig vervoer van de petrischaal op de microscoop stage (plaats het deksel op de petrischaal om verdamping te voorkomen). </li><li> Terwijl imaging, ervoor zorgen dat de embryo's bij 28,5 ° C. </li></ol> 4. Resultaten We beschrijven hier een directe aanpak om de afbeelding individuele cellen in de zebravis neurale buis met behulp van mozaïek expressie. Ondanks het optische transparantie van de zebravis embryo, hebben we ontdekt dat visualisatie van neurale cellen sterk is verbeterd in dwarsdoorsneden verkregen met behulp van een vibratome. Deze secties zijn dik (50 mm) waardoor beeldvorming van cellulaire extensie van een bepaalde cel in verschillende brandpunten vliegtuigen met behulp van een confocale microscoop. Resultaten met behulp van deze methode zijn elders 2 gepubliceerd, maar representatief beeld van de cellen in de neurale buis van een WT embryo (figuur 1) en een N-cadherine (N-cad) mutant (figuur 2) zijn voorzien. Dit laatste toont aan dat cellen in de laterale delen van de neurale plaat in N-cad mutanten niet goed te oriënteren naar de middellijn (figuur 2). In tegenstelling tot deze mozaïek etikettering, doet immunokleuring de neuroepithelium met een algemene celoppervlak marker, zoals beta-catenine niet toe dat de morfologie van individuele cellen kunnen worden gevisualiseerd (figuur 3). Time lapse imaging van levende embryo's aanvulling op de mozaïek etikettering van vaste monsters, waardoor een beter begrip van de cellulaire dynamiek die plaatsvinden tijdens neurulatie. Film 1 is gebleken dat WT cellen actief de richting van de middellijn migreren door de uitbreiding van mediaal gerichte membraan uitsteeksels. <img src="/files/ftp_upload/1976/1976fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. MGFP uitdrukking in de neurale buis van een WT zebravis embryo. <img src="/files/ftp_upload/1976/1976fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. MGFP uitdrukking in de neurale buis van een N-cadherine zebravis embryo. <img src="/files/ftp_upload/1976/1976fig3.jpg" alt="Figuur 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 3"> Figuur 3. B-catenine immuno kleuring van de neuroepithelium.

<ol><li>Nüsslein-Volhard, C., Dahm, R. Zebrafish Practical approach series. , Oxford University press. (2002).</li>
<li>Hong, E., Brewster, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((N-cadherin+is+required+for+the+polarized+cell+behaviors+that+drive+neurulation+in+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">N-cadherin is required for the polarized cell behaviors that drive neurulation in the zebrafish.</a> Development. 133, 3895-3905 (2006).</li>
<li>Andersen, E., Asuri, N., Clay, M., Halloran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+Imaging+of+Cell+Motility+and+Actin+Cytoskeleton+of+Individual+Neurons+and+Neural+Crest+Cells+in+Zebrafish+Embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live Imaging of Cell Motility and Actin Cytoskeleton of Individual Neurons and Neural Crest Cells in Zebrafish Embryos.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
</ol>

Kortom, de etikettering hier beschreven technieken zorgen voor enkele cel analyse van morfogenetische processen in de zebravis embryo. De primaire nadruk van dit protocol is over de methoden voor de beeldvorming gelabelde cellen in de neurale buis met behulp van mGFP onder de controle van een alomtegenwoordige promotor. Voor extra toepassingen van deze transiënte expressie test lezers worden verwezen naar een recent artikel van Andersen et al.. 3.

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/index/Details.stp?ID=1976">Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain</a>. There was an error in the authors affiliations. The authors have been corrected to:
Pradeepa Jayachandran1, Elim Hong2, Rachel Brewster1 1Department of Biological Sciences, University of Maryland, Baltimore County 2Center for Neuroscience, Children's National Medical Center
instead of:
Pradeepa Jayachandran1, Elim Hong2, Rachel Brewster2 1Center for Neuroscience, Children's National Medical Center 2Department of Biological Sciences, University of Maryland Baltimore County

A correction to the author affiliations has been made for the article Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain.

