Name: Handmatig Restraint en Common Compound Administratie Routes bij muizen en ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: Leer handmatige fixatie en toedieningsroutes bij muizen en ratten voor dierexperimenteel onderzoek. Deze methoden omvatten injectietechnieken en orale toediening voor veilig en diervriendelijk werken.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Het hier gepresenteerde onderzoek werd ondersteund door Charles River.

<ol><li>Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+routes+of+administration+and+factors+to+consider%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider.</a> JAALAS. 50, 600-613 (2011).</li>
<li>Diehl, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).</li>
<li>Hurst, J. L., West, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taming+anxiety+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Taming anxiety in laboratory mice.</a> Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).</li>
<li>Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+gentling+programme+on+the+behaviour+of+laboratory+rats+towards+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).</li>
<li>Cloutier, S., Newberry, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+conditioning+technique+to+reduce+stress+associated+with+repeated+intra-peritoneal+injections+in+laboratory+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).</li>
<li>Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methodology+of+fever+research%3A+why+are+polyphasic+fevers+often+thought+to+be+biphasic%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic.</a> Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).</li>
<li>Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+equipment+considerations%2C+vehicle+selection%2C+and+solute+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation.</a> JAALAS. 50, 614-627 (2011).</li>
<li>Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+route+of+absorption+of+intraperitoneally+administered+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">The route of absorption of intraperitoneally administered compounds.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+Mouse+Handbook%22">Laboratory Mouse Handbook</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LAT+Training+Manual%22">LAT Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LATg+Training+Manual%22">LATg Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>Barnett, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarnett%2C+SW+%22Manual+of+Animal+Technology%22">Manual of Animal Technology</a>. , Wiley-Blackwell. 440(2007).</li>
<li>Baumans, V., Pekow, C. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaumans%2C+V+%22Handbook+of+Laboratory+Animal+Science%22">Handbook of Laboratory Animal Science</a>. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).</li>
<li>Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBogdanske%2C+JJ+%22Laboratory+Mouse+Procedural+Techniques%22">Laboratory Mouse Procedural Techniques</a>. , CRC Press. (2011).</li>
<li>Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDanneman%2C+P+%22The+Laboratory+Mouse%22">The Laboratory Mouse</a>. , CRC Press. (2000).</li>
<li>Sharp, P. E., La Regina, M. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharp%2C+PE+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. , CRC Press. (1998).</li>
</ol>

De auteurs zijn werknemers van Charles River.

