Name: In vivo Laser axotomy in C. elegans (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 18 s
Description: Leer laseraxotomie in C. elegans voor precieze neuronale doorsnijding in vivo met het MicroPoint-systeem. Deze kosteneffectieve methode maakt gedetailleerd onderzoek naar neuronale regeneratie mogelijk.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Werk in de Hammarlund lab wordt gefinancierd door: NIH subsidie ​​R01 NS066082-01 en T32GM007223, de Beckman Stichting, en de Ellison Medical Foundation.

1. Montage van het systeem De specifieke onderdelen van ons systeem zijn hieronder beschreven. Op de juiste wijze gemonteerd, de gebruiker moet in staat zijn om de microscoop zich met een hand, zet het podium met de andere (zowel met de muis of de joystick), moet u de laser met het voetpedaal, en hebben een duidelijk zicht op de on- beeld. <ol><li> Micropoint laser gemonteerd op de epi-fluorescentie-poort van een samengestelde microscoop. We maken gebruik van een Nikon 80i, maar elke research-grade rechtop of omgekeerd omvang zou moeten werken. Het Micropoint systeem omvat een aangepaste dichroic, die de fluorofoor dat de cellen die u wilt knippen etiketten moeten overeenkomen. Snijden cellen gelabeld met alternatieve fluoroforen vereist extra koudlichtspiegel. Bovendien, een puls generator en voetpedaal komen met de Micropoint systeem. </li><li> 100x, 1,4 NA olie doelstelling voor het uitvoeren van een operatie en het beoordelen van regeneratie, plus aanvullende doelstellingen als noodzakelijk voor het lokaliseren van de steekproef op de dia. We maken gebruik van een Nikon Plan Apo VC voor een operatie, en vinden dat een 4x nuttig is voor grof focussen en het vinden van de steekproef. </li><li> Gemotoriseerde podium met joystick. Een podium met zeer hoge nauwkeurigheid en reproduceerbaarheid is overbodig, aangezien het podium wordt alleen gebruikt voor het richten. We maken gebruik van een Prior Optiscan II (zie discussie). </li><li> Camera. De camera moet zorgen voor een frame rate voldoende om zich te concentreren en de gelabelde neurieten met het 100x objectief doel, terwijl het visualiseren van het beeld op de computer monitor. Wij geven de voorkeur verzachtende de verlichting licht tijdens de axotomy procedure om potentiële verstorende effecten van foto-bleken of schade (zie 1.7 hieronder) te vermijden. Zo is de camera moet gevoelig genoeg zijn om deze verlaagde lichtniveau tegemoet te komen. We maken gebruik van een Hamamatsu Orca 05G, en vinden dat de beeldvorming bij 16.3 Hz is voldoende. Gelijkwaardige camera's kunnen worden vervangen. </li><li> Computer, monitor, en imaging software die de camera kan rijden. Daarnaast gebruiken we de imaging software om de gemotoriseerde podium te manipuleren met een muis (zie discussie). </li><li> Lucht tafel. Deze eis kan variëren afhankelijk van de locatie, maar sinds een operatie wordt uitgevoerd met een 100x objectief, vinden we trillingisolatie van essentieel belang. </li><li> Licht te voorzien van lichtgeleider en sluitertijd mechanisme voor het verlichten van de fluorofoor. Het licht gids zal hechten aan de Micropoint. De sluiter mechanisme is nuttig om de lichtintensiteit te verlagen, onafhankelijk van de laser. We maken gebruik van een Prior Lumen 200 of een Leica EL6000, en verminderen tot 80% van het totale lichtintensiteit voor axotomy. </li></ol> 2. Laser setup Een gedetailleerd protocol in eerste instantie af te stemmen en de focus van de laser wordt geleverd met de Micropoint lasersysteem. We nemen aan dat de procedure met succes is gevolgd bij de eerste setup. Dit geldt ook voor het uitlijnen van de laser met het dradenkruis in het oculair. Hier hebben we een protocol voor regelmatig onderhoud van de focus van de laser en intensiteit. Zoals in de Micropoint handleiding, de gepulste laser stikstof in staat is om ernstige schade aan het menselijk oog. Zorg moeten worden genomen om nooit rechtstreeks in de laserstraal. Eenmaal geïnstalleerd, moet de barrière filter veilig te blokkeren straling door de oculairs. Cutting neuronen in een organisme ter grootte van een zandkorrel kan een uitdaging zijn. Sinds het gebied van schade door de laser is erg klein, is het essentieel om de drie-dimensionale plaats van de focus van de laser kennen om het monster precies doel. De laser focus is gevonden met behulp van de gespiegelde dia. Ten eerste, we controleren of de z locatie van de laser de focus van de focus van de beeldvorming pad wedstrijden. Vervolgens wordt de xy locatie van de schade richten gemarkeerd met kruizen in de imaging-software. Scherpstellen in de z-vlak <ol><li> Duw de filter met neutrale dichtheid ND16 (figuur 1a). We maken gebruik van grijsfilters in het epi-verlichting pad naar de laser verminderen tijdens het scherpstellen. Voor een nog fijnere scherpstellen, drukt u op zowel de ND16 en ND4 fluorescerende filters. </li><li> Stel de Micropoint laser om een ​​puls met de schakelaar op 'Select' (Figuur 1b), en vervolgens de filter wiel te verplaatsen naar de juiste lange-pass filter barrière (figuur 1c). </li><li> Plaats de gespiegelde schuiven op het podium en de focus op gaatjes in met de 4X doel met behulp van doorvallend licht. </li><li> Voeg een druppel immersie olie aan de gespiegelde glijbaan en richten op gaatjes met de 100X doelstelling. Open