Name: Whole-cell opname van calcium release-Activated Calcium (CRAC) Stromingen in menselijke T-lymfocyten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 29 s
Description: Leer whole-cell patch clamp opname van CRAC-stromen in menselijke T-lymfocyten voor elektrofysiologisch onderzoek naar calciumsignalering. Deze methode ondersteunt betrouwbare metingen van kanaalactiviteit in immuuncellen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

We zijn dankbaar aan de afdeling Fysiologie en Membrane Biology, University of California Davis voor het aanbieden van ons met faciliteiten en een uitstekende omgeving voor de studie van ion-kanalen.

1. De voorbereiding van Resting Human T-lymfocyten <ol><li> Met behulp van RosetteSep humane T-cel Verrijking Cocktail en RosetteSep Density Medium, te zuiveren T-cellen uit menselijk bloed monsters volgens de instructies van de fabrikant. De resulterende celpopulatie moet bevatten 95% CD3 + rustende T-cellen. We zuiveren humane T-lymfocyten uit het perifere bloed monsters van gezonde vrijwilligers in overeenstemming met het protocol dat is goedgekeurd door de UC Davis interne Review Board. </li><li> Na isolatie, resuspendeer rustende T-cellen bij een dichtheid van 0,5 x 10 6 cellen / ml in celkweek medium dat RPMI-1640 medium met glutamine en HEPES, aangevuld met 10% foetaal kalf serum, 2% Glutamax-I, 1% RPMI 1640 vitamine-oplossing, 1% RPMI 1640 aminozuren oplossing, 1% natrium pyruvaat, en 0,03% β-mercapto-ethanol. </li><li> Plaats celsuspensie in celkweek kolven en te handhaven op 37 ° C in een bevochtigde incubator met 5% CO 2 voor maximaal 24 uur voorafgaand aan het experiment. </li></ol> 2. De voorbereiding van de opname Kamer <ol><li> De volgende zijn nodig om de opname te vertrekken voor te bereiden: a) siliconen O-ringen, b) rond, 25-mm dekglaasjes schoongemaakt met 70% ethanol en gedestilleerd H 2 O, c) gemengde Sylgard184, bereid volgens de instructies van de fabrikant, en d) twee 60 x 15 mm petrischalen. </li><li> Plaats ~ 0,5 ml van de gemengde Sylgard184 in een 60x15 mm petrischaal. </li><li> Dompel het onderste deel van de O-ring in de Sylgard184 met behulp van pincet. </li><li> Verwijder overtollig Sylgard184 van de rand van de O-ring door het plaatsen van de O-ring op een schoon oppervlak, zoals een andere petrischaal. </li><li> Plaats de ring op het dekglaasje en druk het naar beneden. </li><li> Cure de Sylgard184 door verhitting van de kamers bij 85 ° C gedurende 40-60 minuten of totdat de Sylgard184 wordt gepolymeriseerd. </li><li> Bewaar de opname kamers in een stofvrije container. </li></ol> 3. Voorbereiding van de Patch Pipettes <ol><li> Op de dag van het experiment, trek pipetten met een ~ 2-um tip diameter met glas haarvaten en een pipet trekker. We maken gebruik van borosilicaat buis met gloeidraad (OD: 1,5 mm en ID: 1,10 mm). Bewaar pipetten in een stofvrije plaats. </li><li> Coat pipetpunten met Sylgard184 of HIPEC R6101 Semiconductor Protective Coating, volgens een standaard procedure 9. </li><li> Zacht vuur-polish de pipetten voor het experiment. </li></ol> 4. Patch Clamp Setup Voorbereiding <ol><li> Configureren en sla de macro's voor gigaseal vorming in de software de controle van uw patch-clamp versterker. We maken gebruik van een EPC-10 versterker ondersteund door Windows XP en Pulse-software voor de data-acquisitie. Zetten we de "set-up", "on-cel", en "whole-cell" macro's volgens de EPC-10 handleiding en gebruik ze voor alle experimenten. </li><li> Bereid bad-oplossingen en oplossingen pipet in tabel 1 voorafgaand aan het experiment en bewaar ze bij 4 ° C gedurende maximaal 1 week. </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> Chemicaliën </td><td colspan="3"> Bath Solutions (mM) </td><td> Pipet Solutions (mM) </td></tr><tr><td></td><td> # 1 </td><td> # 2 </td><td> # 3 </td><td></td></tr></tbody><tbody><tr><td> CH 3 SO 3 Na </td><td> 130 </td><td> 110 </td><td> 125 </td><td> - </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> 2 </td><td> 4 </td><td> 5 </td><td> - </td></tr><tr><td> Ca (OH) 2 </td><td> - </td><td> 20 </td><td> - </td><td> - </td></tr><tr><td> MgCl 2 </td><td> 3 </td><td> 1 </td><td> - </td><td> 5 </td></tr><tr><td> MgSO 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> 2 </td></tr><tr><td> HEPES </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> 15 </td></tr><tr><td> HEDTA </td><td> - </td><td></td><td> 10 </td><td> - </td></tr><tr><td> EDTA </td><td> - </td><td> - </td><td> 1 </td><td> - </td></tr><tr><td> Cs-eenspartate </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> 125 </td></tr><tr><td> BAPTA </td><td> - </td><td> - </td><td> - </td><td> 12 </td></tr><tr><td> Glucose </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> - </td></tr></tbody></table> Tabel 1. Oplossingen voor whole-cell CARC de huidige opnames. Alle chemicaliën werden gekocht bij Sigma-Aldrich, St. Louis, MO. <ol start="3"><li> Bepaal vloeistof knooppunt potentials (LJ) tussen de patch pipet-oplossing en elk bad oplossing 10. Sla de LJ-waarde op de juiste plaats met behulp van uw acquisitie software. Bijvoorbeeld, insert in de Pulse-programma van de LJ waarde in "LJ" controle in de "versterker" venster. </li><li> Configureren en sla de stimulatie protocollen, zoals weergegeven in figuur 1, op de juiste plaats van uw acquisitie software voor de experimenten. In het programma Pulse, zetten we de acquisitie protocol in de "Pulse Generation" venster. <img src="/files/ftp_upload/2346/2364fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. . Stimulatie protocol Voltage helling -120 tot 100 mV van 50 ms in lengte is toegepast elke 0,2 - 2 s (5 - 0,5 Hz). Holding potentiaal (V h) tussen de hellingen in stand wordt gehouden bij +30 mV. </li></ol> 5. Montage Cellen op de microscoop Stage <ol><li> De vacht van de opname kamers met poly-L-lysine voor ~ 20 min en was met H 2 O en dan met gebalanceerde zoutoplossing Hank's (HBSS) voor het uitplaten de cellen. </li><li> Plaat 500 ul van de celsuspensie met 0,2-0,5 x10 6 cellen in de kamer en incubeer gedurende 20 minuten bij 37 ° C. </li><li> Zet de opname kamer met de aangehechte cellen in een kamer houder. We maken gebruik van een op maat gemaakte kamer houder, waarbij de basis ondersteunt de onderkant van het dekglaasje, terwijl het bovenste deel zachtjes drukt tegen de bovenkant van het dekglaasje. </li><li> Plaats de kamer houder op het podium van de omgekeerde microscoop. </li><li> Focus op de cellen in doorvallend licht. We maken gebruik van een 40X olie-immersie objectief. </li><li> Plaats de Ag / AgCl referentie-elektrode in het bad. </li><li> Lijn de multibarrel, zwaartekracht-perfusie-systeem. De tip van de instroom buis moet worden geplaatst in een hoek van 45 ° naar de dekglaasje dicht bij het gezichtsveld. </li><li> De positie van de zuigbuis tegenover de punt van de instroom buis. </li><li> Perfuseren de kamer met fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) of HBSS weg te wassen de celcultuur media en losjes verbonden cellen. </li></ol> 6. CRAC Channel Stromingen opnemen <ol><li> Zoek een cel die stevig is aangesloten op het dekglaasje. We meestal