Dit protocol moet worden gezien als een inleiding tot dier behandeling en toediening van de teststof bedoeld als aanvulling op hands-on training verstrekt op faciliteit van de onderzoeker. De middelen van terughoudendheid die zullen worden gebruikt en de routes van toediening van de teststof moet worden overwogen in de experimentele opzet en wanneer het onderzoeksprotocol of ethische commissie protocol wordt geschreven. Training in dier-gerelateerde procedures is essentieel voor het succes van het onderzoek. Voor de meeste experimenten uit te voeren, moeten de dieren worden behandeld door onderzoekers, en hoe beter de handling van dieren, de minder gestrest het dier 3. Gewennen dieren zacht menselijk contact kan verminderen stress en maken dieren meer traceerbaar proefpersonen 4,5. Handling stress is aangetoond dat sommige vormen van onderzoek 6 beïnvloeden en het is mogelijk kan anderen treffen. Restraint van knaagdieren moet worden bereikt met een zorgvuldige, maar stevige behandeling (een voorlopigegrip is waarschijnlijk resulteren in schade aan knaagdieren en handler) en moet voor de kortste duur praktisch. Bevestigingssystemen zijn veelal gekozen op basis van de grootte van het dier of de gevraagde toegang. Bijvoorbeeld, het volwassen ratten door het nekvel, hoewel mogelijk, is dikwijls met sterke weerstand van de rat, vooral als de onervaren handler is. Het houden van een muis of rat met de hand kan de toegang tot de staart aderen moeilijk en een bevestigingssysteem apparaat wordt vaak gekozen om het dier te houden zo stil mogelijk. Wanneer onderzoekers dieren behandelen, worden ze vaak zoek naar een verbinding of biologische voor verdere studie beheren. De route van toediening van stoffen beïnvloeden absorptie, biologische beschikbaarheid en geschiktheid voor een bepaald experiment. Bekendheid met verschillende routes moet onderzoekers de mogelijkheid om hun stof beheren op de best mogelijke manier voor hun onderzoek. Bijvoorbeeld, een route die snelle absorptie van een stof bevordert, Zoals intraveneuze of intraperitoneale, mag niet worden gebruikt indien de onderzoeker wil beheer van de stof in een langer werkende wijze. Recente reviews van enkele van deze technieken en overwegingen voor volume, materiaal en opgeloste te vinden in twee artikelen door Turner et al.. 1,7 Wanneer stoffen worden toegediend aan laboratorium-knaagdieren moet rekening worden gehouden met de juiste omvang van de apparatuur en hoeveelheid stof (aangegeven in tabel 1). Verkeerde afmeting apparatuur of grote hoeveelheden kan leiden tot ongemak, letsel of overlijden van het dier. In het algemeen, stoffen parenteraal toegediend zijn steriel, behalve wanneer de onderzoeks doelen zou dit onmogelijk maken (dat wil zeggen, bacteriële studies). Verbindingen en biologische moet in opgeloste of voertuig dat minimale gevolgen voor het dier zal. Een fysiologische pH (7.3 -7.4) wordt goed geaccepteerd, zeker voor subcutane, intramusculaire en intraperitoneal routes. Niet-fysiologische pH levels in verbindingen die toegediend via deze routes kan resulteren in pijn of necrose en weefselbeschadiging. Bredere bereik van de pH worden getolereerd met de maag en intraveneuze toediening 7. In kleine knaagdieren, andere belangrijke overweging is de mogelijkheid koelen naarmate grotere volumes kamertemperatuur vloeistoffen worden gegeven. Als er vloeistof worden intraveneus of intraperitoneaal toegediend, in het bijzonder ter ondersteuning van een zieke dier, moeten zij worden opgewarmd tot lichaamstemperatuur (37 ° C). De routes van toediening die in dit protocol zijn die vaak gebruikt in tal van onderzoeksprogramma&#39;s, zijn eenvoudig te beheersen, en in het algemeen niet nodig anesthesie. Een bijna oneindige verscheidenheid van methoden voor toediening zijn echter mogelijk, met inbegrip van intracraniële, intrathecale, epidurale, intratracheale, intraossale, en intra-articulaire om er maar een paar te noemen. Training in deze gespecialiseerde routes van toediening moet worden gevraagd van mensen who hebben ruime ervaring met de route en goede resultaten. In knaagdieren is de intranasale route meestal gebruikt om stoffen welke naar de longen via een &quot;natuurlijke&quot; bestuderen; methode dan intratracheale instillatie. Muizen en ratten zijn obligate neus ademen, zodat die hem ertoe brengt om zeer kleine hoeveelheden vloeistof inhaleren is niet moeilijk, zelfs niet bij bewustzijn verkerende dieren. Aangezien de nasale mucosa is goed voorzien van bloedvaten, intranasale toediening van bepaalde stoffen kunnen lijken op intraveneuze toediening. Deze route wordt niet aanbevolen bij dieren met rhinitis echter als gevaar kan brengen absorptie. Pogingen om grote volumes beheren door de intranasale route kan in dyspnea of ​​verdrinking van het dier. Intramusculaire injecties geven een snelle opname van stoffen. Intramusculaire injecties kan lastig zijn bij ratten en muizen als gevolg van hun geringe omvang en navenant kleine spieren. Zij worden uitgevoerd in de achterpoots. Vanwege de kans op beschadiging van de nervus ischiadicus, de quadriceps femoris is de spier van uw keuze. Hoewel zowel de subcutane en intradermale routes impliceren de huid, zijn er verschillen tussen de biologische beschikbaarheid van stoffen die in de huid vs de subcutis. Subcutane toediening wordt vaak beschouwd als een &quot;afzetting&quot; route, met een tragere absorptie dan voor andere routes, zoals intraveneuze of intraperitoneale. Intradermale toediening wordt gebruikt voor zeer kleine hoeveelheden van stoffen, typisch immunostimulerende stoffen zoals adjuvans-antigen mengsels. In beide gevallen moet de toegediende stoffen zijn van fysiologische pH en niet-irriterend. Intradermale of subcutane injecties mag niet worden uitgevoerd in de nekvel, aangezien dit een gebruikelijke plaats voor het tegenhouden van de knaagdieren. Intraveneuze en intraperitoneale toediening worden vaak gelijkgesteld in knaagdieren. Intraveneuze routes van toediening bieden meer rApID opname van compounds terwijl intraperitoneale toediening moet worden overwogen ongeveer gelijk aan orale toediening 8. Voorzichtigheid is geboden met verbindingen intraperitoneaal toegediend als ze kunnen pijn veroorzaken als het onjuist gebufferd. De gebruikelijke route van intraveneuze bolus toediening bij knaagdieren is via de staart aderen. Als chronische intraveneuze toediening van een stof gewenst is, dient implantatie van veneuze of arteriële canule worden overwogen. Stoffen intraveneus toegediend moet aseptisch worden geleverd en moet worden aangetoond dat het veilig om intraveneus toedienen. Bijvoorbeeld stoffen die hemolyse, trombose of vasculitis kan tot niet geschikt voor intraveneuze toediening. De intragastrische route of orale sondevoeding wordt vaak gebruikt om een ​​gemeenschappelijke route dosering bij de mens na te bootsen. Het staat ook voor een nauwkeurige dosering van stoffen in vergelijking met orale toediening via voedsel of water. Biobeschikbaarheid van verbindingengavage toegediend zal variëren afhankelijk van de water / nuchtere toestand van het dier, alsmede het opgeloste stof of het voertuig van de verbinding of biologische. Maagsonde of voeding naalden moeten zijn van het juiste formaat voor het dier wordt gebruikt, en moet worden schoongemaakt tussen dieren, als wegwerp maagsonde naalden zijn niet praktisch. Verwondingen door maagsonde zijn niet ongewoon en omvatten afzetting van de stof in de longen of breuk van de maag of slokdarm. Opleiding moet worden begeleid door een ervaren partij en ondernomen op euthanized dieren eerst, dan de verdoofde dieren (die zullen worden gedood) voordat maagsonde op wakkere dieren wordt geprobeerd. Eerste maagsonde pogingen wakkere dieren moeten worden betrokken middelgrote dieren en kleine volumes van een stof, zoals zoutoplossing, die geen letsels mogen veroorzaken, indien de procedure misgaat. Dieren moeten nauwlettend worden geëvalueerd op tekenen van nood, zoals hijgen, wordt blauw, bloeden, of overmatig speekselen, na maagsonde en ingeslapen indien nodig. Als euthAnasia vereist is, het dier moet worden necropsie om vast te stellen waarom de maagsonde is mislukt.