de sluiter van de camera met het optische pad schakelen hendel (figuur 1d) en de laser sluiter (Figuur 1e). Indien nodig, doorvallend licht intensiteit te verminderen, zodat de randen van de gaatjes zijn scherpe: dit zal helpen bij het scherpstellen precies. </li><li> Druk op het voetpedaal. Dit moet produceren een klein gaatje in de spiegel als de laser goed is scherpgesteld. </li><li> Focus van de microscoop iets boven het vlak van de gespiegelde glijbaan en weer schiet de laser. Dit moet een nog kleinerhole dan het eerste schot, of laten geen merk aan alles. Herhalen door zich te richten onder de gespiegelde dia. </li><li> Als er een gat wordt niet geproduceerd in 2,5, of als er een groter gat wordt geproduceerd bij het scherpstellen boven of onder het oppervlak van de spiegel, heroriëntatie van de laser met de scherpstelring op de ablatie hoofd. Controleer of het gat nog steeds goed is uitgelijnd met het dradenkruis in het oculair. Bij consequent gebruik, het z-vlak focus moet zelden worden aangepast. </li></ol> Scherpstellen in het xy-vlak <ol start="8"><li> Volg de stappen 2.1 tot 2.3 en druk op de pedaal om een ​​klein gaatje in de spiegel slide te maken. </li><li> Starten 'Live' capture mode uit de Elementen 'Acquire' menu. In de 'Measure' toolbar selecteer 'ROI editor', selecteer vervolgens de 'dubbele kruis' tool en sleep het vizier om ze af te stemmen met het centrum van het nieuwe gat. Klik op 'Save ROI' en vervolgens 'Exit editor' en hervatten Live-opnamemodus. </li><li> Activeer de 'muis XY' instelling in Elements op het podium te manipuleren met de muis. </li><li> Trek het filter met neutrale dichtheid (s) terug naar de oorspronkelijke positie (s), de laserpulsen ingesteld op 10, en verwijder de gespiegelde dia. </li></ol> Instellen van het vermogen van de laser <ol start="12"><li> De kracht van de laser moet worden aangepast tot het minimum vermogen dat nodig is om de neuron van uw keuze te snijden. Stel de stroom door het verplaatsen van de demper plaat (figuur 1f) tijdens het snijden leeft wormen (zie hieronder). Als het laservermogen te hoog is, zal dit leiden tot perifere schade of ontploffing een gat in de worm. Als het laservermogen te laag is, zal het niet verbreken van de neuron. Zodra het systeem is opgezet, de verzwakker positie moet maar zelden te worden gewijzigd. Als de laser wordt zwak, en de verzwakker plaat moet worden verplaatst om verder te gaan snijden, kan het een teken dat de kleurstof in de kleurstof cel moet worden vervangen (zie discussie). </li></ol> 3. Immobiliseren de wormen <ol><li> Bereid een oplossing van 3% gesmolten agarose in M9 (22mm KH2PO4, 42mm Na2HPO4, 85mm NaCl, 1 mM MgSO4). Doseer 5 ml van gesmolten agarose in een 15 ml Falcon buis. Vul een andere buis met water. Plaats de buisjes in een modulaire verwarmingselement ingesteld op 55 ° C. Vul het verwarmingselement met water om mini waterbaden voor elke buis te creëren. Opmerking: agarose kunnen worden bereid in grote hoeveelheden op voorhand en opnieuw gesmolten voor verdere experimenten. </li><li> Plaats twee lagen van de etikettering tape op elk van de twee dia's en een schoon objectglas tussen deze dia's. Doseer een daling van agarose met behulp van een plastic bol pipet naar het midden van de schoon objectglas en plaats een andere dia loodrecht op de eerste, zodat de resulterende agarose pad is de dikte van de twee stukken tape (figuur 2). Verwijder een van de twee dia's van het pad na 30 seconden. Spoel en bewaar de plastic pipet in de met water gevulde falcon tube voor gebruik met de volgende dia's. </li><li> Plaats vervolgens 3-5 pi van 0,10 micrometer of 0,05 micrometer polystyreen parels in het midden van het pad. Voeg 50-10 wormen uiten fluorescerend eiwit in de neuronen van belang. Als de neuronen van belang zijn asymmetrisch verdeeld over de linker-of rechterkant van de worm, gebruik dan een platina pick to wormen, zodat de juiste zijde naar boven is gericht flip. Wormen moet geplaatst worden op dia's binnen 10 minuten van de voorbereiding van de agarose pads. </li><li> Plaats voorzichtig een dekglas op de wormen. Na het plaatsen van het deksel slip, niet bewegen ten opzichte van de agarose pad omdat dit de cuticula verstoren en vernietigen van de wormen. Plaats de voorbereide dia op de microscoop podium. </li></ol> 4. Cut neuronen <ol><li> Direct licht in de oculairs met de optische pad schakelen hendel. Focus op de worm te snijden met de 4x doelstelling, plaats een druppel olie op de cover slip, en overschakelen naar de 100X doelstelling. Zet de optische pad naar de camera. </li><li> Gebruik de muis om het neuron van uw keuze bewegen onder het midden van het dradenkruis. Druk op het voetpedaal om de laser brand en verbreken van de neuronale proces. Indien nodig, kunnen twee sets van de pulsen worden gebruikt om het neuron te verbreken. In eerste instantie is het nuttig om precies bijhouden welke neuronen zijn uiteengevallen in individuele wormen om latere regeneratie te beoordelen. Bij het correct wordt uitgevoerd, laser axotomy produceert een kleine breuk in de neuron zonder significante schade aan de omliggende huid weefsel of andere neuronen (zie figuur 3). In bepaalde gevallen kan een klein litteken vormen rond de plaats van de verwonding. </li><li> Recover de wormen door het verwijderen van het