kies een middelgrote, ronde cel met een gladde buitenkant. </li><li> Perfuseren de opname kamer met Ca 2 +-vrij, 3 mM Mg 2 +-bevattende bad oplossing # 1 (tabel 1) met 0,5-1 uM thapsigargin voor 8-10 min om de SERCA pomp blokkeren. Wij voeren deze stap naar de winkel afbrekende voorafgaand aan de gigaseal formatie. </li><li> Met behulp van een Eppendorf microloader en een P-20 verplaatsing pipet, vul de patch pipet met de pipet oplossing (tabel 1) en plaats de patch pipet in de pipet houder op de versterker headstage. De Ca 2 + chelator BAPTA is opgenomen in de pipet oplossing om passief afbrekende de winkel en Ca 2 +-afhankelijke CRAC kanaal inactivatie te verminderen. </li><li> Breng een kleine hoeveelheid positieve druk (~ 3 centimeter van H 2 O) in de patch pipet voordat het bad. We maken gebruik van een op maat gemaakte druk-zuig apparaat dat is aangesloten op perslucht en vacuüm lijnen naar positieve of negatieve druk in een patch pipet te creëren. </li><li> Laat de patch pipet in het bad onder visuele controle via de microscoop. In het "Oscilloscoop" venster, ziet u een stroom die door de pipet. Een stap-achtige verandering in de huidige amplitude moet worden opgewekt door een kleine amplitude spanningspuls (test puls) toegepast door de vooraf ingestelde macro. Op dit moment moet u in staat om de waarde van de pipet weerstand te bepalen. De weerstand van onze pipetten is typisch 5-6 MΩ. </li><li> Corrigeer de "offset" potentieel gegenereerd tussen de pipet en de referentie-elektrode. </li><li> Onder visuele controle via de microscoop, breng de pipetpunt dichter bij de cel totdat deze de celmembraan. </li><li> Van toepassing zijn negatieve druk (20-40 centimeter van H 2 O) in de patch pipet. </li><li> Monitor de gigaseal vorming in de "oscilloscoop" venster. U ziet de amplitude van de stroom, opgewekt door de test pols, afneemt en de waarde van de pipet weerstand toeneemt tot&gt; 5 GΩ. Meestal gigaseal vormt binnen een few seconden, maar het kan 1-2 minuten om een ​​stabiele gigaseal te bereiken. </li><li> Compensatie van de pipet capaciteit ("C-Fast"). </li><li> Breek de patch membraan door het toepassen van extra negatieve druk met behulp van een 20 cc spuit. </li><li> Stel de holding potentieel tot +30 mV. Een positief potentieel helpt om te voorkomen dat calcium-afhankelijke CRAC kanaal inactivatie. </li><li> Compenseren voor het membraan capaciteit van de cel ("C-slow"), op te slaan of noteer de waarde van de C-traag. </li><li> Controleer de waarde van de toegang weerstand "R s". In onze experimenten, de R s is meestal 7-20 MΩ. </li><li> Begin van een reeks van hellingbanen spanning toe te passen met een frequentie van 0,5 Hz (figuur 1) in Ca 2 + vrij 3 mM Mg 2 +-bevattende bad oplossing # 1. In deze oplossing, CRAC stroom is verwaarloosbaar klein in vergelijking met het "lek" stroom te wijten aan de slechte doorlaatbaarheid van CRAC kanalen voor Mg 2 +. Opslaan en gebruiken van de huidige sporen die in bad oplossing # 1 in toekomstige analyses als "lekken" stromingen. De absolute amplitude van de 'lek' stroom bij -100 mV moet kleiner dan of gelijk aan 5 pA. Als de cel is "lek", stop het experiment en opnieuw beginnen met een nieuwe patch pipet en een nieuwe cel. </li><li> Voor het opnemen van Ca 2 + stroom via CRAC kanalen (I Ca-CRAC), vervangen Ca 2 +-vrije 3 mM Mg 2 +-bevattende bad-oplossing # 1 met 20 mM Ca 2 +-bevattende bad oplossing # 2 (tabel 1) door over te schakelen van de perfusie kleppen. Dit zorgt voor Ca 2 + te laten stromen via CRAC kanalen en produceren een innerlijke stroom. In het "Oscilloscoop" venster ziet u de ontwikkeling van innerlijk rectificeren I Ca-CRAC (figuur 2). De huidige amplitude bij negatieve spanningen zullen blijven toenemen gedurende ongeveer 1 minuut als gevolg van de Ca 2 +-afhankelijke versterking van de CRAC stroom. </li><li> De frequentie van de stimulatie met spanning hellingen tot 5 Hz, wat nodig is om de tijdelijke Na + huidige record via CRAC kanalen. </li><li> Vervang de 20 mM Ca 2 +-bevattende bad oplossing # 2 met Na +-bevattende tweewaardige kation-vrije oplossing # 3 (tabel 1) door over te schakelen van de perfusie kleppen. In het "Oscilloscoop" venster ziet u een tijdelijke ontwikkeling van grotere amplitude innerlijk rectificeren Na + stroom via de CRAC kanalen (I Na-CRAC; Figuur 2). </li><li> Men kan van toepassing zijn 20 mM Ca 2 +-bevattende bad oplossing # 2 met 1-5 uM La 3 + aan het eind van het experiment om de "lek" huidige record. Toch hebben we niet vinden deze aanpak nuttig omdat het "lek" de huidige veranderingen in de tijd en het kan groter of kleiner worden aan het eind van het experiment. Wij geven de voorkeur aan de huidige opgenomen in de Ca 2 + vrij 3 mM Mg 2 +-bevattende bad oplossing # 1 bij het ​​begin van het experiment als een "lek" stroom. Te nemen </li><li> Sla het op de lopende sporen voor verdere analyse. </li></ol> 7. Data Analysis <ol><li> Haal de opgeslagen huidige records in de analyse software. We maken gebruik van de Pulse-programma voor analyse. </li><li> Meet de stroom amplitudes aan het begin en aan het eind van de spanning hellingen. We meten meestal de huidige amplitudes bij -100 mV en bij +100 mV met behulp van paren van cursors in het "Oscilloscoop" venster van het programma Pulse. </li><li> Exporteer de waarden van de huidige amplitudes in een grafisch programma voor verdere analyse en grafische presentatie. We maken gebruik van Oorsprong Wetenschappelijk Graphing en analyse software, versie 7. </li></ol> 8. Representatieve resultaten <img src="/files/ftp_upload/2346/2346fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. CRAC stromen in een rustende humane T-cel. (A), Time loop van CRAC stromen opgenomen in whole-cell voltage-clamp configuratie bij -100 mV (gevulde cirkels) en +100 mV (open cirkels). Voorafgaand aan gigaseal vorming, werd de cel gepreïncubeerd voor ~ 10 min in Ca 2 + vrij 3 mM Mg 2 +-bevattende bad oplossing # 1 met 0,5 uM thapsigargin. Na de break-in, werden bad oplossingen sequentieel als volgt toegepast: Ca 2 + vrij 3 mM Mg 2 +-bevattende bad oplossing # 1 (0 + 3 Ca Mg), gevolgd door 20 mM Ca 2 +-bevattende bad oplossing # 2 (20 Ca), gevolgd door tweewaardige kation-vrije bad oplossing # 3 (DVF), gevolgd door bad-oplossing # 2 (20 Ca). De cel werd gestimuleerd met een reeks van spanning hellingen zoals weergegeven in figuur 1. De frequentie van opritten was 5 Hz in bad oplossing # 3 (DVF) en 0,5 Hz in alle andere oplossingen. Let op de trage ontwikkeling van I Ca-CRAC na het aanbrengen van 20 mM Ca 2 +-bevattende bad oplossing # 2 en de snelle ontwikkeling van voorbijgaande I Na-CRAC in DVF bad oplossing # 3. (B), vertegenwoordiger van de huidige sporen opgenomen tijdens spanning ramps in Ca 2 + vrij 3 mM Mg 2 +-bevattende bad oplossing # 1 ("Lek"), 20 mM Ca 2 +-bevattende bad oplossing # 2 (20 Ca), en bad oplossing # 3 (DVF). (C, D), Current-voltage relaties van I Ca-CRAC (C) en ik Na-CRAC (D) wordt verkregen door "lekken" stroom van de stromingen opgenomen tijdens voltage-ramps in 20 mM Ca 2 +-bevattende bad oplossing # 2 (20 Ca), en bad oplossing # 3 (DVF) weergegeven in panel (B).