<table border="1"><tbody><tr><td> Naam van het reagens </td><td> Vennootschap </td><td> Catalogusnummer </td><td> Reacties </td></tr><tr><td> Naalden </td><td> Divers </td><td> Divers </td><td> Naalden worden verkocht door gauge en lengte. Controleer beide alvorens te bestellen. </td></tr><tr><td> Spuiten </td><td> Divers </td><td> Divers </td><td> Kies altijd voor een passende omvang van de toe te dienen volume. </td></tr><tr><td> DecapiCones </td><td> Braintree Scientific </td><td> DC-200, DCL-120, MDC-200 </td><td> Verkrijgbaar in muis en rat maten. </td></tr><tr><td> Knaagdieren weerhouder </td><td> Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, anderen </td><td></td><td> Verkrijgbaar in helder plexiglas, verstelbare kunststof en kleinbedrijf voor muizen en ratten. </td></tr><tr><td> 50 ml conische buis </td><td> Divers </td><td> &amp; Nbsp; </td><td></td></tr><tr><td> Het voeden van naalden </td><td> VWR, Popper en Zonen </td><td> Divers </td><td> Plaats de naalddikte en-lengte de dieren zoals hierboven beschreven. Zowel wegwerp en herbruikbare voeding naalden zijn beschikbaar. </td></tr></tbody></table>