deksel slip in een directe opwaartse beweging, zorg ervoor dat de wormen blijven op de agarose pad. NIET Schuif de dekglaasje af. Daarna, snijd de pad om de wormen met naald-neus pincet en plaats het gedeelte van agarose op een vers gezaaide NGM plaat met OP50 8. Plaats 10 pi van de steriele M9 op het pad om de wormen te bevrijden van de kralen en agarose te verwijderen. </li></ol> 5. Score neuronen voor regeneratie <ol><li> Bereid agarose pad zoals beschreven in stap 2.2. </li><li> Plaats wormen 3-5 &amp;mu, L van polystyreen parels. Breng een dekglaasje aan. Dia's kunnen achter elkaar worden bereid, of anders de wormen kunnen worden voorbereid en de dia's bewaard in 10 cm cultuur gerechten, elk met een vochtige Kimwipe om de agarose vochtig te houden. </li><li> Gebruik de 100X doelstelling om de verbroken neuronen te visualiseren. In veel neuronen, zal een neuronale stomp distaal van de snede site verborgen blijven. We maken gebruik van de aanwezigheid van dit overblijfsel als een aanwijzing dat de neuron inderdaad verbroken (figuur 4). De aanwezigheid van deze stam is het mogelijk om onderscheid te maken een neuron dat is uitgesneden en geregenereerd uit een die niet was afgesneden. Let op: zowel de distale en proximale stompen in eerste instantie terugtrekken na het snijden. </li><li> Beoordeel regeneratie. Een verscheidenheid van parameters kunnen worden bepaald. Een eenvoudige test is of de benadeelde neuron heeft een groei kegel (figuur 4a) gevormd en geregenereerd, of niet (figuur 4b). Als alternatief kan de lengte van neurieten worden getraceerd en vergeleken. </li></ol> 6. Representatieve resultaten Als voorbeeld beschrijven we een karakterisering van de regeneratie van de γ-aminoboterzuur (GABA) motorische neuronen. Deze neuronen, die wonen in de ventrale zenuw snoer en de omtrek uit te breiden processen om de dorsale zenuw koord, zijn essentieel voor een goede motoriek 9. GABA neuronen kan worden gevisualiseerd met het uitspreken van een genetisch gecodeerd fluorofoor, zoals groen fluorescerend eiwit (GFP), onder de controle van de unc -47 of -25 unc promotors (stammen EG1285 en CZ1200, respectievelijk, verkrijgbaar bij de C. elegans Genetic Center ). Mount L4-stadium wormen, zoals beschreven, flip de wormen, zodat de GABA neuronen op hun recht kanten naar boven en plaats de deksel slip. Snijd 1-3 van de achterste commissuren in elke worm, halverwege tussen de dorsale en ventrale snoeren. Vermijd het snijden commissuren dat kruis of fasciculate met andere commissuren, omdat deze later moeilijk te scoren. Recover wormen zoals beschreven. 18 tot 24 uur na een succesvolle axotomy, zullen de wormen hebben zich hersteld van de operatie en vertonen een normale motorische en eierleggende gedrag. Gooi wormen die zijn dood of ziek. Monteer de rest, zoals beschreven, en beoordelen van regeneratie. We meestal tot doel om minstens 30 cut neuronen per experimentele conditie te beoordelen. In oxIs12 dieren, zal doorgaans 60-70% van de afgehakte L4 GABA neuronen zijn begonnen met een groei kegel structuur, blijkt uit een verbreding van membraan bij de punt en de uitbreiding van een aantal neurieten takken, en gemigreerd van de snede site (figuur 4a). In veel gevallen zal de groei kegels zijn gemigreerd opnieuw te verbinden met de dorsale zenuw snoer, een aangrenzende neuronale commissuur, of de distale stomp. De resterende 30% van de neuronen zal ofwel geïnitieerd geen groei, de vorming van een stomp proximaal naar de site van axotomy, of zal hebben uitgebreid slechts kleine filopodia (figuur 4b). <img src="/files/ftp_upload/2707/2707fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. De UV-gepulste laser axotomy systeem. Specifieke onderdelen zijn: (a) ND filters (b) puls selector (c) filter wiel hendel (d) optische pad schakelen hendel (e) laser sluiter en (f) verzwakker plaat. <img src="/files/ftp_upload/2707/2707fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. Voorbereiden van een agarose pad. Ter voorbereiding op een agarose pad van de gewenste dikte, twee lagen tape (groen) worden geplaatst op twee dia's. Een dia is geplaatst tussen de eerste twee, en een daling van agarose wordt vervolgens toegevoegd aan de schone dia. Tot slot, is een kwart glijbaan loodrecht geplaatst om de eerste drie, wat resulteert in een pad, dat is de dikte van de twee stukken tape. <img src="/files/ftp_upload/2707/2707fig3.jpg" alt="Figuur 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 3"> Figuur 3. Vertegenwoordiger van GABA neuron axotomies. In een typisch experiment worden GABA neuron commissuren verbroken in het midden van de laterale aspect van de worm. Een afgehakte commissuur wordt getoond onmiddellijk vóór (links) en na (rechts paneel) axotomy. Alle beelden zijn gemaakt met een 100x olie doelstelling. <img src="/files/ftp_upload/2707/2707fig4.jpg" alt="Figuur 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 4"> Figuur 4. Representatieve resultaten van GABA neuron axotomies. 24 uur post-axotomy afgehakte axonen worden gescoord voor regeneratie. Een regenererende axon met een groei kegel (pijl) wordt getoond in (een), terwijl een niet-regenererende axon wordt gezien als een proximale stomp (pijl) in (b). De distale stomp van elke snede axon is te zien in elk paneel (pijlpunt) en is een indicatie dat de axon is verbroken.

