Pseudofracture: Een acute perifere Tissue Trauma Model

Wanneer een lang bot, zoals een dijbeen of scheenbeen, gebroken is, worden het beschadigde spierweefsel en zachte weefsels blootgesteld aan beschadigde botfragmenten en beenmerg. Dit gaat gepaard met een sterke immuunrespons om het weefselherstel te bevorderen. Een model om de effecten van deze blootstelling te bestuderen, kan worden gegenereerd door beide dijbeenderen en scheenbeenderen te verzamelen.

Van een donormuis. De botten worden verpletterd om een botoplossing te maken, die vervolgens wordt geïnjecteerd in de beschadigde dij van een ontvangende muis. De immuunreacties worden vervolgens gecontroleerd en schade aan verre organen wordt beoordeeld om de langetermijneffecten van door breuk veroorzaakt trauma te bestuderen.

Het belangrijkste voordeel van deze techniek boven bestaande methoden van perifeer weefseltrauma, zoals het bilaterale dijbeenbreukmodel, is dat dit model, het pseudo-breukmodel, langdurige overleving mogelijk maakt zonder complicaties van langdurige anesthesie of ingewikkelde breukfixatietechnieken, en daarom de studie van immuunreacties op de lange termijn na trauma mogelijk maakt. Voordat u met de procedure begint, bereidt u de volgende benodigdheden voor: een emmer ijs, chirurgische instrumenten met Betadine, GREs hemostatische klemmen, een mortel en stamper, tang, 20 gauge naalden, een spuit van één CC, PBS anesthesie en een isofluorine neuskap. Een enkele geëuthaniseerde leeftijd- en gewichtsmatch.

De donormuis moet voldoende materiaal leveren voor drie ontvangers. Plak de donor vast op een plexiglasplaat, zorg ervoor dat alleen de onderste ledematen aan de punt van de voet worden vastgeplakt. Scheer voorzichtig de onderste ledematen.

Bedek ze vervolgens volledig met Betadine en alcohol voor steriliteit om de lange botten uit het onderste ledemaat te verwijderen, maak een chirurgische incisie in de huid in de liesstreek en snijd de huid verder langs de lengte van het ledemaat tot aan de enkel, trek de huid terug en dissecteren deze weg van het onderhuidse fascia en spier, zowel op de mediale als laterale aspecten. Plaats vervolgens een mesblad van de schaar onder de spieren die voor en lateraal aan het scheenbeen liggen. Schuif het mesblad proximaal en distaal om de spieren netjes van het onderliggende bot te tillen.

Herhaal deze techniek aan de achterste en mediale onderkant van het scheenbeen om de spieren onder het scheenbeen te scheiden. Minimale extra inspanning mag worden gebruikt aan de achterste zijde bij het distaal schuiven om het kuitbeen los te maken van het scheenbeen aan het proximale uiteinde van deze beenspieren. Snijd de pezen zo dicht mogelijk bij hun invoegplaatsen en trek de spieren distaal terwijl u aan de spiergroep trekt samen in een neerwaartse richting, een kleine ruk zal de distale aanhechtingen losmaken van de enkelgewricht met schaar door het enkelgewricht snijden.

Los het scheenbeen op dit moment niet los van het dijbeen, deze verbinding geeft extra hefboomwerking die helpt bij het dissecteren van het dijbeen uit het heupgewricht. Gebruik een vergelijkbare techniek voor het loslaten van de spieren van het dijbeen. Voer dit uit posterior en indien nodig mediaal en lateraal.

Snijd de distale aanhechting van deze spiergroepen om ze los te maken van het kniegewricht. Verleng de huidsnede zo nodig om voldoende blootstelling te krijgen en volg onder de spieren door. Om het uiteinde van het dijbeen uit het heupgewricht te dissecteren, verwijder het dijbeen en het aangehechte scheenbeen van de donormuis en plaats ze op steriel gaas.

Scheiden de twee botten op het kniegewricht door elke bot in een afzonderlijke hand te grijpen en voorzichtig de twee botten in tegengestelde richtingen langs hun lange AEs te draaien. Om de resterende peesaanhechtingen van de lange botten te verwijderen, wikkelt u een stuk gaas van vier bij vier om de lengte van het bot. Grijp stevig vast en schraap de volledige lengte van de botten meerdere keren om de resterende weefsels van het oppervlak te verwijderen.

Plaats de verzamelde botten in een steriele micro-afgewezen buis van 1,5 milliliter op ijs. Breng de botten van de donor naar een grondig gedesinfecteerde biologische veiligheidskast. Voor de bereiding van de botoplossing.

De kap moet worden voorbereid met een steriele veldverband, een steriele mortel en stamper, een steriele tang, een steriele acht milliliter buis, steriele PBSA een milliliter pipet met respectieve pipettips. Een 100 microliter pipetman met respectieve tips, een milliliter spuiten en 20 gauge naalden. Gebruik de tang om de botten over te brengen naar de mortel en gebruik de stamper om de botten voorzichtig te verpletteren. Pipetteer een milliliter PBS in de mortel en ga door met het verpletteren van de resterende fragmenten met cirkelvormige bewegingen om een volledige suspensie te garanderen.

Voeg vervolgens nog een milliliter PBS toe en ga door met verpletteren om de botoplossing te creëren, die een roze tint moet hebben. Giet de oplossing langzaam uit de mortel in de acht milliliter buis terwijl u ervoor zorgt dat eventuele grotere overblijfselen achterblijven. Breng de botoplossing over naar een spuit van één milliliter.

Met een 20 gauge naald moet de botoplossing op ijs blijven. Pipetteer een microliter van de botoplossing gelijkmatig over het oppervlak op een Mac congar plaat. Laat de plaat 24 tot 48 uur incuberen om de steriliteit te garanderen.

Begin de chirurgische procedure voor zachte weefselbeschadiging en botoplossinginjectie door de diepte van anesthesie van een pentabarbital anesthetiseerde muis te beoordelen door teen.Pinch. Plaats de muis in de rugligging op een plexiglasplaat en immobiliseer het dier door dunne stroken tape met de plakzijde naar buiten losjes rond het distale gedeelte van elk ledemaat te wikkelen met behulp van Oscar vijf clippers met een mesje van maat 40. Scheer de buik, lies en dijgebieden van het dier.

Breng de muis over naar het steriele chirurgische veld. Veeg het chirurgische gebied af