handmatig restraint en common compound administratie routes bij muizen en ratten

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

In staat zijn om veilig en effectief beperken muizen en ratten is een belangrijk onderdeel van het doen van onderzoek. Werken vol vertrouwen en op humane wijze met muizen en ratten vereist een fundamentele competentie in behandeling en terughoudendheid methoden. Dit artikel presenteert de basisprincipes nodig is om veilig te behandelen dieren. Met een hand, twee handen, en terughoudendheid met speciaal ontworpen terughoudendheid objecten worden geïllustreerd. Vaak ander deel van het onderzoek of testen gebruik van dieren is de effectieve toediening van verbindingen aan muizen en ratten. Hoewel er een groot aantal mogelijke toedieningswijzen (alleen beperkt door de grootte en organen van het dier) zijn de meeste niet regelmatig gebruikt in onderzoek. Deze video illustreren verschillende van de meest voorkomende routes, waaronder intraveneuze, intramusculaire, subcutane en orale gavage. Het doel van dit artikel is om het blootstellen van de kijker niet vertrouwd zijn met deze technieken om fundamentele terughoudendheid en toediening van de teststof routes. Deze videois geen vervanging voor benodigde hands-on training op uw locatie, maar is bedoeld om te vergroten en aan te vullen dat de opleiding.

Veilig werken en op humane wijze met onderzoek knaagdieren is een kerncompetentie in de afhandeling en terughoudendheid methoden. Dit artikel presenteert de basisprincipes nodig is om veilig te behandelen en effectief verbindingen toe te dienen aan muizen en ratten.

Handmatig Restraint en Common Compound Administratie Routes bij muizen en ratten

Het vermogen om muizen en ratten veilig en effectief te fixeren, is een belangrijk onderdeel van het uitvoeren van onderzoek. Zelfverzekerd en humaan werken met muizen en ...