<ol><li>Parekh, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Store-operated+CRAC+channels%3A+function+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">Store-operated CRAC channels: function in health and disease.</a> Nat Rev Drug Discov. 9, 399-410 (2010).</li>
<li>Feske, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CRAC+channelopathies%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Arch%22%5BJournal%5D)">CRAC channelopathies.</a> Pflugers Arch. , (2010).</li>
<li>Lewis, R. S., Cahalan, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitogen-induced+oscillations+of+cytosolic+Ca2%2B+and+transmembrane+Ca2%2B+current+in+human+leukemic+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Regul%22%5BJournal%5D)">Mitogen-induced oscillations of cytosolic Ca2+ and transmembrane Ca2+ current in human leukemic T cells.</a> Cell Regul. 1, 99-112 (1989).</li>
<li>Zweifach, A., Lewis, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+inactivation+of+depletion-activated+calcium+current+%28ICRAC%29+due+to+local+calcium+feedback%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Rapid inactivation of depletion-activated calcium current (ICRAC) due to local calcium feedback.</a> J Gen Physiol. 105, 209-226 (1995).</li>
<li>Zweifach, A., Lewis, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+calcium-dependent+inactivation+of+depletion-activated+calcium+current.+Store-dependent+and+-independent+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Slow calcium-dependent inactivation of depletion-activated calcium current. Store-dependent and -independent mechanisms.</a> J Biol Chem. 270, 14445-1451 (1995).</li>
<li>Zweifach, A., Lewis, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium-dependent+potentiation+of+store-operated+calcium+channels+in+T+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Calcium-dependent potentiation of store-operated calcium channels in T lymphocytes.</a> J Gen Physiol. 107, 597-610 (1996).</li>
<li>Prakriya, M., Lewis, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separation+and+characterization+of+currents+through+store-operated+CRAC+channels+and+Mg2%2B-inhibited+cation+%28MIC%29+channels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Separation and characterization of currents through store-operated CRAC channels and Mg2+-inhibited cation (MIC) channels.</a> J Gen Physiol. 119, 487-507 (2002).</li>
<li>Fomina, A. F., Fanger, C. M., Kozak, J. A., Cahalan, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+channel+properties+and+regulated+expression+of+Ca%282%2B%29+release-activated+Ca%282%2B%29+%28CRAC%29+channels+in+human+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Single channel properties and regulated expression of Ca(2+) release-activated Ca(2+) (CRAC) channels in human T cells.</a> J Cell Biol. 150, 1435-1444 (2000).</li>
<li>Sakmann, B., Neher, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSakmann%2C+B+%22Single-Channel+Recording%22">Single-Channel Recording</a>. , 2nd edition, Plenum Press. New York. (1995).</li>
<li>Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correction+for+liquid+junction+potentials+in+patch+clamp+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Correction for liquid junction potentials in patch clamp experiments.</a> Methods Enzymol. 207, 123-1231 (1992).</li>
</ol>