Erratum: Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain

Oplossingen <ul><li> Hank&#39;s Stock # 1: 8,0 g NaCl, 0,4 g KCl in 100 ml dd H 2 O </li><li> Hank&#39;s Stock # 2: 0,358 g Na 2 HPO 4 watervrij, 0,60 g KH 2 PO 4 in 100 ml DDH 2 O </li><li> Hank&#39;s Stock # 4: 0,72 g CaCl 2 in 50 ml DDH 2 O </li><li> Hank&#39;s Stock # 5: 1,23 g MgSO 4 x7H 2 O in 50 ml dd H 2 O </li><li> 1 X fosfaatbuffer: 0,8% NaCl, 0,02% KCl, 0,02 M PO4, pH 7,3 </li><li> Het blokkeren Oplossing: 2% normaal geit serum, 1% bovine serum albumine (BSA), 1% dimethysulfoxide (DMSO) </li></ul>

etikettering en imaging cellen in de zebravis achterhersenen

Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain

De sleutel tot het begrijpen van de morfogenetische processen die de vroege gewervelde embryo vorm is de mogelijkheid om beeld-cellen met een hoge resolutie. In de zebravis embryo&#39;s, injectie van plasmide DNA resulteert in een mozaïek expressie, waardoor voor de visualisatie van losse cellen of kleine clusters van cellen<sup&gt; 1</sup&gt;. We beschrijven hoe de injectie van plasmide DNA dat codeert voor membraan-gerichte Green Fluorescent Protein (mGFP) onder de controle van een alomtegenwoordige promotor kan worden gebruikt voor beeldvorming cellen ondergaan neurulatie. Centraal in dit protocol is de methodologie voor de beeldvorming gelabelde cellen met een hoge resolutie in secties en ook in real time. Dit protocol omvat de injectie van DNA in mGFP jonge zebravis embryo&#39;s. Embryo&#39;s worden vervolgens verwerkt voor vibratome snijden, antilichaam labeling en beeldvorming met een confocale microscoop. Als alternatief kan levende embryo&#39;s te drukken mGFP worden afgebeeld met behulp van time-lapse confocale microscopie. We hebben eerder gebruik gemaakt van deze eenvoudige benadering van de cellulaire gedrag dat neurale buis formatie rijden in de achterhersenen regio zebravis embryo&#39;s te analyseren<sup&gt; 2</sup&gt;. De vaste voorbereidingen toegestaan ​​voor ongekende visualisatie van cellen vormen en organisatie in de neurale buis, terwijl live-imaging aangevuld deze aanpak waardoor een beter begrip van de cellulaire dynamiek die plaatsvinden tijdens neurulatie.

De sleutel tot het begrijpen van de morfogenetische processen die de vroege embryo vorm is de mogelijkheid om beeld-cellen met een hoge resolutie. We beschrijven hier een techniek voor het etiketteren van enkele cellen of kleine clusters van cellen in zijn geheel zebravis embryo&#39;s met membraan-gerichte Green Fluorescent Protein.

Etikettering en Imaging Cellen in de zebravis achterhersenen

Cruciaal voor het begrijpen van de morfogenetische processen die het vroege gewervde embryo vormgeven, is de mogelijkheid om cellen met een hoge resolutie in beeld te brengen. Bij zebravissen ...