Het algemene doel van de volgende video is om de kijker vertrouwd te maken met verschillende technieken voor handmatige fixatie en het toedienen van verbindingen bij muizen en ratten. Muizen en ratten kunnen worden gefixeerd met een aantal technieken met één of twee handen of met behulp van plastic fixatiehulpmiddelen. Technieken voor de toediening van verbindingen, zoals intraperitoneaal, subcutaan, intravasculair en intradermaal, worden behandeld. In deze video worden injectiemethoden gedemonstreerd, evenals orale gavage en intranasale toediening.Leren hoe dieren op een zelfverzekerde, zachte en veilige manier gehanteerd kunnen worden, is een belangrijk onderdeel van in vivo onderzoek. Dieren moeten altijd worden gehanteerd op een wijze die veilig is voor zowel het dier als de onderzoeker. Over het algemeen kunnen mensen die nieuw zijn met deze methoden hiermee worstelen, omdat het tijd kost om comfortabel te worden bij het werken met knaagdieren.Knaagdieren kunnen mensen die nieuw zijn in het werken met deze dieren ook intimideren of afschrikken. Een visuele demonstratie van de dosistoediening en fixatietechnieken is essentieel voor zowel de succesvolle toediening van de verbinding als voor het voorkomen van stress of letsel bij het dier en de hanteerder. Muizen kunnen handmatig worden gefixeerd met een techniek met één of twee handen.De eerste stap van beide methoden is om de muis voorzichtig bij de basis van de staart op de draadstangen van het kooideksel, of een vergelijkbaar ruw oppervlak, te tillen. Voor de techniek met één hand klem je de basis van de staart tussen de derde en vierde vinger terwijl je voorzichtig aan de staart trekt. Hierdoor zal de muis zich aan het oppervlak vastgrijpen en naar voren trekken.Vast pakken. Pak de muis stevig bij de nek met dezelfde hand die de staart vasthoudt. Grijp met de wijsvinger en duim nabij de basis van de kop en breid de greep uit over de rug door de middel- en ringvinger te gebruiken.Zorg ervoor dat er precies genoeg druk op de huid rond de nek wordt uitgeoefend om te voorkomen dat de muis zich omdraait of verdraait, maar niet zoveel dat het dier niet meer kan ademen. De techniek met twee handen is vergelijkbaar, behalve dat terwijl één hand de staart voorzichtig naar achteren trekt, de andere hand de muis snel en stevig in de nekvel grijpt, met de staart in de ene hand en het nekvel in de andere. Til de muis op en klem de basis van de staart tussen de handpalm en de derde of vierde vinger van de hand die het nekvel vasthoudt.Zorg er, zoals voorheen, voor dat de greep stevig is, maar het dier nog steeds in staat stelt om te ademen. Het scruffen van een rat wordt over het algemeen met twee handen uitgevoerd. Haal eerst de rat uit de kooi en plaats deze op een ruw oppervlak.Pak vervolgens de rat met de niet-dominante hand bij de staart vast en trek deze voorzichtig naar achteren. Houd de staart stevig in één hand en nader de nekvel van de rat van achteren met de andere hand. Oefen lichte druk uit op de rug van de rat terwijl u naar de schouderbladen beweegt.En ten slotte het vastpakken van de nekvelhuid tussen de vingers en de handpalm. Ratten kunnen geluiden maken wanneer ze op deze manier worden vastgehouden. Bij het gebruik van een grip over de schouder wordt de rat met de dominante hand bij de staart vastgepakt en voorzichtig naar achteren getrokken.Plaats vervolgens de niet-dominante hand over de rug van de rat, waarbij u vanaf de achterzijde nadert. Grijp de rat bij de thorax vast met de ringvinger, pink en duim. De kop van de rat moet zich tussen de wijsvinger en middelvinger bevinden.Een andere methode van fixatie is de grip onder de schouders. Pak de staart vast met de dominante hand zoals eerder beschreven en plaats de niet-dominante hand over de rug van de rat, waarbij u van achteren nadert. Pak de rat vervolgens vast rond de thorax, direct onder de schouderbladen.De voorpoten van de rat moeten voorzichtig met de duim en wijsvinger omhoog worden geduwd. De voorpoten moeten onder de kin van de rat kruisen om te voorkomen dat deze bijt. De rat kan op deze manier met één hand worden vastgehouden