De elektrofysiologische onderzoek van CRAC stromingen in rustende humane T-cellen is een uitdagende taak, omdat de endogene CRAC huidige amplitude in deze cellen is klein door de kleine celgrootte (de rustende humane T-cel met een diameter in het bereik van 5-8 um). Hier geven we een stap-voor-stap procedure om betrouwbaar te nemen CRAC stromingen in rustende humane T-lymfocyten geïsoleerd uit perifeer bloed mononucleaire cellen. Deze technologie stelt ons in staat om de fysiologie en de functionele expressie van CRAC k...

<table><tbody><tr><td>RosetteSep Human T Cell Enrichment Cocktail</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>15061</td><td></td></tr><tr><td>RosetteSep Density Medium</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>15705</td><td></td></tr><tr><td>RPMI-1640 medium m. glutamine/HEPES</td><td>Fisher Scientific</td><td>SH3025501</td><td></td></tr><tr><td>Foetaal kalfserum</td><td>Omega Scientific</td><td>FB-01</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX-I (100X oplossing)</td><td>Invitrogen</td><td>35050</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 vitaminenoplossing (100X)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7256</td><td></td></tr><tr><td>1640 aminozurenoplossing (50X)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R7131</td><td></td></tr><tr><td>Natriumpyruvaat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8636</td><td></td></tr><tr><td>&amp;#946;-Mercapto&amp;#8211;ethanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7522</td><td></td></tr><tr><td>Inositoltrifosfaat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>19766</td><td></td></tr><tr><td>BAPTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4926</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-lysine hydrobromide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2636</td><td></td></tr><tr><td>Lanthanumchloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>262072</td><td></td></tr><tr><td>Thapsigargin</td><td>Calbiochem</td><td>586005</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 siliconen elastomeer kit</td><td>Dow Corning</td><td>3097358-1004</td><td></td></tr><tr><td>HIPEC R6101 halfgeleider beschermende coating</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>63-500 serie high-performance trillingsisolatie labtafel</td><td>Technical Manufacturing Corp.</td><td>63-540</td><td></td></tr><tr><td>EPC 10 patch clamp versterker met headstage</td><td>HEKA Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>MP-285</td><td></td></tr><tr><td>Olympus 1X71 omgekeerde microscoop met 40x olie-immersie objectief</td><td>Olympus Corporation</td><td>1X71</td><td></td></tr><tr><td>Windows computer</td><td>Dell</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pulse software</td><td>HEKA Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Origin Scientific grafiek- en analysesoftware</td><td>OriginLab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Patch pipette puller</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicaatglas met filament (O.D.: 1,5 mm en I.D.: 1,10 mm)</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>BF150-110-7.5</td><td></td></tr><tr><td>Narashige&amp;rsquo;s Microforge</td><td>Tritech Research, Inc.</td><td>MF-830</td><td></td></tr><tr><td>Siliconen O-ringen</td><td>McMaster-Carr</td><td>111 S70</td><td></td></tr><tr><td>Dekglasjes 25 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-545-102 25 mm 25CIR.-1</td><td></td></tr></tbody></table>

whole-cell opname van calcium release-activated calcium (crac) stromingen in menselijke t-lymfocyten

Whole-Cell Recording of Calcium Release-Activated Calcium (CRAC) Currents in Human T Lymphocytes

In T-lymfocyten, uitputting van Ca 2 + van de intracellulaire Ca 2 + op te slaan leidt tot activatie van plasmalemmal Ca 2 +-kanalen, de zogenaamde Calcium Release-Activated Calcium (CRAC) kanalen. CRAC kanalen spelen een belangrijke rol in de regulatie van de T-cel proliferatie en genexpressie. Abnormale CRAC kanaal functie in T-cellen is in verband gebracht met ernstige gecombineerde immunodeficiëntie en auto-immuunziekten 1, 2. Studeren CRAC kanaal functie in menselijke T-cellen kunnen ontdekken nieuwe moleculaire mechanismen tot regeling van een normale immuunrespons en ontrafelen van de oorzaken van verwante ziekten bij de mens. Elektrofysiologische registraties van membraan stromen de meest accurate beoordeling van de functionele kanaal eigenschappen en hun regelgeving. Elektrofysiologische beoordeling van de CRAC kanaal stromingen in Jurkat T-cellen, een menselijke leukemie T-cellijn, werd voor het eerst uitgevoerd meer dan 20 jaar geleden 3, echter, CRAC huidige metingen in normale menselijke T-cellen blijft een uitdagende taak. De moeilijkheden in de opname CRAC kanaal stromen in normale T-cellen worden nog verergerd door het feit dat op basis van bloed T-lymfocyten zijn veel kleiner in omvang dan Jurkat T-cellen en dus de endogene whole-cell CRAC stromingen zijn zeer laag in amplitude. Hier geven we een stap-voor-stap procedure die we regelmatig gebruiken om de Ca 2 + plaat of Na + stromen via CRAC kanalen in rustende humane T-cellen geïsoleerd uit het perifere bloed van gezonde vrijwilligers. De hier beschreven methode is overgenomen uit de procedures voor de registratie van de CRAC stromingen in Jurkat T-cellen en geactiveerde humane T-cellen 4-8.