<ol><li>Hammarlund, M., Nix, P., Hauth, L., Jorgensen, E. M., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axon+regeneration+requires+a+conserved+MAP+kinase+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Axon regeneration requires a conserved MAP kinase pathway.</a> Science. 323, 802-806 (2009).</li>
<li>Ghosh-Roy, A., Wu, Z., Goncharov, A., Jin, Y., Chisholm, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+and+Cyclic+AMP+Promote+Axonal+Regeneration+in+Caenorhabditis+elegans+and+Require+DLK-1+Kinase%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Calcium and Cyclic AMP Promote Axonal Regeneration in Caenorhabditis elegans and Require DLK-1 Kinase.</a> Journal of Neuroscience. 30, 3175-3183 (2010).</li>
<li>Wu, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caenorhabditis+elegans+neuronal+regeneration+is+influenced+by+life+stage%2C+ephrin+signaling%2C+and+synaptic+branchi+ng%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Caenorhabditis elegans neuronal regeneration is influenced by life stage, ephrin signaling, and synaptic branchi ng.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 104, 15132-15137 (2007).</li>
<li>Yan, D., Wu, Z., Chisholm, A. D., Jin, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+DLK-1+Kinase+Promotes+mRNA+Stability+and+Local+Translation+in+C.+elegans+Synapses+and+Axon+Regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The DLK-1 Kinase Promotes mRNA Stability and Local Translation in C. elegans Synapses and Axon Regeneration.</a> Cell. 138, 1005-1018 (2009).</li>
<li>Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurosurgery%3A+Functional+regeneration+after+laser+axotomy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Neurosurgery: Functional regeneration after laser axotomy.</a> Nature. 432, 822-822 (2004).</li>
<li>Gabel, C. V., Antoine, F., Chuang, C., Samuel, A. D. T., Chang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+nanosecond+laser+axotomy%3A+cavitation+dynamics+and+vesicle+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">In vivo nanosecond laser axotomy: cavitation dynamics and vesicle transport.</a> Optics Express. 16, 9884-9894 (2008).</li>
<li>Rao, G. N., Kulkarni, S. S., Koushika, S. P., Rau, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+nanosecond+laser+axotomy%3A+cavitation+dynamics+and+vesicle+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">In vivo nanosecond laser axotomy: cavitation dynamics and vesicle transport.</a> Optics Express. 16, 9884-9894 (2008).</li>
<li>Wood, W. B. The Nematode Caenorhabditis Elegans. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (1988).</li>
<li>McLntire, S. L., Jorgensen, E., Kaplan, J., Horvitz, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+GABAergic+nervous+system+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The GABAergic nervous system of Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 364, 337-341 (1993).</li>
<li>Bourgeois, F., Ben-Yakar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femtosecond+laser+nanoaxotomy+properties+and+their+effect+on+axonal+recovery+in%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Femtosecond laser nanoaxotomy properties and their effect on axonal recovery in.</a> C. elegans. Optics Express. 15, 8521-8531 (2007).</li>
<li>Chung, S., Mazur, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femtosecond+laser+ablation+of+neurons+in+C.+elegans+for+behavioral+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+A%3A+Materials+Science+%26+Processing%22%5BJournal%5D)">Femtosecond laser ablation of neurons in C. elegans for behavioral studies.</a> Applied Physics A: Materials Science & Processing. 96, 335-341 (2009).</li>
<li>Steinmeyer, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction+of+a+femtosecond+laser+microsurgery+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Construction of a femtosecond laser microsurgery system.</a> Nature Protocols. 5, 395-407 (2010).</li>
<li>Wang, Z., Jin, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+dissection+of+axon+regeneration.+Current+Opinion+in+Neurobiology%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Genetic dissection of axon regeneration. Current Opinion in Neurobiology.</a> , Forthcoming (2010).</li>
<li>Huang, X., Cheng, H. -J., Tessier-Lavigne, M., Jin, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MAX-1%2C+a+Novel+PH%2FMyTH4%2FFERM+Domain+Cytoplasmic+Protein+Implicated+in+Netrin-Mediated+Axon+Repulsion%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">MAX-1, a Novel PH/MyTH4/FERM Domain Cytoplasmic Protein Implicated in Netrin-Mediated Axon Repulsion.</a> Neuron. 34, 563-576 (2002).</li>
<li>McIntire, S. L., Reimer, R. J., Schuske, K., Edwards, R. H., Jorgensen, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+characterization+of+the+vesicular+GABA+transporter%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Identification and characterization of the vesicular GABA transporter.</a> Nature. 389, 870-876 (1997).</li>
<li>Fang-Yen, C., Gabel, C. V., Samuel, A. D. T., Bargmann, C. I., Avery, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFang-Yen%2C+C+%22Laser+microsurgery+in+C.+elegans+in+Methods+in+Cell+Biology%3A+Caenorhabditis+elegans%3A+Modern+Biological+Analysis+of+an+Organism%22">Laser microsurgery in C. elegans in Methods in Cell Biology: Caenorhabditis elegans: Modern Biological Analysis of an Organism</a>. , Elsevier Academic Press. Forthcoming Forthcoming.</li>
<li>Guo, S. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femtosecond+laser+nanoaxotomy+lab-on-a-chip+for+in+vivo+nerve+regeneration+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Femtosecond laser nanoaxotomy lab-on-a-chip for in vivo nerve regeneration studies.</a> Nature Methods. 5, 531-533 (2008).</li>
<li>Zeng, F., Rohde, C. B., Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sub-cellular+precision+on-chip+small-animal+immobilization%2C+multi-photon+imaging+and+femtosecond-laser+manipulation%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Sub-cellular precision on-chip small-animal immobilization, multi-photon imaging and femtosecond-laser manipulation.</a> Lab on a Chip. 8, 653-656 (2008).</li>
<li>Rohde, C. B., Zeng, F., Gonzalez-Rubio, R., Angel, M., Yanik, M. F., F, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+system+for+on-chip+high-throughput+whole-animal+sorting+and+screening+at+subcellular+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Microfluidic system for on-chip high-throughput whole-animal sorting and screening at subcellular resolution.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 104, 13891-13895 (2007).</li>
<li>Hulme, S. E., Shevkoplyas, S. S., Apfeld, J., Fontana, W., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfabricated+array+of+clamps+for+immobilizing+and+imaging+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">A microfabricated array of clamps for immobilizing and imaging C. elegans.</a> Lab on a Chip. 7, 1515-1523 (2007).</li>
<li>Ben-Yakar, A., Chronis, N., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics+for+the+analysis+of+behavior%2C+nerve+regeneration%2C+and+neural+cell+biology+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Microfluidics for the analysis of behavior, nerve regeneration, and neural cell biology in C. elegans.</a> Current Opinion in Neurobiology. 19, 561-567 (2009).</li>
<li>Samara, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+in+vivo+femtosecond+laser+neurosurgery+screen+reveals+small-molecule+enhancer+of+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Large-scale in vivo femtosecond laser neurosurgery screen reveals small-molecule enhancer of regeneration.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2010).</li>
<li>Nelson, F. K., Riddle, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+study+of+the+Caenorhabditis+elegans+secretory-excretory+system+using+laser+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Zoology%22%5BJournal%5D)">Functional study of the Caenorhabditis elegans secretory-excretory system using laser microsurgery.</a> Journal of Experimental Zoology. 231, 45-56 (1984).</li>
<li>Sulston, J. E., White, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+and+cell+autonomy+during+postembryonic+development+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Regulation and cell autonomy during postembryonic development of Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 78, 577-597 (1980).</li>
<li>Kimble, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alterations+in+cell+lineage+following+laser+ablation+of+cells+in+the+somatic+gonad+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Alterations in cell lineage following laser ablation of cells in the somatic gonad of Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 87, 286-300 (1981).</li>
<li>Allen, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-synapse+ablation+and+long-term+imaging+in+live+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Single-synapse ablation and long-term imaging in live C. elegans.</a> Journal of Neuroscience Methods. 173, 20-26 (2008).</li>
<li>Pujol, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+Innate+Immune+Responses+to+Infection+and+Wounding+in+the+C.+elegans+Epidermis%5BTitle%5D)+AND+%22Current+biology%22%5BJournal%5D)">Distinct Innate Immune Responses to Infection and Wounding in the C. elegans Epidermis.</a> Current biology. CB 18, 481-489 (2008).</li>
</ol>