als het lichaam tegen de hanteerder wordt gestabiliseerd.Een flexibel, kegelvormig stuk dun plastic, een zogenaamde decapping-conus, kan ook worden gebruikt voor fixatie. Duw het dier vooruit totdat de neus uit het gat aan het uiteinde van de conus steekt; houd de zak rond de staart gesloten of gebruik een elastiekje of twist-tie om het dier op zijn plaats te fixeren. Zodra het dier is gefixeerd, kunnen injecties door het plastic materiaal worden toegediend; een starre plastic houder is nuttig wanneer toegang tot de staart vereist is.Plaats de rat in het fixatieapparaat volgens de beschrijving van de fabrikant. Bij dit type fixatieapparaat wordt de rat voorzichtig bij de staart naar achteren in de houder getrokken. Plaats de sluiting aan de voorzijde van het apparaat en stel deze zo in dat de bewegingen van het dier worden beperkt.Als dieren onrustig lijken, kan een handdoek worden gebruikt voor fixatie; wanneer de handdoek over het dier wordt geplaatst, kunnen de duisternis en de zachte fixatie door de handdoek een opgewonden rat kalmeren. Plaats de handdoek voorzichtig over de rat en pak de rat vervolgens voorzichtig rond het lichaam vast. Wikkel de handdoek om de rat, waarbij u ervoor zorgt dat u de neus van de rat niet bedekt.Verschuif de handdoek zodat het deel van het lichaam waar de injectie moet plaatsvinden, is vrijgelegd. Voordat een van de volgende toedieningstechnieken wordt uitgevoerd, is het raadzaam om te oefenen met het hanteren van de spuit. Idealiter wordt de spuit met één hand bediend terwijl de andere hand het dier fixeert; naalden worden bij voorkeur met de schuine zijde naar boven in het dier ingebracht, vooral bij intraveneuze injecties.Fijne naalden raken gemakkelijk beschadigd bij het doorprikken van vialdoppen. Gebruik een naald met een groter kaliber om materialen op te zuigen en vervang deze vervolgens door een naald met een kleiner kaliber voor de injectie. Intranasale toediening wordt gebruikt voor bepaalde soorten infectieuze agentia bij onderzoek naar allergieën en astma, en in sommige studies met betrekking tot de longen.Intranasale toediening vereist, in tegenstelling tot intratracheale instratie, geen anesthesie of chirurgie. Fixeer het dier voor intranasale toediening zoals eerder beschreven; breng met een injectiespuit of pipet een kleine hoeveelheid van het in te ademen materiaal aan bij de neusgaten van het dier. Controleer of het materiaal in de neusgaten verdwijnt en herhaal dit indien nodig.Verbindingen worden intramusculair toegediend als een snelle opname vereist is en ze in zeer kleine volumes kunnen worden toegediend. De fixatie voor intramusculaire injecties kan twee personen vereisen, aangezien één achterpoot vrij en gestabiliseerd moet zijn voor de injectie. Steek de naald loodrecht op de huid in de quadriceps of de laterale dijspier van het dier.Zorg ervoor dat u niet in de posterieure spiermassa injecteert, omdat er een risico bestaat op beschadiging van de nervus ischiadicus. Voor intraperitonele toediening wordt gekozen wanneer een groot volume van de verbinding moet worden toegediend en dit acceptabel is voor de absorptiesnelheid, om deze te benaderen van die bij orale toediening.Om een intraperitoneale injectie uit te voeren, fixeert u het dier en richt u de neuspunt naar de vloer. Om de buikholte bloot te leggen, bepaalt u de middellijn van het dier en verdeelt u de buik in gedachten in kwadranten.Kies een injectieplaats in de onderste kwadranten, bij voorkeur in het rechteronderkwadrant van het dier. Gebruik een spuit en naald van een passende maat om het materiaal in het dier te injecteren. Subcutane toediening van een stof wordt gebruikt wanneer een langzame absorptie gewenst is.Muizen en ratten hebben grote hoeveelheden losse huid, waardoor er relatief grotere volumes subcutaan kunnen worden toegediend in vergelijking met mensen. Voor subcutane injecties dient het dier losjes te worden vastgehouden zoals eerder gedemonstreerd. Pak de huid vast en trek deze voorzichtig omhoog.Maak een tentje door een naald en spuit van passende grootte te gebruiken; steek de naald in een hoek van 30 tot 45 graden in