Wij bieden een stap-voor-stap protocol voor whole-cell patch clamp opname van calcium release-Activated Calcium (CRAC) stromingen in het perifere bloed mononucleaire cel afkomstige menselijke T-lymfocyten.

Whole-cell opname van calcium release-Activated Calcium (CRAC) Stromingen in menselijke T-lymfocyten

In T-lymfocyten leidt de uitputting van Ca2+ uit de intracellulaire Ca2+-voorraad tot activatie van plasmalemmale Ca2+-kanalen, genaamd Calcium Release-Activated ...

Calcium-release-activated calciumkanalen of CRAC-kanalen, die zich in het plasmamembraan bevinden, spelen een belangrijke rol bij de proliferatie van T-cellen en de stimulatie van genexpressie. Stimulatie van T-celreceptoren met een antigeen resulteert in de vorming van de second messenger, inositoltrifosfaat, en de activering van calciumvrijgave uit de voorraad via inositoltrifosfaatreceptoren. Een afname van de calciumconcentratie in de voorraad leidt tot de activering van CRAC-kanalen en een daaropvolgende toename van de calciumconcentratie in het cytosol. Abnormaliteiten in de functie van CRAC-kanalen in T-cellen zijn gekoppeld aan een reeks menselijke ziekten, waaronder ernstige gecombineerde immuundeficiëntieziekten en auto-immuunziekten.Hier wordt een methode gepresenteerd die een betrouwbare en reproduceerbare registratie mogelijk maakt van endogene calcium- en natrium-crack-kanaalstromen uit menselijke T-cellen. Ten eerste wordt FSA garin, een blokker van Sarco-endoplasmatisch reticulum calcium-ATPase, toegediend in een calciumvrije extracellulaire oplossing of een oplossing die drie millimolar magnesium bevat om de voorraad uit te putten.Deze procedure opent crack-kanalen, maar induceert geen crack-stroom vanwege de slechte permeabiliteit van crack-kanalen voor magnesium. Vervolgens wordt een whole-cell voltage clamp gevestigd op een T-celmembraan. De cel wordt geperfuseerd met een pipetoplossing die een hoge concentratie van de calciumchelator pta bevat.Calciumbevattende of divalent-kationvrije extracellulaire oplossingen worden vervolgens opeenvolgend toegepast om meetbare calcium- en natriumstromen via crack-kanalen te activeren. De resulterende gegevens tonen het niveau van functionele expressie van crack-kanalen in rustende menselijke T-cellen aan. Onderzoek naar membraanstromen via crack-kanalen kan waardevolle informatie verschaffen over de regulatie en functies van crack-kanalen en de rol van crack-kanalen bij normale immuunresponsen en immunologische ziekten vaststellen.Over het algemeen zullen personen die nieuw zijn met deze methode moeite hebben vanwege de geringe omvang van menselijke T-lymfocyten en de lage amplitude van endogene crack-stromen in deze cellen. De CD3-positieve menselijke T-lymfocyten voor dit experiment werden verkregen uit een perifeer bloedmonster van een gezonde vrijwilliger en geïsoleerd met behulp van een TEP human T-cell enrichment cocktail en TEP density medium. Conform de instructies in het bijbehorende schriftelijke protocol werden de cellen onderhouden in T-celcultuurmedium bij 37 °C in een CO2-incubator.Bereid de volgende oplossingen: oplossing nummer één met 3 millimol magnesium en geen calcium; oplossing nummer twee met 20 millimol calcium; oplossing nummer drie met 10 millimol calciumchelator EDTA en geen tweewaardige ionen; en een pipetteeroplossing met 12 millimol calciumchelator BTA. Bewaar de oplossingen tot een week lang bij 4 °C. Trek op de dag van het experiment pipetten met een tipdiameter van ongeveer 2 µm met behulp van glazen capillairen en een pipetten-trekker.Gebruik siliciumdioxidebuisjes met een filament volgens de hier getoonde specificaties en zoals vermeld in de begeleidende tekst. Na het uittrekken worden de pipetpunten gecoat met PEC R 61 0 1 halfgeleiderbeschermingscoating en vuurgepolijst. Bewaar ze op een stofvrije plaats, zoals een pipethouder.Open hier de software die de patchclamp-versterker aanstuurt. Een E PC 10 patchclamp-versterker wordt aangestuurd door pulse-software. Configureer en sla de instellingen op voor de macro's 'on cell' en 'whole cell' die worden gebruikt voor de vorming van een giga-seal en het tot stand brengen van de whole-cell configuratie.Configureer vervolgens in de acquisitiesoftware het stimuleringsprotocol en sla dit op om de crack-stromen te registreren. Het acquisitieprotocol in het venster voor pulsgeneratie is ingesteld als een spanningsramp van -120 naar +100 millivolt met een duur van 50 milliseconden.Maak twee stimuleringsprotocollen met ramp-voltagestimuleringsfrequenties van 0.5 hertz en vijf hertz, en sla deze op in het venster voor pulsgeneratie onder de namen respectievelijk ramp one en ramp two. Om de cellen voor te bereiden op registratie, plaatst u 500 µL van de cel-suspensie, bevattend 0.2 tot 0.5 miljoen cellen, op een registratiekamer bestaande uit een met poly-L-lysine gecoat dekglas met een bevestigde siliconen O-ring. Incubeer gedurende 20 minuten bij 37 °C.Bevestig na de incubatie de opnamekamer in een kamerhouder. Hier wordt een op maat gemaakte kamerhouder gebruikt waarbij het basisgedeelte het dekglas aan de onderzijde van de kamer ondersteunt en het bovengedeelte tegen de bovenzijde van het dekglas drukt. Plaats de kamerhouder op de tafel van de omgekeerde microscoop met gebruik van een 40 x