Een verscheidenheid van laser systemen zijn gebruikt om neurieten in C. gesneden elegans, en verscheidene studies hebben onderzocht hun prestaties in detail 3,7,10,11. De Micropoint laser die in ons protocol is een turn-key systeem dat is eenvoudig te installeren en te onderhouden, en is beschikbaar tegen een lage kostprijs voor onderzoekers in vergelijking met een Ti-saffier-laser systeem. Vergeleken met een Ti-Sapphire systeem, echter, is de Micropoint laser verwacht dat schade aan een groter gebied, die ongunstig kunnen zijn voor sommige toepassingen veroorzaken. Als een Ti-Sapphire systeem gewenst is, een uitstekende protocol op het opbouwen van een dergelijk systeem is beschikbaar 12. Het huidige protocol kan worden uitgevoerd op een verscheidenheid van neuronen in C. elegans, maar merken we dat de verschillen in de regeneratieve vermogen tussen de verschillende soorten neuronen zijn 13 verwacht. Daarnaast kunnen verschillende transgene achtergronden van invloed zijn regeneratieve succes. Hoewel het percentage van de regeneratie van GABA neuronen is redelijk consistent tussen de verschillende transgene marker stammen, hebben wij een algemene lichte stijging van de regeneratie in juIs76 14 vs oxIs12 15 wormen. Verschillen tussen markers van het touch neuronen zijn ook beschreven 2. Wij geven de voorkeur aan de wormen te immobiliseren met microbolletjes in plaats van verdoving als de korrels resulteren in een snellere en meer consistente immobilisatie 16. Dit is ook voordelig zijn als we in staat zijn om regeneratie vrij zijn van elke mogelijke verstorende effecten als gevolg van anesthesie 17 te observeren. Een alternatief narcose-vrije methode voor immobilisatie is het gebruik van microfluïdische apparaten. Het gebruik van microfluidics voor axotomy is uitvoerig beschreven 17-22. We vinden dat bij consistent gebruik, de laser functioneert het beste wanneer de Cumarine 440 in de kleurstof cel wordt veranderd eenmaal per week na de procedure die in de Micropoint handleiding. Indien nodig kan de demping schuif worden gebruikt om de macht te vergroten, maar dit kan een indicatie van de oude verf-of laser-uitlijning worden. Ook de kleurstof cel heeft een beperkte levensduur en zal uiteindelijk moeten worden herbouwd of vervangen (Zie Problemen oplossen). Het kan moeilijk zijn om de doelstelling van neurieten manoeuvreren onder het dradenkruis, dat de laser gericht merk, vooral als het dier onvolledig is verlamd. We vinden dat een handleiding fase niet optimaal is voor dit doel, maar het is zeker bruikbaar. Een joystick-gecontroleerde gemotoriseerde fase is nauwkeuriger, en we vinden dat het gebruik van software dat beeld te slepen met de muis naar de gemotoriseerde fase over te gaan ondersteunt het beste is. Nikon Elements biedt deze functie en wordt beschreven in dit protocol, maar de vrije micromanager pakket, evenals andere imaging-software, kunnen vergelijkbare functionaliteit. Een andere manier van fijne gericht is om de laser focus te verplaatsen, in plaats van het dier. Een galvanometer beam-stuurmechanisme is beschikbaar als een add-on aan de Micropoint laser, indien deze aanpak de voorkeur. Naast de toepassing ervan op de studie van de neuronale regeneratie, kan de laser worden gebruikt om andere soorten cellen, zoals huid, spieren of gespecialiseerde cellen ablatie, of te verstoren specifieke neuronale synapsen 23-27. Bovendien zou paden die de degeneratie van neuronen die letsel of ziekte gepaard gaat regelen onderzocht worden met dit systeem. Als zodanig zal het gebruik van gepulste lasers blijven licht te werpen op zowel de genetische factoren en de cel biologische veranderingen die neuronale regeneratie en andere relevante processen te vergemakkelijken. Problemen oplossen: Hier beschreven zijn enkele veel voorkomende problemen en hun bijbehorende oplossingen. <ol type="a"><li> De laser is niet goed te snijden. Dit komt waarschijnlijk omdat ofwel de laser uit focus is (zie punt 2), of de kleurstof in de kleurstof cel moet worden vervangen (zie Micropoint handleiding). Als alternatief kan de kleurstof cel moeten worden vervangen of herbouwd. </li><li> De wormen bewegen op agarose pad. Dit is meestal een teken dat de agarose pad is te vochtig. Wij vinden dat pads moeten worden gelaten gedurende ongeveer 30 seconden voordat wormen worden geplaatst op hen om dit probleem te omzeilen. U kunt ook proberen met behulp van de kleinere (0,05 pm) microbolletjes. </li><li> Het herstel van de wormen is moeilijk en inefficiënt. Dit kan worden veroorzaakt door onjuiste dekglaasje verwijderen of door een droge agarose pad. Als het pad te droog is, zult u merken dat de axonen een geparelde uitstraling te ontwikkelen. In sommige gevallen komt dit doordat de wormen waren niet op de pad al snel nadat het gemaakt werd. Als alternatief kan een oude voorraad van agarose-oplossing hebben een hoger dan 3% concentratie na herhaalde smelten. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><th> Naam van het serum </th><th> Vennootschap </th><th> Catalogus nummer </th><th> Reacties </th></tr><tr><td> 0.05 um polystyreen korrels </td><td> Polysciences, Inc </td><td> 08691 </td><td></td></tr><tr><td> 0,10 micrometer polystyreen korrels </td><td> Polysciences, Inc </td><td> 00876 </td><td></td></tr><tr><td> Agarose GPG / LE </td><td> Amerikaanse Bioanalytical </td><td> 00972 </td><td> Ultra puur </td></tr><tr><td> Falcon 14 ml Polystyreen Round-Bottom Tube </td><td> BD Biosciences </td><td> 352057 </td><td> 17 x 100 mm stijl, nonpyrogenic </td></tr><tr><td> Thermo Scientific Plain voorgereinigde objectglaasjes </td><td> Erie Scientific Company </td><td> 420-004T </td><td> 3 &quot;x 1&quot; x 1 mm </td></tr><tr><td> Dekglaasjes </td><td> VWR </td><td> 48366 205 </td><td> 18 mm x 18 mm No 1 1 / 2 </td></tr><tr><td> KIMTECH Science Kimwipes </td><td> Kimberly-Clark </td><td> 34155 </td><td></td></tr><tr><td> BD Falcon 100 x 15mm Style Petri Dish </td><td> BD Biosciences </td><td> 351029 </td><td></td></tr><tr><td> Tape blanco 3/4w x 500L </td><td> TimeMed </td><td> T-512 </td><td></td></tr><tr><td> Immersie olie </td><td> Nikon </td><td></td><td> Type A, nd = 1.515 </td></tr><tr><td> EG1285 of CZ1200 </td><td> C. elegans Genetische Center </td><td> http://www.cbs.umn.edu/CGC/strains/ </td><td></td></tr><tr><td> Optiscan II </td><td> Voorafgaande wetenschappelijke </td><td></td><td></td></tr><tr><td> NIS-Elements Ar of Br </td><td> Nikon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Micropoint Ablation Laser System </td><td> Photonic Wetenschappelijke </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Samengestelde microscoop </td><td> Nikon </td><td> Eclipse 80i </td><td></td></tr><tr><td> Hamamatsu Camera </td><td> Hamamatsu Photonics </td><td> Model C8484-05G01 </td><td></td></tr><tr><td> Dell Precision T3400 PC met Intel Core 2 Duo </td><td> Dell </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Windows XP Professional </td><td></td><td> Microsoft </td><td> Versie 2002, Series Pack 3 </td></tr><tr><td> Dual droge bad Incubator </td><td> Fisher Scientific </td><td></td><td> Analoge controles </td></tr><tr><td> 4X Plan Fluor doel </td><td> Nikon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 100X Plan Apo VC olie doel </td><td> Nikon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5 / 45 pincetten </td><td> Dumont </td><td> 11251-35 </td><td> Dumoxel standaard tips, kan ook gebruik maken van # 7 </td></tr><tr><td> Ontleden Microscoop </td><td> Nikon </td><td> SMZ800 </td><td> Met de NI-150 High Intensity Illuminator </td></tr></tbody></table>