de opgetilde huid en injecteer het materiaal. Een kleine zwelling onder de huid is het teken van een succesvolle injectie. Als de dieren na de subcutane injectie routinematig gehanteerd moeten worden, gebruik dan niet de nekvelgreep.Gebruik in plaats daarvan de huid op de dorsale bil. Als dieren meerdere subcutane injecties moeten ontvangen, wisselen dan de injectieplaatsen af. De fixatie van dieren tijdens intradermale toediening kan moeilijk zijn en het gebruik van chemische sedatie vereisen. Indien er een anestheticum wordt gebruikt, dient u ervoor te zorgen dat dit de onderzoeksdoelen niet beïnvloedt.Verwijder bij het uitvoeren van een intradermale injectie eerst het haar van de injectieplaats, zodat de huid op de plek van injectie duidelijk zichtbaar is. Steek een naald van passende grootte onder een hoek van 15 tot 30 graden in de huid. Voer de naald niet te diep in.Bij een correcte plaatsing moet de injectie op weerstand stuiten. Een kleine blaar, die bleker is dan de omliggende huid, zal zichtbaar zijn als de injectie succesvol was. Oefen lichte druk uit om terugstroom van het materiaal te voorkomen.Intravasculaire toediening wordt gebruikt voor een breed scala aan verbindingen en is de beste route wanneer de verbinding op passende wijze geformuleerd kan worden en een zeer snel effect gewenst is. Voor een intravasculaire injectie in de laterale staartvene wordt het dier gefixeerd in een decap-conus of een plastic fixatieapparaat voor knaagdieren. Zoals eerder gedemonstreerd, houdt u met de niet-dominante hand de staart van het dier bij de punt vast om deze te strekken en te draaien. Draai een kwartslag om de staartvenen dorsaal te positioneren.Identificeer een van de twee laterale staartvenen voor de injectie, terwijl de ventrale staartslagader wordt vermeden. Benader het distale deel van de staart met de naald in een hoek van 15 tot 20 graden en injecteer het materiaal. Bij een succesvolle injectie dringt het materiaal zonder weerstand de vene binnen en bleekt de staartvene gedurende de injectie.Door de injectie meer distaal te plaatsen, blijft een onbeschadigd deel van de ader behouden dat kan worden gebruikt als de eerste poging mislukt. Intragastrische toediening of orale gavage wordt alleen uitgevoerd bij gefixeerde wakkere dieren, aangezien anesthesie of sedatie het risico op aspiratie verhoogt; verbindingen die worden getest op veiligheid voor orale toediening bij mensen worden vaak op deze manier toegediend. Begin met het selecteren van een oraal voedingsnaald van de juiste maat.De lengte wordt bepaald door het gefixeerde dier omhoog te houden en te meten vanaf de mondhoek. De kogelpunt van de voedingsnaald moet reiken tot de laatste rib van het dier; fixeer het dier zodanig dat de kop en het lichaam in een rechte verticale lijn staan.Dit rechtst the slokdarm, waardoor de voedingsnaald gemakkelijker kan passeren. Voer de kogelkop van de naald via de tong in de bek van het dier in. Zodra de naald op zijn plaats zit, brengt u de naald en spuit omhoog terwijl u zachtjes tegen het gehemelte drukt, zodat de neus van het dier naar het plafond is gericht.De naald moet mogelijk iets worden bijgestuurd terwijl deze langs de achterkant van de keel gaat. Elke spanning op de naald geeft aan dat de positie moet worden aangepast; blijf de naald doorvoeren totdat de vooraf bepaalde afstand is bereikt. De naal moet gemakkelijk glijden en het dier mag niet happen naar lucht of stikken; dien vervolgens de stof toe.Als er weerstand is of als het dier naar adem hapt, stikt of blauw aanloopt, stop dan onmiddellijk en verwijder de naald. Zodra deze technieken onder de knie zijn, kunt u veilig doses toedienen aan zowel ratten als muizen en hen effectief fixeren. Bij het uitvoeren van deze procedures is het belangrijk om te onthouden dat een correct gefixeerd dier de procedure veilig maakt voor zowel het dier als de hanteerder.Vergeet niet dat het werken met dieren in de wetenschap een privilege en een verantwoordelijkheid is. Het kiezen van de juiste fixatiemethode en passende toedieningswegen is zowel een teken van goede wetenschap als van goed dierenwelzijn.