olie-immersieobjectief en helderveldverlichting.Zoek een veld met cellen en stel scherp. Plaats de zilver-zilverchloride referentie-elektrode in het bad. Richt vervolgens een multi-barrel gravitatie-gedreven perfusiesysteem uit door de punt van de instroombuis in een hoek van 45 graden ten opzichte van het dekglas dicht bij het gezichtsveld te plaatsen; de zuigbuis wordt in het bovenste gedeelte van de kamerhouder gestoken.Draai het bovenste gedeelte van de kamerhouder totdat de zuigbuis tegenover de instroombuis staat om het juiste kanaal te verkrijgen. De stroomregistraties beginnen door het ventiel van het perfusiesysteem te openen om de registratiekamer gedurende 8 tot 10 minuten te perfunderen met calciumvrije, drie millimolaire magnesiumhoudende bat-oplossing nummer één, aangevuld met 0,5 tot 1 micromolaire AP argon om de circa-pomp te blokkeren.Bij deze stap wordt de calciumvoorraad uitgeput. Gebruik vervolgens een einor micro loader met een P 20 luchtverplaatsingspipet. Om de pipet te vullen met de pipetvloeistof, plaatst u de pipet in de houder op de kop van de versterkerpodia hier.Een op maat gemaakt drukzuigapparaat is aangesloten op perslucht en de vacuümlinies. Om positieve of negatieve druk in een patchpipet te creëren, brengt u een kleine positieve druk van ongeveer drie inch waters kolom aan in de pipet door de pipet via de verbindingsslang aan te sluiten op de uitlaat van het drukzuigapparaat. Klik op de setup-bedieningsknop in het EPC 10 patch clamp-venster op het computerscherm.Om de setup-macro uit te voeren: zoek een ronde cel van gemiddelde grootte met een glad buitenoppervlak die stevig aan het dekglas is gehecht. Breng vervolgens de patch-elektrode onder visuele controle via de microscoop in het oscilloscoopvenster in het bad.De stroom die door de pipette loopt, kan worden bekeken nadat de pipette in de badoplossing is ondergedompeld. Een stapsgewijze verandering in de stroomamplitude wordt opgewekt door de testpuls van vijf millivolt die via de setup-macro op de pipette wordt aangebracht. De pulssoftware berekent automatisch de pipetteresistentie en geeft deze weer in het venster voor membraanresistentie.Op het computerscherm is de pipetweerstand gewoonlijk vijf tot zes mega ohm. Klik op de auto control-toets in het versterker-venster op het scherm van de computer om het offsetpotentiaal te corrigeren dat is ontstaan tussen de pipet en de referentie-elektrode. De basislijnstroom zal verschuiven naar een nulstroomniveau.Gebruik de micromanipulator om de pipetpunt in contact te brengen met het celmembraan. Zodra er contact is gemaakt, zal de amplitude van de stroom die door de testpuls wordt opgewekt, afnemen. Breng een negatieve druk van 20 tot 40 inches water aan op de patchpipet.Houd de vorming van de gigaseal in de gito-scopevenster in de gaten. De amplitude van de stroom die wordt opgewekt door de testpuls moet geleidelijk afnemen naarmate de waarde van de pipetweerstand toeneemt tot meer dan 5 GΩ. Meestal vormt het contact van de gigaseal zich snel, maar het kan ook één tot twee minuten duren voordat een stabiele gigaseal is bereikt.Zodra de giga-seal is bereikt, wordt de pipethouder losgekoppeld van het vacuümaparaat door de verbindingsslang van de uitlaat te verwijderen. Klik op de onsell-bedieningsknop op het computerscherm om de onsell-macro uit te voeren, die voorafgaand aan het experiment is ingesteld. Compenseer, conform de EPC 10-handleiding, voor de capaciteit van de pipet door op de auto-bedieningsknop in het cfat-venster te klikken.In het oscilloscoopvenster zal de stroomtransiënt verdwijnen en de waarde van de pipetcapaciteit zal verschijnen in het cfat-venster om het celmembraan te breken. Verbind de pipet aan de binnenzijde met een spuit van 20 cubic centimeter via de verbindingsbuis en trek de zuiger terug om extra negatieve druk op de pipet uit te oefenen. Wanneer het celmembraan in de pipet scheurt, verschijnen er twee stroomtransiënten die het celmembraan opladen naar een nieuw spanningsniveau. Klik op de whole cell-bedieningstoets op het computerscherm om de vooraf ingestelde whole cell-macro uit te voeren.Voer vervolgens +30 millivolt in als rustpotentiaal in het V-membraanvenster; een positieve rustpotentiaal helpt de activering van calciumafhankelijke crack-kanalen te voorkomen. Klik daarna op de auto-control-toets in het C-slow-venster. Om de celcapaciteit in het oscilloscoopvenster te compenseren, zal de stroomtransiënt verdwijnen.De waarden voor de celcapaciteit en de serieweerstand verschijnen respectievelijk in de vensters C slow en R series. De serieweerstand ligt doorgaans in het bereik van 7 tot 20 mega. De C slow-waarden, die overeenkomen met de waarden voor de celcapaciteit, liggen doorgaans in het bereik van 1,5 tot 2,5 pico fer.Klik in rustende menselijke T-cellen op de ramp one control-toets in het oscilloscoopvenster om een reeks spanningshellingen met een frequentie van 0,5 hertz toe te passen. Hiermee wordt het stimulatieprotocol uitgevoerd dat voorafgaand aan het experiment in het oscilloscoopvenster is gegenereerd en opgeslagen. De door de spanningshellingen opgewekte stromen worden weergegeven. Registreer.Deze stroomsporen zijn opgenomen in calciumvrije oplossing één met 3 mM magnesium. In deze oplossing is de crack-stroom