in vivo laser axotomy in c. elegans

In vivo Laser Axotomy in C. elegans

Neuronen communiceren met andere cellen via axonen en dendrieten, slanke membraan extensies die pre-of post-synaptische specialisaties bevatten. Als een neuron wordt beschadigd door verwonding of ziekte, kan regenereren. Cel-intrinsieke en extrinsieke factoren beïnvloeden het vermogen van een neuron te regenereren en te herstellen functie. Onlangs heeft de nematode C. elegans heeft zich ontpopt als een uitstekend model organisme om genen te identificeren en signaalwegen die de regeneratie van neuronen 1-6 beïnvloeden. De belangrijkste manier om neuronale herstel in te leiden met C. elegans is laser-gemedieerde snijden, of axotomy. Tijdens de axotomy, is een fluorescent-gelabeld neuronale proces verbroken met behulp van hoge-energie-pulsen. Aanvankelijk neuronale regeneratie in C. elegans werd onderzocht met behulp van een versterkte femtoseconde laser 5. Echter, de daaropvolgende regeneratie studies aangetoond dat een conventionele gepulste laser kan worden gebruikt om nauwkeurig te scheiden neuronen in vivo en roepen een soortgelijke regeneratieve respons 1,3,7. We presenteren een protocol voor het uitvoeren van in vivo laser axotomy in de worm met behulp van een Micropoint gepulste laser, een turnkey-systeem, dat is gemakkelijk beschikbaar is en dat is op grote schaal gebruikt voor gerichte cel ablatie. We beschrijven het uitlijnen van de laser, het monteren van de wormen, snijden specifieke neuronen, en het beoordelen van de daaropvolgende regeneratie. Het systeem biedt de mogelijkheid om grote aantallen neuronen in meerdere wormen gesneden tijdens een experiment. Zo, laser axotomy zoals hierin beschreven is een efficiënt systeem voor het initiëren en analyseren van het proces van regeneratie.

Een protocol om neuronen snijden in<em&gt; C. elegans</em&gt; Met een Micropoint gepulste laser wordt gepresenteerd. We beschrijven het opzetten van het systeem, immobiliseren wormen en verbreken van het label neuronen. Voordelen zijn een relatief low-cost systeem en de mogelijkheid om neuronale processen of ablatie cellen verbreken<em&gt; In vivo</em&gt;.

In vivo Laser axotomy in C. elegans

Neuronen communiceren met andere cellen via axonen en dendrieten, slanke membraanuitstulpingen die presynaptische of postsynaptische specialisaties bevatten. Als een neuron ...

