Name: Het bestuderen van de integratie van Adult geboren Neuronen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-03-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: Leer functionele integratie van adult geboren neuronen bestuderen met retrovirale labeling en patch-clamp elektrofysiologie in muizen. Deze methode analyseert synaptische rijping en circuitvorming in de hippocampus.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd gefinancierd door NINDS en American Heart Association S.Ge. Deze aanpak was oorspronkelijk opgericht en ontwikkeld door de auteur in het laboratorium van Dr Hongjun Song&#39;s in het Johns Hopkins University. We willen graag Dr Hongjun Song bedanken voor zijn begeleiding en ondersteuning.

1. Virusinjectie High-titer engineered retrovirus (1 × 10 9 eenheden / ml) wordt geproduceerd door co-transfectie van retrovirale vectoren en VSVG in HEK293T cellen, gevolgd door ultracentrifugatie van virale supernatant. Voor bronnen en productiemethoden, zie het uitstekende Jupiter demonstratie (3). Let op: Jonge volwassenen (4-6 weken oud) vrouwelijke C57Bl / 6 muizen (Charles River) zijn gehuisvest onder standaard condities. Alle procedures volgen de National Research Council's Guide voor de verzorging en het gebruik van proefdieren in een protocol is goedgekeurd door de Stony Brook University IACUC. <ol><li> Ontdooi 2ul van bevroren retrovirus per dier op het ijs. </li><li> Verdoof (100 ug ketamine + 10 ng xylazine per gram lichaamsgewicht) en monteer het dier op een stereotaxisch frame (Steolting). Verwijder het haar op het hoofd en veeg de huid met 70% ethanol. </li><li> Expose de schedel en boor de vier ondiepe gaten met behulp van een tandartsboor (0,6 mm boortje) op de volgende coördinaten: <ul><li> anterioposterior = -2 mm van bregma; zijwaartse = ± 1,6 mm; ventrale = 2,5 mm; anterioposterior = -3 mm van bregma; zijwaartse = ± 2,6 mm; ventrale = 3,2 mm. </li><li> anterioposterior = -2 mm van bregma; zijwaartse = ± 1,6 mm; ventrale = 2,5 mm; anterioposterior = -3 mm van bregma; zijwaartse = ± 2,6 mm; ventrale = 3,2 mm. </li></ul></li><li> Monteer een 1μl Hamilton, flat-tip spuit en injecteer 0,5 ul retrovirus per locatie met een snelheid van 0,25 pl / min in de dentate gyrus. (Zie de bovenstaande coördinaten voor de buik diepte.) Pauze 2 minuten na elke injectie voor langzaam het intrekken van de spuit om de vloeistof terugstroming te voorkomen. Tussen de injecties, kort spoel de buitenkant van de spuit met steriel PBS en een applicator om sporen van bloed te verwijderen. </li><li> Sluit de wond met steriel chirurgisch hechtmateriaal (type P-1, afmeting 6-0) en het dier terug te keren naar standaard huisvesting tot de gewenste tijd stadia na de injectie. </li></ol> 2. Slice Voorbereiding Voor het verkrijgen van kwalitatief hoogwaardige acute segmenten van volwassen muizen, gebruiken we een aangepaste snij-oplossing voor slice voorbereiding (zie hieronder). <ol><li> Pre-chill snijden oplossing voor 0-4 ° C op ijs en bel met 95% O 2 -5% CO 2 voor ten minste 30 minuten. </li><li> Verdoven en transcardially perfuseren een dier met ijskoude zuurstof verzadigde oplossing te snijden. </li><li> Snel te verwijderen van de hersenen in een petrischaal met filtreerpapier pre-bevochtigd met koude, zuurstofrijke snijden oplossing. Snijd het cerebellum en plak een montagevlak minstens 1 mm juist voor de (zichtbare) injectie coördinaten. Lijm de hersenen op een vibrotome podium en monteer het in de snij-kamer gevuld met koude en zuurstofrijke snijden oplossing. </li><li> Bereid coronale of horizontale plakken (300-350μm) en breng ze met een grote boring pipet om een incubatie kamer met kamertemperatuur ACSF borrelen met 95% O 2 / 5% CO 2. </li><li> Incubeer de plakjes, borrelende continu, bij 32 ° C gedurende 30-60 minuten. Ga terug de kamer op kamertemperatuur voor de duur van de opname. </li></ol> 3. Elektrofysiologische experimenten <ol><li> Slices worden overgedragen in de opname kamer die voortdurend wordt met zuurstof verzadigde ACSF doorbloed bij 32 ° C - 34 ° C. </li><li> Een bipolaire stimulatie wolfraam elektrode wordt geplaatst in de moleculaire laag van de dentate gyrus met behulp van een lage vergroting microscoop objectief (10X). </li><li> Pasgeboren DGCs in de sub-korrelige zone / granulaire cellaag worden geïdentificeerd door de expressie van GFP of dTomato. Whole-cell patchclamp opname wordt uitgevoerd op pasgeboren neuronen onder hoge vergroting (40X). </li><li> Firing eigenschappen van de opgenomen cellen worden verkregen door injectie van een reeks van stromingen onder de huidige-klem-modus. </li><li> Elektrische prikkels worden geleverd door de stimulatie elektrode via een stimulatie isolator gecontroleerd door de opname-software, en opgeroepen postsynaptische stromingen in de pasgeborene DGCs worden vastgelegd. </li></ol> 4. Data Analysis Amplitudes van de opgeroepen postsynaptische reacties geanalyseerd worden in de verschillende ontwikkelingsstadia van de volwassen geboren neuronen. 5. Representatieve resultaten Met de bovengenoemde protocol, GFP expressie in pasgeboren dentate gyrus neuronen vergelijkbaar met Figuur 1 is gemeenschappelijk. Merk op dat pasgeboren neuronen makkelijk kunnen worden gevisualiseerd en zowel dendrieten en axonen strikt worden geëtiketteerd. Expressie in dunne DGC axonen en kleine stekels hangt af van de kwaliteit en de titer van het virus, die de promotor en de lengte van de in vivo expressie. In onze handen, pasgeboren cellen en sub-cellulaire organellen zijn meestal zichtbaar zijn binnen een paar dagen na de injectie, en de wervelkolom expressie kan worden getraceerd vanaf de vroegste stadia van ontwikkeling. Whole-cel opnamen van pasgeboren neuronen op verschillende tijdstippen stadia kan de studie van de unieke pasgeboren cel eigenschappen, bijvoorbeeld actiepotentialen (Figuur 2a), evenals het proces van synaptische integratie in bestaande neurale circuits tijdens de rijping (Figuur 2b). <img src="/files/ftp_upload/2548/2548fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1 twee-foton confocale beeld van de pasgeboren neuronen in een horizontale dentate gyrus deel van een volwassen muis. Groene cellen zijn 21dpi (dagen na de injectie) GFP-expressie pasgeboren DGCs gelabeld met Pux-GFP retrovirus. <img src="/files/ftp_upload/2548/2548fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2 a) actiepotentiaal afvuren eigenschappen van een pasgeboren DGC op 21 dpi. B) vertegenwoordiger opgeroepen prikkelende postsynaptische stroom (EPSCs) opgenomen op een pasgeboren DGC op 21 dpi.