Het algemene doel van het volgende experiment is om neurale cellen met een hoge resolutie in beeld te brengen in het zebravisembryo. Eerst wordt DNA dat codeert voor membraangegericht groen fluorescent eiwit geïnjecteerd in een zebravisembryo in het eencellige stadium, wat resulteert in mozaïekovererving, waardoor verbeterde beeldvorming van verspreide cellen mogelijk wordt. De embryo's worden vervolgens immunogelabeld met anti-GFP en in coupes gesneden, wat de visualisatie van de morfologie van individuele cellen met een hoge resolutie in een gefixeerde preparaat mogelijk maakt. Alternatief kunnen levende embryo's worden onderzocht met time-lapse videomicroscopie om cellulaire dynamiek in beeld te brengen.Er worden resultaten verkregen die de celmorfologie of dynamiek tonen. Hier wordt de achterhersenen van de zebravis in beeld gebracht met confocale microscopie. Hallo iedereen.Ik ben PR Chandran van het laboratorium van Dr. Rachel Brewster van de afdeling biologische wetenschappen aan de University of Maryland Baltimore County. Vandaag laten we u een procedure zien om neurale cellen in zebravisembryo's te labelen en met een hogere resolutie in beeld te brengen. In ons laboratorium gebruiken we deze procedure doorgaans om de mechanismen van neurale relatie in zebravisembryo's op cellulair niveau te bestuderen.Laten we beginnen. Plaats natte Kimwipes rond de rand van een 100 millimeter Petrischaal.Bevestig een glazen micro-injectienaald zorgvuldig op een strook was in de bevochtigde schaal. Richt de naald onder een dissectiestereomicroscoop uit tegen een gradueel objectglas. Gebruik een schoon scheermesje om voorzichtig tegen de naald te tikken op het punt waar deze een diameter van 1 µm heeft, om zo een opening van de juiste grootte te verkrijgen.Bevestig de naald aan het microinjectieapparaat en pipetteer 0,5 µL van een oplossing van fenolrood en water op parafilm, en vul de naald vanuit de druppels. Stel de microinjectiedruk in op 7 kPa en begin met een puls van 20 ms. Tel het aantal pulsen dat nodig is om alle vloeistof te dispenseren. Varieer de tijd tussen 10 en 30 ms, zodat er ongeveer 250 pulsen nodig zijn voor volledige dispensatie.0,5 µL van de oplossing. Gebruik een micropipet om de naald te vullen met 0,5 tot 1 µL MG FPD NA in water, gemengd met fenolrood voor visualisatie. Dek de bevochtigte schaal af om verdamping van de oplossing uit de naald onder de stereomicroscoop te voorkomen.Plaats vissenembryo's in het ene-celstadium gescheiden van elkaar in een Petrischaal van 60 millimeter gevuld met embryo.Medium. Gebruik een fijne pincet om het chorion voorzichtig vast te pakken en het embryo te stabiliseren. Beweeg de naald gevuld met MGFP en fenolrood naar het doelgebied voor injectie.Voor een brede expressie van MGFP dient men in de dooier of het cytoplasma te injecteren. Gebruik het micro-injectieapparaat om ongeveer twee nanoliters van de MGFP-oplossing toe te dienen. Controleer de locatie van de fenolrood-indicator om een correcte injectie te bevestigen.Verwijder de naald voorzichtig uit het embryo. Injecteer alle embryo's in het schaaltje, tot maximaal 30 embryo's tegelijk. Vermijd blootstelling van de embryo's aan licht; incubeer bij 28,5 °C onder de stereomicroscoop om de embryo's te laten ontwikkelen tot het gewenste stadium.Gebruik een fijne pincet om de Corian voorzichtig van de embryo's af te pellen. Gebruik een pastapipet om de lege corian uit de schaal te verwijderen, zodat alleen de gecoate embryo's achterblijven. Gebruik een vuurgepolijste pastapipet om de geïnjecteerde gecoate embryo's over te brengen naar een microcentrifugebuis van 1,5 milliliter.Verwijder zoveel mogelijk overtollig medium en voeg vervolgens één milliliter ative toe. Was de embryo's drie keer gedurende vijf minuten elk in één XPB S bij kamertemperatuur. Verplaats de embryo's onder de stereomicroscoop naar een petrischaal gevuld met één XPBS.Gebruik fijne pincetten om het embryo nabij de staartregio vast