zeer klein vanwege de slechte permeabiliteit van crack-kanalen voor magnesium. Gebruik deze sporen in toekomstige analyses als lekstromen.De absolute amplitude van de lekkage bij minus 100 millivolts moet gelijk zijn aan of kleiner zijn dan vijf pka amps. Als de cel lekt, stop dan het experiment en begin opnieuw met een nieuwe patchpipet en een nieuwe cel.Om vervolgens de calciumstroom via CRAC-kanalen te registreren, worden de perfusiekleppen omgeschakeld om badoplossing nummer één te vervangen door badoplossing nummer twee, die 20 millimolar calcium bevat. Dit maakt het mogelijk dat calciumionen via CRAC-kanalen stromen en een binnenwaartse stroom in het oscilloscoopvenster produceren. Een binnenwaarts gelijkrichtende calciumstroom via CRAC-kanalen ontwikkelt een stroomamplitude bij negatieve voltages, die gedurende ongeveer één minuut blijft toenemen als gevolg van calciumafhankelijke potentiatie van de CRAC-stroom.Klik op de toets 'ramp two control' in het oscilloscoopvenster om een vooraf ingesteld stimulatieprotocol uit te voeren, waarbij de stimulatiefrequentie met spanningsrampen wordt gewijzigd naar 5 Hz; een verhoging van de stimulatiefrequentie helpt bij het registreren van de maximale natriumstroom via CRAC-kanalen, die van voorbijgaande aard is. Schakel vervolgens de perfusiekleppen opnieuw om om badoplossing nummer twee te vervangen door de natriumbevattende, divalent-kationvrije oplossing nummer drie in het oscilloscoopvenster. Er ontwikkelt zich een voorbijgaande, grotere amplitude van de naar binnen gelijkrichtende natriumstroom via CRAC-kanalen.Zodra het experiment is beëindigd, sluit u het bestand; de geregistreerde stroomsporen worden opgeslagen voor verdere analyse. Om de gegevens te analyseren, importeert u de opgeslagen stroomregistraties in de analysesoftware. In dit geval wordt pulse-software gebruikt voor de analyse met behulp van cursorparen in het oscilloscoopvenster van het pulse-programma. Meet hier de stroomamplituden aan het begin en aan het einde van de spanningsrampen.De stroomamplituden worden gemeten bij minus 100 millivolt en bij plus 100 millivolt. Exporteer de waarden van de stroomamplituden naar een grafisch programma, zoals Origin scientific graphing and analysis software. Voor verdere analyse en grafische presentatie werden de crack-stromen gemeten in CD3+ rustende T-cellen van een gezonde menselijke proefpersoon met behulp van de hier beschreven methode; deze figuur toont het tijdsverloop van crack-stromen geregistreerd in een whole cell voltage clamp configuratie bij minus 100 millivolt, aangegeven door de gevulde cirkels, en plus 100 millivolt, aangegeven door de open cirkels.Voorafgaand aan de vorming van de giga-seal werd de cel ongeveer 10 minuten gepre-incubeerd in calciumvrije bath-oplossing nummer één met 3 mM magnesium, bevattend 0,5 µM orthogon. Na de break-in werden de bath-oplossingen sequentieel als volgt toegepast: calciumvrije bath-oplossing nummer één met 3 mM magnesium, gevolgd door bath-oplossing nummer twee met 20 mM calcium, gevolgd door divalent-kationvrije bath-oplossing nummer drie, en vervolgens weer bath-oplossing nummer twee met 20 mM calcium. De cel werd gestimuleerd met een reeks spanningsrampen van -120 mV tot +100 mV, zoals hier getoond. Spanningsrampen werden elke 200 milliseconden of met een frequentie van vijf hertz toegepast in divalent kationvrije bat-oplossing nummer drie, en elke twee seconden of met een frequentie van 0,5 hertz in alle andere oplossingen. Let op de langzame ontwikkeling van de calciumstroom via crack-kanalen na toepassing van bat-oplossing nummer twee met 20 millimolair calcium, en de snelle transiënte ontwikkeling van de natriumstroom via crack-kanalen in divalent kationvrije bat-oplossing nummer drie. Deze figuur toont representatieve stroomsporen geregistreerd tijdens spanningsrampen in calciumvrije.Badoplossing nummer één bevat 3 millimolar magnesium, badoplossing nummer twee bevat 20 millimolar calcium, en badoplossing nummer drie is vrij van tweewaardige kationen. De calcium- en natriumstroomsporen tijdens de individuele spanningsrampen kunnen worden verkregen door de stromen geregistreerd in calciumvrije badoplossing nummer één met 3 millimolar magnesium af te trekken van de stromen geregistreerd in badoplossing nummer twee met 20 millimolar calcium en badoplossing nummer drie zonder tweewaardige kationen; de resulterende stroomsporen, die stroom-spanningsrelaties vertonen die typisch zijn voor calcium- en natriumstromen via crack-kanalen, zijn hier te zien.Zodra deze techniek onder de knie is en alle stappen van de procedure correct worden uitgevoerd, kunnen stroommetingen van crack-kanalen worden geregistreerd van vijf tot 10 cellen per dag. Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe de ruststroom van crack-kanalen in menselijke T-cellen kan worden geregistreerd. Door deze procedure te volgen, zou u ook in staat moeten zijn om crack-stromen te registreren in andere cellen van het immuunsysteem, zoals geactiveerde menselijke T-cellen, monocyten, macrofagen en ook cellijnen. Elektrofysiologisch.Het registreren van stromen door crack-kanalen in cellen van het immuunsysteem kan onderzoekers in staat stellen hun rol in de calciumhomeostase in immuuncellen vast te stellen.