<ol><li>Zhao, C., Deng, W., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+and+functional+implications+of+adult+neurogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Mechanisms and functional implications of adult neurogenesis.</a> Cell. 132, 645-660 (2008).</li>
<li>Ge, S., Goh, E. L., Sailor, K. A., Kitabatake, Y., Ming, G. L., Song, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABA+regulates+synaptic+integration+of+newly+generated+neurons+in+the+adult+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">GABA regulates synaptic integration of newly generated neurons in the adult brain.</a> Nature. 439, 589-593 (2006).</li>
<li>Gavrilescu, L. C., Van Etten, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+replication-defective+retrovirus+by+transient+transfection+of+293T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Production of replication-defective retrovirus by transient transfection of 293T cells.</a> J Vis Exp. , (2007).</li>
</ol>

Continu neurogenese in de hippocampus van volwassen zoogdieren hersenen biedt een uniek experimenteel model systeem om neuronale ontwikkeling en integratie in de volwassen hersenen te bestuderen. Het protocol hier gepresenteerde combinatie van retrovirale etikettering en de elektrofysiologische methoden om de integratie van de pasgeborene dentate granule neuronen in de hersenen van volwassen muizen te bestuderen. Om ervoor te zorgen dat uw experimenten succesvol zijn, raden wij de volgende tijdens kritieke fasen van de procedure: Om te voorkomen dat ongewenste infectie en ontsteking, moeten alle gereedschappen gesteriliseerd worden (de autoclaaf, elk type sterilisator, of 70% ethanol) voor de operatie. Gebruik steriel PBS tot de punt van de naald te wassen voor injectie. Voor virus injectie moeten de dieren goed worden gemonteerd op de stereotaxische apparaat en bronnen van onnodige beweging moet worden geminimaliseerd tijdens de injectie. Zorg ervoor dat het hoofd goed vast en stevig, en pas de neus positie van de muis naar niveau bregma en lambda voorafgaand aan de berekening van de injectie coördinaten. Extract virus in de spuit snel naar de blootstelling aan kamertemperatuur te minimaliseren - retrovirussen zijn bijzonder temperatuur gevoelig. Injecteer langzaam virus bij de aanbevolen snelheid om de druk schade te minimaliseren. Met behulp van de aanbevolen platte spuit (vs. gemeenschappelijke afgeschuinde tip) zal zorgen voor een gelijkmatige verdeling van dentate gyrus infectie gebied. Alvorens plakken, moet snijden oplossing en incuberen ACSF te borrelen met 95% O 2 -5% CO 2 gedurende tenminste 30 minuten om zuurstof aan de oplossingen te verzadigen. De dieren moeten snel worden geperfundeerd en weefsel onderhouden in koude, zuurstof-verzadigde oplossing voor de beste slice kwaliteit. Voor het opnemen, geleidelijk verhogen van de stimulus intensiteit totdat er een postsynaptische antwoord. Verander de locatie van de stimulatie-elektrode in de moleculaire laag van de dentate gyrus als nodig is. Kortom, de aanbevolen aanpak biedt een manier om de verschillende eigenschappen en mogelijke functionele rol van de volwassen geboren neuronen ontdekken tijdens een vroeg stadium integratie in de actieve, volwassen circuit.

<ul><li> Snijden oplossing (in mm): 110 choline chloride, 2,5 KCl, 1,3 KH 2 PO 4, 25,0 NaHCO 3, 0,5 CaCl 2, 7 MgCl 2, 10 dextrose, 1,3 natriumascorbaat, 0,6 natriumpyruvaat, 5,0 kynurenic zuur. </li><li> Kunstmatige cerebro-spinale vloeistof (ACSF, in mm): 125,0 NaCl, NaHCO 3 25,0, 2,5 KCl, 2 CaCl2, 1,3 KH 2 PO 4, 1,3 MgCl 2, 1,3 natriumascorbaat, 0,6 natriumpyruvaat, 10 dextrose. </li><li> Interne oplossing voor het whole-cell patchclamp (in mm): 120 kalium gluconaat, 15 KCl, 4 MgCl 2, 0,1 EGTA, 10,0 HEPES, 4 MgATP, 0,3 Na 3 GTP, 7 phosphocreatine (pH 7,4, 300 mOsm). </li></ul>