te houden. Gebruik een tweede set pincetten of een probeerpen om zoveel mogelijk van het geel te verwijderen zonder de achterste frame-regio aan te raken. Til het embryo onder de stereomicroscoop met de fijne pincetten uit de schaal en plaats het in een insluitingsvorm gevuld met 4% low melting point agarose.Plaats het embryo aan één uiteinde van de mal. Laat het aros bij kamertemperatuur uitharden. Gebruik een spatel om het uitgeharde arosblok uit de mal te halen en snijd met een scheermes het onderste uiteinde van het blok gelijkmatig af.Gebruik een druppel secondelijm om het blok, indien gewenst met de snijkant naar beneden, op het vibratostatief te bevestigen. Lijn meerdere blokken op het statief uit. Bevestig het statief aan de vibrator.Zorg ervoor dat het mesje volledig door elk embryo snijdt, maar niet geheel door het blok. Vul het plateau met één XPBS-sectie. Snijd de embryo's voorzichtig los van het blok en breng ze over naar een Petrischaal gevuld met één XPBS.Scheid de secties onder een stereomicroscoop. Gebruik een fijne pincet om de gewenste secties in een multi-well plaat te plaatsen die is gevuld met 1x PBS. Gebruik voor elk embryo een aparte well.Kleur de coupes met DPI en label deze immunologisch met anti GFP. Indien dit niet gebeurt, moet de beeldvorming binnen 48 uur plaatsvinden. Monteer maximaal zes coupes per objectglas en plaats een dekglas op de coupes voor confocale beeldvorming.Bewaar de preparaten in het donker om fotobleking te voorkomen. Tijdens de live-imaging moeten de met MGFP geïnjecteerde embryo's worden beschermd tegen licht. Gebruik een pincet om de embryo's te overbrengen 30 minuten voordat ze het gewenste ontwikkelingsstadium bereiken.Breng de gecoate embryo's over naar een sedatieve oplossing van embryo-medium met 0,01% Trica en incubeer deze 15 minuten bij kamertemperatuur. Pipetteer een druppel 1% reguliere agarose in water op een glazen cultuurschaal met een bodem van 35 millimeter, zodat de mal wordt gevuld. Laat de agarose stollen.Gebruik de glazen capillaire buis van 90 millimeter om drie gaatjes te maken in de druppel aros onder de stereomicroscoop. Inspecteer de bodem van de put en verwijder eventuele resten aros met een pincet. Vul de schaal met embryo-medium onder de stereomicroscoop.Gebruik een pastapipet om één embryo naar elk gat in de aros te overbrengen. Gebruik een fijne pincet om het embryo zo te positioneren dat het gebied van belang, in dit geval de dorsale kop, tegen het glas rust. Dek de schaal af.Transporteer de schaal voorzichtig naar de tafel van een confocale microscoop. Gebruik ruimteverwarmers om de embryo's gedurende de beeldvorming op 28,5 °C te houden. Hier is een doorsnede door de ruitenhersenen van een wildtype embryo bij vier tot vijf somiten, dubbel gelabeld met membraangebonden GFP in het groen en D in het blauw; slechts één cel is gelabeld met membraangebonden GFP, wat hoge-resolutie beeldvorming van de cellulaire morfologie en organisatie mogelijk maakt.Dit is een vergelijkbare afbeelding van de achterhersenen van een nardi-mutant bij vier tot vijf somiten. Deze afbeelding laat zien dat de cellen in nardi-mutanten er niet in slagen zich tijdens de neurulatie correct te oriënteren ten opzichte van de middellijn. In tegenstelling tot de methode voor het markeren van cellen met MGFP, maakt labeling van de achterhersenen met een algemene celoppervlaktemarker zoals bèta-catenine het niet mogelijk om de morfologie van individuele cellen te visualiseren.Time-lapse imaging van de rhombencephalon van een MG FP-gelabeld embryo onthult dat de celgedragingen die neuronale relaties in de zebravis aansturen zeer dynamisch zijn en het uitsteken van membraanuitstulpingen omvatten terwijl cellen migreren en intercolleren. We hebben u zojuist laten zien hoe u zowel gefixeerde als levende zebravisembryo's kunt prepareren voor single-cell imaging met een hoge resolutie. Dat is alles.Bedankt voor het kijken en veel succes met uw experimenten.