Het algemene doel van deze procedure is om de neuronen van CL nauwkeurig in vivo met een laser door te snijden. Dit wordt bereikt door het taxotomiesysteem te assembleren en de laser nauwkeurig te focussen, uit te lijnen en het vermogen hiervan aan te passen. Wanneer wormen op een objectglas worden geïmmobiliseerd, kunnen hun neuronen met precieze spatiale en temporele controle worden doorgesneden.De mate waarin doorgesneden neuronen regenereren wordt vervolgens gemeten door te scoren op groeikegels en/of door de lengte van de neurieten te bepalen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek ten opzichte van bestaande methoden, zoals de femtoseconde-laser, is dat de micropunt-pulslaser een kosteneffectief systeem is dat eenvoudig op te stellen en te onderhouden is en gemakkelijk aanpasbaar is voor een breed scala aan toepassingen, hoewel we deze methode gewoonlijk toepassen om de regeneratie van GABA-motorneuronen te bestuderen. Het systeem kan ook worden gebruikt om andere celtypen te ablateren, zoals huidspiercellen of specifieke neuronale synapsen.Deze methode vereist een micro-punt lasersysteem. De laser wordt gemonteerd op de epifluorescentiepoort van een samengestelde microscoop en bevat een enkele dichroïsche spiegel die overeenkomt met de fluorofoor in de te snijden cellen, een pulsgenerator en een voetpedaal om de laser te bedienen. De microscoop moet minimaal zijn uitgerust met een 100x 1,4 NA olie-objectief en een 4x objectief.Gebruik een gemotoriseerde tafel met joystickbediening, gemonteerd op een luchttafel voor de verlichting. Een lichtbron met lichtgeleider en een sluiter mechanisme is bevestigd aan de micro-puntlaser. Het sluiter mechanisme is nuttig om de verlichtingsintensiteit onafhankelijk van de laser te verminderen.Een camera die is aangesloten op een computer vereist een framerate van ten minste 16 hertz en moet goed functioneren bij weinig licht. De computer vereist beeldverwerkingssoftware, zoals Nikon elements, om de neuronen te bekijken, de camera aan te sturen en de gemotoriseerde tafel te bedienen. Wanneer het systeem volledig is gemonteerd, kan de gebruiker de microscoop met één hand scherpstellen, de tafel met de andere hand bewegen, de laser met het voetpedaal activeren en een duidelijk zicht hebben op het beeld op het scherm.Het doorsnijden van neuronen in een organisme ter grootte van een zandkorrel kan uitdagend zijn. Om dit te bereiken, moet de laser in alle drie de dimensies strak worden gefocust. Begin met het focussen van het Z-vlak.Schuif het neutrale dichtheidsfilter ND 16 in om de laser te dempen voor een nauwkeurigere focussering, door zowel het ND 16-filter als de vier fluorescentiefilters in te schuiven. Stel vervolgens de micro-puntlaser in op één puls met de schakelaar op selectie, en draai daarna het filterwiel naar het juiste long-pass barrièrefilter. Plaats nu een gespiegelde slide op de tafel en focus met het 4x objectief en doorgelaten licht op de pinholes in de slide.Zodra de focus is ingesteld, wordt een druppel immersieolie op het objectglas aangebracht en wordt er opnieuw gefocust op de pinholes met het 100-voudige objectief. Gebruik vervolgens de hendel voor het schakelen van het optische pad om de camerashutter en de lasershutter te openen. Als het lastig is om een nauwkeurige focus te verkrijgen, dient de intensiteit van het doorgelaten licht te worden verminderd zodat de randen van de pinhole scherp zijn.Om de focus te testen, gebruikt u het voetpedaal om de laser te activeren. Als het Z-vlak correct is gefocust, moet er een klein gaatje in de spiegel verschijnen. Focus de microscoop nu iets boven het vlak van het gespiegelde objectglas en activeer de laser opnieuw.Dit zou een nog kleiner gat moeten maken dan bij het eerste schot, of helemaal geen markering moeten achterlaten. Dezelfde resultaten moeten zichtbaar zijn bij het focussen onder het gespiegelde objectglas. Als er echter een groter gat ontstaat, moet de laser opnieuw worden gefocust met de focusring op de ablatiekop.Controleer ten slotte of het gat nog steeds correct is uitgelijnd met het kruisdraad in het oculair. Bij consistent gebruik hoeft de focus in het Z-vlak zelden te worden aangepast. Om de laser in het XY-vlak te focussen, maakt u een tweede gat in de spiegel en opent u vervolgens de software in Nikon elements.Activeer de live-capturemodus in het acquisitiemenu. Selecteer in de meetwerkbalk de ROI-editor, kies het dubbele kruisgereedschap en sleep het kruiskoord om dit uit te lijnen met het centrum van het nieuwe gat. Klik op ROI opslaan en verlaat vervolgens de editor om de live-capture te hervatten.Om de tafel met de muis te besturen, activeert u de muis XY-instelling. De laser is nu gefocust. Zet de neutrale dichtheidsfilters terug naar hun oorspronkelijke positie en stel de laserpulsen in van één naar 10 voor toekomstig gebruik.Bereid eerst een oplossing van 3% gesmolten aros in M nine-oplossing voor en pipetteer ongeveer 5 ml in een buis van 50 ml. Plaats de buis in een waterbad van 55 tot 65 °C en bewaar het restant voor toekomstig gebruik. Gebruik nu twee objectglazen voorzien van etiketten.Plak een paar schone objectglazen aan elkaar en voeg een druppel agarose toe om een bedje te maken waarop de wormen kunnen worden geplaatst. Na 30 seconden is de agarose gestold; pipetteer drie tot vijf µL polystyrene beads van 0,05 tot 0,1 µm op het bedje. Plaats binnen 10 minuten snel vijf tot 10 transgene wormen met een platina pick op de beads, zodat hun gelabelde neuronen gemakkelijk zichtbaar zijn. Plaats voorzichtig een standaard dekglas op de wormen om beschadiging te voorkomen.Schuif het heen en weer. Het wormpreparaat is nu gereed voor het uitvoeren van taxonomies. Lokaliseer de wormen met behulp van het oculair bij een viervoudige vergroting, stel opnieuw scherp met het 100x objectief, schakel het doorgelaten licht uit, zet de fluorescentie aan en schakel het optische pad over naar de camera.Gebruik de muis om het neuron in het midden van het kruisdraad te plaatsen. Activeer vervolgens de laser met het voetpedaal. De juiste laserintensiteit zal het neuron in één of twee pulsen doorsnijden.Te veel laservermogen zal perifere schade veroorzaken of een gat in de worm branden; om het vermogen van de laser aan te passen, moet de dempingsplaat worden verplaatst. Als de laser zwakker wordt, kan de positie van de dempingsplaat worden aangepast om het snijden voort te zetten. Dit is echter waarschijnlijk een indicatie dat de Kumar in four 40 in de D-cel van de laser moet worden vervangen wanneer dit correct wordt uitgevoerd.Laser-taxotomie veroorzaakt een kleine onderbreking in het neuron. In bepaalde gevallen kan er een klein litteken ontstaan rond de plaats van het letsel. In de praktijk worden er tussen de één en drie neuronen per dier doorgesneden, maar er is geen theoretische limiet.Wanneer u klaar bent, herstelt u de wormen door het dekglas in een rechtlijnige opwaartse beweging te verwijderen, waarbij u er op let dat de wormen op het agarosepad blijven. Verschuif het dekglas niet. Gebruik pincetten met een spitse punt om het pad rondom de wormen uit te snijden.Plaats het kussentje op een vers gezaaide NGM-plaat met OP 50 en laat de wormen vrij met 10 µL steriele M9. Tussen acht en 48 uur na de exotomie kan de regeneratie worden beoordeeld; om dit te doen, monteert u de gezonde wormen opnieuw op drie tot vijf µL polystyreenbolletjes en visualiseert u hun neuronen in doorsneden neuronen. Een neuronale stomp distaal van de snijplaats blijft behouden. Zowel de distale als de proximale stompen trekken aanvankelijk terug na het snijden, maar regeneratie wordt verwacht vanuit de proximale stomp.Regeneratie kan worden gescoord op basis van de vorming van een groeikegel. Als alternatief kan de neurietenlengte worden gevolgd en vergeleken; doorgaans vormen 60 tot 70% van de GABA-neuronen groeikegels binnen 24 uur na het doorsnijden. Als de laser niet correct snijdt, komt dit waarschijnlijk doordat de laser niet in focus is of doordat de kleurstof in de kleurcel moet worden vervangen.Bovendien, als u merkt dat de wormen rondbewegen, komt dit waarschijnlijk doordat het agros-kussen te vochtig is. We hebben vastgesteld dat de kussens ongeveer 30 seconden moeten rusten voordat de wormen erop worden geplaatst om dit probleem te voorkomen. Daarnaast kunt u proberen microbeads van een kleinere afmeting te gebruiken om de wormen te immobiliseren.Ten slotte, als u merkt dat de axonen een kralachtig uiterlijk hebben, is dit waarschijnlijk omdat het agar-kussen te droog is. Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u het micro-point lasersysteem opstelt. Monteer wormen voor taxotomie, snijd individuele neuronen door en beoordeel de daaropvolgende regeneratie.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Hier beschrijven we een methode voor het monteren van zebravis embryo's voor de lange termijn imaging, twee-foton beeldvorming en weefsel-schade technieken en time-lapse confocale beeldvorming.