whole-cell-recording-calcium-release-activated-calcium-crac-currents

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

De compartimentering van eiwitten, hetzij binnen het plasma membraan of in de intracellulaire locaties is een regulerend mechanisme die sterk kunnen beïnvloeden signalering resultaten, vandaar dat te begrijpen signalering is het van belang het bestuderen van de ruimtelijke en temporele gedrag van de betrokken eiwitten. We beschrijven hier een TIRF microscopie gebaseerde systeem om signaaltransductie in T-cellen te bestuderen, maar is breed toepasbaar.

Een TIRF Microscopie Techniek voor Real-time, gelijktijdige beeldvorming van de TCR en de bijbehorende signaaleiwitten

This video analyzes T-cell receptor-induced calcium influx in T-cells. Anti-CD3 antibodies activate the T-cell signaling pathways, leading to an increase in intracellular calcium ions that bind with Indo-1 dye. In flow cytometry, a spectrum shift from the calcium-free state to the calcium-bound state  correlates with T-cell receptor-induced calcium influx.

Assessing T-cell Receptor-Induced Calcium Influx Using a Calcium Indicator Dye

Wij beschrijven de isolatie van menselijke atriale myocyten die kunnen worden gebruikt voor intracellulaire...

Isolatie van Human atriale Myocyten voor gelijktijdige metingen van Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Transients en Membraan Currents

Procedures worden beschreven om gelijktijdige opnamen van membraanpotentiaal of stroom en veranderingen in intracellulaire calciumconcentratie uit te voeren. Suprachiasmatische nucleus-neuronen worden gevuld met de calciumindicator bis-fura-2 met behulp van een patch clamp-elektrode in de whole cell patch clamp-configuratie.

Gelijktijdige elektrofysiologisch registratie en calciumbeeldvorming van neuronen in de suprachiasmatische kern

Het opnemen van Ca2+ stromen op het presynaptische afgiftevlak van het membraan is essentieel voor een nauwkeurig begrip van Ca2+-intrede en neurotransmitterafgifte. We presenteren een acute dissociatie van het rugsmerg van de kaakhaai die functionele geïsoleerde reticulospinale axonen oplevert, waardoor opname direct vanaf het afgiftevlak van het membraan van individuele presynaptische terminalen mogelijk is.

Acute Dissociatie van Lamprey Reticulospinal Axonen naar Opnemen inschakelen van de Release Gezicht Membraan van individuele functionele Presynaptische Terminals

Hier presenteren we technieken voor het beeldvormen van lokale IP3-gemedieerde Ca2+-gebeurtenissen met behulp van fluorescentiemicroscopie in intacte zoogdiercellen die zijn geladen met Ca2+-indicatoren, samen met een algoritme dat de identificatie en analyse van deze gebeurtenissen automatiseert.

Imaging Lokale Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Signalen in gekweekte zoogdiercellen

Muismodellen maken het mogelijk om belangrijke mechanismen van aritmogenese te bestuderen. Voor dit doel zijn cardiomyocyten van hoge kwaliteit nodig om patchklemmetingen uit te voeren. Hier wordt een methode beschreven om murine atriale en ventriculaire myocyten te isoleren via retrograde enzymgebaseerde Langendorff-perfusie, die gelijktijdige metingen van calciumtransiënten en L-type calciumstroom mogelijk maakt.

Isolatie van hoogwaardige murine atriale en ventriculaire myocyten voor gelijktijdige metingen van Ca2+ transiënten en L-type calciumstroom

Hier worden methoden beschreven die worden gebruikt om het functionele effect van RYR1-mutaties te bestuderen die endogeen tot expressie komen in epstein barr-virus vereeuwigde menselijke B-lymfocyten en spierbiopsie afgeleide satellietcellen gedifferentieerd in myotubes.

Functionele karakterisering van endogene uitgedrukte menselijke RYR1-varianten

Calciuminflux, een maat voor T-celsignalering, is een effectieve manier om reacties op T-celreceptorstimulatie te analyseren. Dit protocol voor het multiplexen van Indo-1 met panelen van antilichamen gericht op celoppervlakmoleculen maakt gebruik van de zeer flexibele mogelijkheden van volledige spectrum flowcytometrie.

Analyse van T-celreceptor-geïnduceerde calciuminstroom in primaire muizen T-cellen door full spectrum flow cytometrie

Hier bieden we een uitgebreid protocol om initiële lokale Ca2+- signalen, bekend als Ca2+- microdomeinen, in primaire muizen- en menselijke T-cellen op te lossen met behulp van fluorescentiemicroscopie. Dit protocol dient als een waardevolle bron voor onderzoekers die Ca2+- signaleringsroutes in immuuncellen onderzoeken en hun functie verder ontrafelen.

Beeldvorming van initiële Ca2+ microdomeinen in primaire T-cellen

Dit artikel presenteert een methode voor real-time, kwantitatieve monitoring van calciumionconcentraties (Ca2+) in cellen met behulp van eencellige Ca2+ beeldvorming met de Fura-2/AM-kleurstof. Deze techniek maakt het mogelijk om de kleurstof efficiënt te laden en de Ca2+ -niveaus nauwkeurig te berekenen door middel van fluorescentie-intensiteitsverhoudingen, waardoor het een eenvoudige en snelle aanpak is voor onderzoekstoepassingen.

Eencellige calciumbeeldvorming voor het bestuderen van de activering van calciumionkanalen

Leer whole-cell patch clamp opname van CRAC-stromen in menselijke T-lymfocyten voor elektrofysiologisch onderzoek naar calciumsignalering. Deze methode ondersteunt betrouwbare metingen van kanaalactiviteit in immuuncellen.

Whole-cell opname van calcium release-Activated Calcium (CRAC) Stromingen in menselijke T-lymfocyten

Meer video's verkennen