het bestuderen van de integratie van adult geboren neuronen

Studying the Integration of Adult-born Neurons

Neurogenese voorkomt bij volwassen zoogdieren hersenen in de sub-ventriculaire zone (SVZ) van de laterale ventrikel en in de sub-korrelige zone (SGZ) van de hippocampus dentate gyrus gedurende het hele leven. Eerdere rapporten is gebleken dat volwassen hippocampus neurogenese wordt in verband gebracht met diverse hersenaandoeningen, zoals epilepsie, schizofrenie, depressie en angst (1). Ontcijfering van het proces van normale en afwijkende volwassenen geboren neuron integratie kan licht werpen op het ontstaan ​​van deze ziekten en de hoogte van de ontwikkeling van nieuwe therapieën. SGZ volwassen neurogenese spiegels embryonale en postnatale neuronale ontwikkeling, met inbegrip stadia van het lot specificatie, migratie, synaptische integratie en rijping. De volledige integratie gebeurt over een langere, periode van 6 weken. Eerste synaptische input voor volwassenen geboren SGZ dentate granule cellen (DGCs) is GABA-erge, gevolgd door glutamaat input op 14 dagen (2). De specifieke factoren die de vorming van volwassen circuit geboren neuronen in de dentate gyrus regelen zijn op dit moment onbekend. Ons laboratorium maakt gebruik van een replicatie-deficiënte retrovirale vector gebaseerd op het Moloney murine leukemie virus naar fluorescerende eiwitten en veronderstelden regulerende genen te leveren aan deze prolifererende cellen. Deze virale techniek zorgt voor een hoge specificiteit en resolutie voor de analyse van cel geboortedatum, geslacht, morfologie, en synaptogenese. Een typisch experiment maakt gebruik van vaak twee of drie virussen met uniek label, transgene en promotor elementen voor single-cell analyse van een gewenste ontwikkelingsproces in vivo. Het volgende protocol beschrijft een methode voor het analyseren van functionele pasgeboren neuron-integratie met een enkele groen (GFP) of rood (dTomato) fluorescent eiwit retrovirus en patch-clamp elektrofysiologie.

Een manier om de integratie van de pasgeborene dentate granule cellen studie bij volwassen dieren is beschreven. Deze techniek maakt gebruik van een retrovirus ontworpen voor pasgeboren neuronen, gevolgd door elektrofysiologische opnames om te bepalen in vivo functionele integratie label.

Het bestuderen van de integratie van Adult geboren Neuronen

Neurogenese vindt plaats in de adultenhersenen van zoogdieren in de subventriculaire zone (SVZ) van het zijventrikel en in de subgranulaire zone (SGZ) van de ...