labeling-and-imaging-cells-in-the-zebrafish-hindbrain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

In deze video, demonstreren we een methode om de ontwikkeling van gewervelde hersenen te analyseren in levende zebravis embryo's bij enkele cel resolutie door confocale microscopie. Dit omvat de methode waarmee we injecteren van de single-cell zebravis embryo en vervolgens monteren en het imago van de zich ontwikkelende hersenen.

Live-Imaging van de zebravis embryonale Brain door confocale microscopie

Dit protocol beschrijft beeldvorming van individuele neuronen of neurale cellen in levende zebravis embryo's. Deze methode wordt gebruikt om cellulaire gedrag en actine lokalisatie met behulp van fluorescentie confocal time-lapse microscopie bestuderen.

Live-Imaging van celbeweeglijkheid en actine cytoskelet van individuele neuronen en neurale cellen in de zebravis embryo&#39;s

Met behulp van Whole Mount In situ Hybridisatie aan Moleculaire Biologie en organismale Link

De huidige video toont een methode die gebruik maakt van de combinatie van elektroporatie en confocale microscopie te leven imaging op individuele neurale stamcellen uit te voeren in de zich ontwikkelende zebravis voorhersenen.

Time-lapse Live-Imaging van klonaal verwante neurale progenitorcellen in de ontwikkelingslanden zebravis voorhersenen

Deze video beschrijft de techniek van microdissection van de hersenen van een volwassen zebravis. Deze methode helpt bij het verkrijgen van hele hersenen afgeleide neuorospheres die verder kunnen worden bestudeerd.

Zebrafish Brain Disissection: Een techniek van vis neurobiologie

Beeldvorming van cerebrovasculaire ontwikkeling in larvale zebravis wordt beschreven. Technieken om 3D-beeldvorming te vergemakkelijken en het gebruik van chemische behandelingen cerebrovasculaire ontwikkeling passen zijn ook aanwezig.

Imaging en 3D Reconstructie van cerebrovasculair Structuren in embryonale zebravis

Het in beeld brengen van het dynamisch gedrag van organellen en andere subcellulaire structuren in vivo kan licht werpen op hun functie in fysiologische en ziektecondities. Hier presenteren we methoden voor het genetisch markeren van twee organellen, centrosomen en mitochondriën, en het in beeld brengen van hun dynamiek in levende zebravis-embryo's met behulp van breedveld- en confocale microscopie.

Beeldvorming Subcellulaire Structuren in het Living zebravis embryo

In vivo imaging is een krachtig hulpmiddel dat kan worden gebruikt om de cellulaire mechanismen die ten grondslag liggen aan de ontwikkeling van het zenuwstelsel te onderzoeken. Hier beschrijven we een techniek voor het gebruik van time-lapse confocale microscopie om grote aantallen multicolor Brainbow-gelabelde cellen in real time te visualiseren binnen het zich ontwikkelende zebraviszenuwstelsel.

Visualiseren van de zich ontwikkelende hersenen in levende zebravissen met behulp van Brainbow en Time-lapse Confocalimaging

Hier presenteren we een methode om de zebravis embryonale hersenen in vivo tot larvale en juveniele stadia in beeld te brengen. Deze microinvasieve procedure, aangepast aan elektrofysiologische benaderingen, biedt toegang tot cellulaire en subcellulaire details van volwassen neuronen en kan worden gecombineerd met optogenetica en neurofarmacologische studies voor het karakteriseren van hersenfunctie en medicamenteuze interventie.

In vivo beeldvorming van volledig actief hersenweefsel in wakkere zebravislarven en juvenielen door schedel- en huidverwijdering

Hier wordt een protocol gepresenteerd voor in vivo beeldvorming van de hele hersenen van larvale zebravissen met behulp van driedimensionale fluorescentiemicroscopie. De experimentele procedure omvat monstervoorbereiding, beeldacquisitie en visualisatie.

In Vivo Beeldvorming van de hele hersenen van zebravislarven met behulp van driedimensionale fluorescentiemicroscopie

We demonstreren een methode die gebruik maakt van snelle confocale scanscopie om live beeldvorming uit te voeren van microgliacellen in het zich ontwikkelende optische tectum van zebravissen, waardoor de dynamiek van deze cellen in vivo kan worden geanalyseerd.

Live beeldvorming en karakterisering van de dynamiek van microglia in het zebravisembryo

Leer hoe je neurale cellen in zebravisembryo's labelt en beeldt met membraan-GFP en confocale microscopie. Deze methode maakt hoge-resolutie visualisatie van celmorfologie en dynamiek mogelijk.

Etikettering en Imaging Cellen in de zebravis achterhersenen

Meer video's verkennen