manual-restraint-common-compound-administration-routes-mice

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Hier beschrijven we micropipetgeleide medicijntoediening (MDA) als een alternatieve methode voor orale maagsonde die het onderzoeksdier stimuleert om behandelingen gemakkelijk in te nemen met minimale stress en ongemak.

Gebruik van micropipet-geleide medicijntoediening als alternatieve methode voor orale sonde in knaagdiermodellen

Vertraagde type overgevoeligheid (DTH) is een ontstekingsreactie gemedieerd door CCR7-effector-geheugen T (TEM) lymfocyten. Hier laten we zien hoe de antigeen-specifieke TEM-cellen te activeren, te induceren adoptie-DTH bij Lewis ratten en toezicht op de ontstekingsreactie.

Inductie en Monitoring van Adoptieve vertraagd-type overgevoeligheid bij ratten

Ons protocol wordt beschreven hoe u de rat buik borstklier ontleden en hoe de borstklier hele mounts voor te bereiden. Het beschrijft ook hoe borstklier morfologie met behulp van drie eindpunten (aantal terminale einde knoppen, epitheliale rek en differentiatie) te analyseren en om deze resultaten te gebruiken om borstkanker het risico te voorspellen bij ratten die werden blootgesteld aan de voeding...

Veranderingen in de borstklier Morfologie en het risico op borstkanker bij ratten

Dit artikel beschrijft de procedures voor het uitvoeren van een elementaire post-mortem onderzoek van een muis of rat, en de verzameling van fundamentele organen, maar ook meer uitdagend soorten monsters uit voor histologische, microbiologische en PCR evaluatie.

Diagnostische autopsie en Selected Tissue en Sample Collection bij ratten en muizen

Ovariectomie en daaropvolgende vervanging van 17β-oestradiol door silastic capsules en perorale Nutella worden aangetoond bij ratten en muizen.

Ovariëctomie en 17β-estradiol Vervanging bij ratten en muizen: een visuele demonstratie

In 2001, onderzoekers van UCLA beschreef de isolatie van een populatie van volwassen stamcellen, genaamd vet-afgeleide stamcellen of ASC, uit vetweefsel. Dit artikel schetst de isolatie van ASC uit lipoaspirates behulp van een handleiding, enzymatische afbraak protocol met behulp van collagenase.

Handmatig Isolatie van vetweefsel-afgeleide stamcellen uit menselijke Lipoaspirates

Een qPCR assay is ontwikkeld voor detectie van Escherichia coli O157: H7 gericht op een unieke genetische merker, Z3276. De qPCR werd gecombineerd met propidium monoazide (PMA) behandeling voor live cell detectie. Dit protocol is gewijzigd en aangepast om een ​​96-well plaat formaat voor eenvoudige en consistente behandeling van talrijke monsters...

Detectie van Levende<em&gt; Escherichia coli</em&gt; O157: H7 cellen door PMA-qPCR

Een Zebrafish-faciliteit die geschikt is voor fokken en in vivo onderzoek wordt op een eenvoudige en betaalbare manier gebouwd. Onderhoud is minimaal. Deze faciliteit is ideaal voor betrokkenheid van studenten en onafhankelijk onderzoek.

Bouw van een betaalbare en makkelijk te bouwen zebravis Facility

Promotor expressie analyses zijn cruciaal voor de verbetering van het begrip van genexpressie en de spatio uitdrukking van de doelgenen. Hierin presenteren wij een protocol om te identificeren, isoleren en klonen van een plant promotor. Verder, beschrijven we de karakterisatie van de knobbel-specifieke promotor in de gemeenschappelijke bean harige wortels.

De analyse van de promotor van de plant: Identificatie en karakterisering van Root knobbeltje specifieke promotor in de gemeenschappelijke Boon

Dit artikel demonstreert de beginselen van een snelle, minimaal invasieve injectie van fluorescerende microdeeltjes in de circulatory system van kleine vissen en de visualisatie in vivo van het microdeeltjes in vis bloed.

Eenvoudig en effectief beheer en visualisatie van deeltjes in de bloedsomloop van kleine vissen met behulp van nier injectie

Leer handmatige fixatie en toedieningsroutes bij muizen en ratten voor dierexperimenteel onderzoek. Deze methoden omvatten injectietechnieken en orale toediening voor veilig en diervriendelijk werken.

Handmatig Restraint en Common Compound Administratie Routes bij muizen en ratten

Meer video's verkennen