Het algemene doel van deze procedure is om een methode te introduceren om de functionele integratie van op volwassen leeftijd ontstane granulecellen in de gyrus dentatus te bestuderen. Dit wordt eerst bereikt door middel van stereotaxische injectie van een retrovirus in de gyrus dentatus van volwassen muizen om de pasgeboren granulecellen te labelen. De tweede stap van de procedure is het perfunderen van de muizen op bepaalde tijdstippen met een koude snijoplossing en het verwijderen van de hersenen.De derde stap van de procedure is het prepareren van acute hersensnijden met een vibratoom. De vierde stap van de procedure is het uitvoeren van whole-cell patchclamp-metingen op pasgeboren dentate granulaircellen en het stimuleren van de moleculaire laag van de acute hersensnijden. Uiteindelijk kunnen resultaten worden verkregen die de functionele synaptische integratie van pasgeboren neuronen aantonen door het registreren en analyseren van opgewekte postsynaptische stromen in pasgeboren dentate granulairneuronen.De belangrijkste voordelen van deze techniek zijn de retrovirale labeling van pasgeboren neuronen in het volwassen brein en de acute brain slice-preparatie van volwassen dieren. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van cruciale vragen op het gebied van adulte neurogenese, zoals het functionele verlies van pasgeboren neuronen in het volwassen brein. Bereid de virusinjectie voor door het retrovirus voor green fluorescent protein GFP of red fluorescent protein D tomato uit de vriezer te halen en op ijs te ontdooien.Anestheseer een vrouwelijke muis van vier tot zes weken oud met twee µL retrovirus per dier. Controleer de anesthesie door in de poot te knijpen, plaats de muis in een stereotaxisch frame, scheer het haar op de kop en veeg de huid schoon met 70% ethanol. Gebruik een scalpel om de huid in te snijden en de schedel bloot te leggen.Pas de positie van de neus van de muis aan zodat bgma en lambda zich op hetzelfde horizontale vlak bevinden met behulp van een tandheelkundige boor met een boorpunt van 0,6 millimeter. Boor vier gaten door de schedel op de hier getoonde coördinaten. Vul snel een Hamilton flat tip spuit van 1 µL met het ontdooide retrovirus.Positioneer deze boven een van de gaten die zijn gemaakt op minus twee millimeter bgma om het retrovirus in de gyrus dentatus te injecteren. Breng de spuit naar een verticale diepte van 2,5 millimeter. Injecteer 0,5 µL retrovirus met een snelheid van 0,25 µL per minuut om terugstroming van vloeistof te voorkomen.Wacht na elke injectie twee minuten voordat u de spuit langzaam terugtrekt. Spoel kort het buitenste oppervlak van de spuittip af met steriele PBS en een applicator om bloedresten te verwijderen. Gebruik dezelfde procedure om 0,5 µL retrovirus in de andere drie locaties te injecteren op ventrale dieptes van respectievelijk 2,5 of 3,2 mm.Sluit de wond met steriel chirurgisch hechtmateriaal en plaats het dier terug in de kooi totdat de pasgeboren neuronen de gewenste rijpedatum hebben bereikt. Nadat er 21 dagen zijn verstreken, bereidt u de dissectie van de muizenhersenen voor door de benodigde oplossingen te maken. Koel de snijoplossing op ijs bij 0 tot 4 °C en spoel deze gedurende ten minste 30 minuten met 95% zuurstof en 5% koolstofdioxide.Plaats de kunstmatige cerebrospinale vloeistof of A CSF bij kamertemperatuur en belucht deze gedurende ten minste 30 minuten met 95% zuurstof en 5% kooldioxide. Zet na 30 minuten op ijs de zuurstofs verzadigde snijoplossing klaar voor cardiale perfusie. Voer na het anesthetiseren van de muis de cardiale perfusie uit.Verwijder vervolgens snel de hersenen en plaats deze in een Petrischaal met snijoplossing en een stuk filterpapier. Snijd het cerebellum af en maak vervolgens een coronale snede één tot twee millimeter anterieur van de injectieplaatsen om een vlak oppervlak te creëren. Dit dient voor de montage.Lijm de hersenen op een vibram-platform. Plaats