Twee-foton axotomy en time-lapse confocale imaging in levende zebravis embryo&#39;s

Laser-axotomie gevolgd door time-lapse-imaging is een gevoelige methode om de effecten van mutaties in C. elegans op axonregeneratie te analyseren. Een hoogwaardig, maar goedkoop laserablatiesysteem kan eenvoudig aan de meeste microscopen worden toegevoegd. Time-lapse-imaging over een periode van 15 uur vereist een zorgvuldige immobilisatie van de worm.

De bouw van een Low-budget Laser axotomy Systeem om Axon Regeneration Study in C. elegans</em

Deze video introduceert een methode van laserwonden, die wordt gebruikt om zeer nauwkeurige verwondingen in de wormepidermis te veroorzaken.  Het monsterprotocol is afkomstig van een onderzoek naar wondrespons en herstel.

Epidermale laserwonden: gelokaliseerde schade veroorzaken om reparatieprocessen in C. elegans te onderzoeken

Deze video beschrijft de methode om axonen in zebravisembryo's te verwonden met behulp van twee fotonlaseraxotomie en het observeren van axonale herstel van letsel.

Twee-Foton Laser Axotomie: Een methode om axonen in zebravisembryo's te verwonden en axonale herstel te observeren

Met zijn kleine transparante lichaam, goed gedocumenteerde neuroanatomie en een groot aantal vatbaar genetische technieken en...

In vivo neuronale calcium Imaging in C. elegans

Twee-foton beeldvorming, gekoppeld aan laser nanodissection, zijn nuttige hulpmiddelen om degeneratieve en regeneratieve processen te bestuderen in het centrale zenuwstelsel met subcellulaire resolutie. Dit protocol laat zien hoe u een label, afbeelding en ontleden enkele klimmen vezels in de cerebellaire schors in vivo.

Laser nanosurgery van Cerebellar Axonen<em&gt; In Vivo</em

De huid van de volwassen C. elegans is een hanteerbaar model voor studies van epitheliale wondreacties, inclusief wondgenezing, littekenvorming en aangeboren immuniteit.

Methoden voor de huid De verwondingen en Testen voor Wond Reacties in C. elegans

Laserablatie is een breed toepasbare technologie voor het bestuderen van regeneratie in biologische systemen. Het gepresenteerde protocol beschrijft het gebruik van een standaard laserscanning confocale microscoop voor laserablatie en de daaropvolgende time-lapse beeldvorming van het regenereren van interneuromastcellen in de zebravis laterale lijn.

Confocale Microscoop-gebaseerde Laser Ablatie en Regeneratie Test in Zebrafish Interneuromast Cellen

Een protocol voor het in beeld brengen van de dynamische microtubuli in vivo met behulp van fluorescerend gelabeld Eindbindend eiwit is gepresenteerd. We beschreven de methoden om de dynamische microtubuli in het posterieure laterale microtubuli (PLM) neuron van C. elegans te labelen,in beeld te geven en te analyseren .

In vivo Beoordeling van microtubule dynamica en oriëntatie in Caenorhabditis elegans neuronen

Dit protocol demonstreert de lasercelablatie van individuele neuronen in intacte Drosophila-larven . De methode maakt het mogelijk om het effect te bestuderen van het verminderen van competitie tussen neuronen in het zich ontwikkelende zenuwstelsel.

Lasercelablatie in intacte Drosophila-larven onthult synaptische competitie

Leer laseraxotomie in C. elegans voor precieze neuronale doorsnijding in vivo met het MicroPoint-systeem. Deze kosteneffectieve methode maakt gedetailleerd onderzoek naar neuronale regeneratie mogelijk.

In vivo Laser axotomy in C. elegans

Meer video's verkennen