het platform in de snijkamer van de vibram, gevuld met zuurstofrijke snijoplossing. Laat het mes zakken en stel het snijvenster op de Vibram in.Begin met het snijden van het weefsel. Snijd elke plak langs de middellijn in twee helften. Gebruik een pipet met een groot lumen om deze plakken over te brengen naar een incubatiekamer met room.Temperatuur A CSF gebubbeld met 95% zuurstof en 5% kooldioxide. Ga door met snijden totdat het anterieure uiteinde van de hippocampus zichtbaar is. Incubeer de coupes terwijl ze continu gebubbeld worden in het waterbad van 32 °C gedurende 30 tot 60 minuten.Breng de incubatiekamer gedurende de opname terug naar de randtemperatuur. De coupes zijn nu gereed voor opname. Begin met het perfunderen van de opnamekamer met zuurstofsaturatie A CSF bij 32 tot 34 °C met een snelheid van ongeveer twee milliliter per minuut.Gebruik een grote boar-pipet om een slice over te brengen naar de registratiekamer. Plaats bij lage vergroting een U-vormige platina draad met nylon draden bovenop de slice om deze op zijn plaats te houden. Identificeer de moleculaire laag van de gyrus dentatus.Breng vervolgens de stimulatie-elektrode naar de moleculaire laag van de gyrus dentatus. Identificeer onder hoge vergroting de pasgeboren korrelcellen van de gyrus dentatus in de subgranulaire zone of de korrelcellaag aan de hand van de expressie van de groene of rode fluorescerende eiwitmarkering.Lokaliseer pasgeboren neuronen die GFP of D tomato tot expressie brengen door te schakelen tussen DIC- en fluorescentiefilters. Selecteer een cel met relatief heldere fluorescentie en een gezond cellichaam voor whole-cell patch clamp-registratie. Plaats een glazen micropipet met een tipweerstand van drie tot zes megaohm, gevuld met de juiste interne oplossing, in een micropipethouder op de versterkerkop onder het objectief met hoge vergroting van de microscoop.Laat de micropipet met een micromanipulator zakken naar de geselecteerde granulaire cel van de gyrus dentatus en vorm een whole-cell patch. Injecteer een reeks stromen in current-clamp modus en registreer de vuureigenschappen van het pasgeboren neuron. Dien enkelvoudige pulsen of gepaarde pulsen elektrische stimulatie toe via de stimulerende elektrode en registreer de opgewekte postsynaptische stromen.Als er geen postsynaptische respons is, verplaats dan de stimulatie-elektrode naar een andere positie in de moleculaire laag en probeer de postsynaptische stromen op te nemen die door de nieuwe stimuluslocatie worden opgewekt. Gebruik na afloop van het experiment Clampfit om de amplitude van de opgewekte postsynaptische responsen van de pasgeboren neuronen te meten. Deze figuur toont GFP-expressie in pasgeboren neuronen in de gyrus dentatus van een volwassen muis 21 dagen na injectie van GFP-retrovirus.Let op, de pasgeboren neuronen zijn gemakkelijk te visualiseren en zowel de dendrieten als de axonen zijn robuust gelabeld. De dendrieten zijn de uitlopers die zich vanuit het soma uitstrekken in de moleculaire laag van de gyrus dentatus, en de axonen zijn ook zichtbaar in de hilus en het CA3-gebied. Deze figuur toont whole-cell current clamp-registraties van een pasgeboren granulecel van de gyrus dentatus, 21 dagen na injectie van P-U-X-G-F-P retrovirus in een volwassen muis.De bovenste trace laat actiepotentialen zien die zijn opgewekt door stroominjectie. Deze figuur toont postsynaptische stromen opgewekt in een pasgeboren granulecel van de gyrus dentatus 21 dagen na virusinjectie. Door stimulatie in de moleculaire laag.Het bestaan van de postsynaptische respons laat zien dat het pasgeboren neuron al is geïntegreerd in de bestaande neurale circuits en na zijn ontwikkeling synaptische input ontvangt van ENT van verschillende oorsprongen. Deze techniek baande de weg voor onderzoekers op het gebied van adulte neurogenese om de functionele integratie van pasgeboren neuronen in het volwassen brein te onderzoeken.

studying-the-integration-of-adult-born-neurons

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Volwassen geboren neuronen van de bulbus olfactorius kan optogenetically worden gecontroleerd met behulp van Channelrhodopsin2 expressie lentivirale injectie in de rostrale migratie stroom en chronische fotostimulering met een geïmplanteerd miniatuur LED.

Selectieve Viral Transductie van Adult geboren Olfactorische Neuronen voor chronische In vivo Optogenetic Stimulatie

Genetische Studie van de regeneratie van axonen met gekweekte volwassen dorsale wortel ganglion neuronen

Source: Gómez-Villafuertes, R., et. al., Live Imaging Followed by Single Cell Tracking to Monitor Cell Biology and the Lineage Progression of Multiple Neural Populations. J. Vis. Exp. (2017) The video demonstrates the process of preparing, imaging, and tracking adult neural stem cells in real time to study cellular behaviors, including division and differentiation.

 Live Imaging and Single-Cell Tracking to Monitor Neural Lineage in Adult Neural Stem Cells

Werkwijzen voor de manipulatie en analyse van NF-kB-afhankelijke volwassen hippocampus neurogenese beschreven. Een gedetailleerd protocol wordt gepresenteerd voor een dentate gyrus-afhankelijke gedragstest (genoemd het ruimtelijk patroon scheiding-Barnes doolhof) voor het onderzoek naar cognitieve uitkomst bij muizen. Deze techniek moet ook helpen onderzoek mogelijk te maken in andere experimentele instellingen.

Methoden voor de modulatie en analyse van NF-kB-afhankelijke Adult Neurogenese

Deze video-artikel illustreert een uitgebreid protocol om alle stadia van neurogenese van de hippocampus bij volwassenen binnen dezelfde weefselsectie te detecteren en te kwantificeren. We hebben een methode ontwikkeld om de beperkingen van indirecte meervoudige immunofluorescentie te overwinnen die zich voordoen wanneer geschikte antilichamen van verschillende gastheersoorten niet beschikbaar zijn.

Immunohistochemie en Multiple Labeling met antilichamen van dezelfde Host te onderzoeken soorten volwassen hippocampus Neurogenese

Uitdagende jonge neuronen in nieuwe hersengebieden kan het onthullen van belangrijke inzichten in hoe het milieu neuronale lot en rijping beeldhouwt. Dit protocol beschrijft een procedure om de oogst interneuron precursoren van specifieke hersengebieden en verplant ze ofwel homotopically of heterotopically in de hersenen van postnatale pups.

Homochronic transplantatie van Interneuron precursoren in vroege postnatale muis hersenen

Het doel van dit protocol is om een aanpak te beschrijven voor het analyseren van gedrag van volwassen neurale stam/voorlopercellen in reactie op chemogenetische manipulatie van een specifiek lokaal neuraal circuit.

Asgezegde circuit specifieke regulering van volwassen Hippocampal neurale precursor cellen

Het vermogen om stamcellen en hun nakomelingen permanent te markeren met een fluorofoor met behulp van een induceerbare transgene lineage tracing muislijn maakt ruimtelijke en temporele analyse van activering, proliferatie, migratie en / of differentiatie in vivo mogelijk. Lineage tracing kan nieuwe informatie onthullen over lineage commitment, reactie op interventie(s) en multipotentie.

Afstamming Tracering van induceerbare fluorescerend gelabelde stamcellen in het volwassen muizenbrein

Hier wordt een methode gepresenteerd om enkele kernen geïsoleerd uit de gyrus van de muis te sequencen die de meeste neuronen uitsluit door fluorescentie-geactiveerde kernen (FAN) -sortering. Deze aanpak genereert hoogwaardige expressieprofielen en vergemakkelijkt de studie van de meeste andere celtypen die in de niche zijn vertegenwoordigd, inclusief schaarse populaties zoals neurale stamcellen.

Fluorescentie-geactiveerde kernen negatieve sortering van neuronen gecombineerd met single nuclei RNA-sequencing om de hippocampale neurogene niche te bestuderen

Hier gebruiken we HD-MEA om ons te verdiepen in de computationele dynamica van grootschalige neuronale ensembles, met name in hippocampussen, olfactoriusbolcircuits en menselijke neuronale netwerken. Het vastleggen van spatiotemporele activiteit, gecombineerd met computationele tools, geeft inzicht in de complexiteit van neuronale ensembles. De methode verbetert het begrip van hersenfuncties en identificeert mogelijk biomarkers en behandelingen voor neurologische aandoeningen.

Vastleggen en analyseren van multimodale grootschalige neuronale ensembledynamiek op CMOS-geïntegreerde micro-elektrode-array met hoge dichtheid

Moderne neurowetenschappen moeten verschillen onderzoeken tussen veel soorten, waaronder laboratoriumknaagdieren en mensen. Toch ontstaan er technische problemen wanneer groothersenzoogdieren betrokken zijn. Deze benadering richt zich op intersoortelijke variatie van neuronale populaties bij zeer verschillende zoogdieren, wat vergelijkbare resultaten oplevert die in kaart kunnen worden gebracht om evolutionaire patronen te onthullen.

Een vergelijkende benadering voor kwantitatieve celtellingsstudies in zeer verschillende zoogdierhersenen

Leer functionele integratie van adult geboren neuronen bestuderen met retrovirale labeling en patch-clamp elektrofysiologie in muizen. Deze methode analyseert synaptische rijping en circuitvorming in de hippocampus.

Het bestuderen van de integratie van Adult geboren Neuronen

Meer video's verkennen