Name: Voorbereiden Undercut Model van Posttraumatische epileptogenese in Knaagdieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-15T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Leer het ondercut-model voor posttraumatische epileptogenese bij ratten met een aangepast chirurgisch apparaat. Deze methode verbetert precisie en consistentie bij het creëren van corticale laesies voor epilepsieonderzoek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door NIH / NINDS verlenen 4R00 NS 057940, en het verlenen van SCBI 200-12 van het ruggenmerg en de hersenen Injury Research fonds van de Indiana State Department of Health.

1. Het maken van een simpel apparaat voor ondersnijding chirurgie <ol><li> De undercut apparaat dat we geschapen bestaat uit drie delen (fig. 1): (1) een ondersteunende plaat van roestvrij staal of kunststof die bevestiging van een leidende buis en een naald toelaat, en zit over de hele schedel raam tijdens een operatie, (2) een leidende buis die een naald houdt in stand en vergunningen naald rotatie, en (3) een naald die is 90 graden gebogen op ~ 3 mm van de tip, en is beweegbaar door rotatie en inbrengen. </li><li> Knip een stuk van 1-1,5 mm dik, 7 ~ 10 x 30 mm rechthoekige roestvrij staal of transparant plastic (1) om de ondersteunende plaat te maken. Bereid een 1,5 inch 22-gauge (BD bedrijf, # 305156) en een 1,5 inch 25-gauge (BD bedrijf, # 305127) naald van de spuit. Om een ​​geleidingsbuis, afgesneden het plastic uiteinde en het onderste punt van de naald van de 22-gauge naald, zodat de totale lengte is ongeveer 31 tot 32 mm (2). Zand de metalen eind aan maken vlak en glad. De uiteindelijke lengte van deze geleidingsbuis moet ongeveer 5-6 mm korter dan de 25-gauge naald van de spuit. </li><li> Gebruik cyanoacrylaat lijm om de leidende buis vast op de steunplaat, zorg ervoor dat de naald loodrecht staat op de rand van het metaal. </li><li> Plaats de 25-gauge naald in de leidende buis, en buig de naald 90 graden op 2.5 tot 3 mm van de tip (afb. 1). </li><li> De verticale beweging bereik van de naald door lijmen een klein plastic buisje op het eindigen van de naald (afb. 1, naald-stop). De laatste bewegende bereik van de naald bepaalt hoe diep de naald kan worden ingebracht in de cortex, en moet 1.6-1.8 mm voor P21 ratten en 1.3-1.5 mm voor P21 muizen. Deze lengte moet worden aangepast voor verschillende soorten en leeftijden van de dieren. </li><li> Bevestig een kleine koperen draad of een klein stukje tape op de bovenkant van de naald in dezelfde richting als de gebogen tip (Fig.1 naald indicator). De draad of band geeft de draaihoek van de naald tijdens de ondersnijding chirurgie (afb. 1). </li></ol> 2. Dier voorbereiding <ol><li> Alle chirurgische instrumenten dienen te worden geautoclaveerd, gesteriliseerd met een glazen kraal sterilisator, of gedesinfecteerd met 70% ethanol. </li><li> We maken gebruik van Sprague / Dawley ratten op postnatale leeftijd 20 - 22 dagen (P20-22) of CD1 muizen op dezelfde leeftijd. Verschillende stammen van muizen of ratten mogen worden gebruikt voor specifieke projecten. </li><li> Verdoven van de muis met een ip injectie van ketamine 80 mg / kg en xylazine 8 mg / kg. De chirurgische procedure start nadat het dier niet reageert op de staart knijpen. Tijdens de operatie, indien nodig, een booster dosis van een derde van de oorspronkelijke dosering van de narcose cocktail kan worden gegeven aan de oorspronkelijke staat te herstellen narcose. </li><li> Knip dan de haren op de hoofdhuid van het dier met een elektrische tondeuse. Breng een kleine hoeveelheid oogzalf op de ogen van het dier voor de bescherming tegen uitdroging tijdens anesthesie. Ontsmet de hoofdhuid met behulp van een 10% povidon-jodium-oplossing, gevolgd door 70% ethanol. </li><li> Monteer het dier op een stereotaxische apparaat om het hoofd te houden in een stabiele vaste positie. Gedurende de operatie, houden we het dier op een verwarmingselement om onderkoeling te voorkomen. </li><li> Maak een middellijn anterior-posterior incisie op de hoofdhuid met behulp van een scalpel, dat zich uitstrekt van lambda tussen de ogen. Gebruik hemostats om de huid opzij te trekken en voldoende bloot de linker schedel. </li><li> Maak een rechthoekig gesneden aan de linker schedel, en gebruik de scalpel te schrapen uit periosteum. Deze stap zal verminderen bloeden en vergemakkelijkt het boren op de schedel. </li></ol> 3. Het maken van ondersnijdingen <ol><li> Voeg een kleine hoeveelheid steriele zoutoplossing op de blootgestelde schedel gebied, en vervolgens gebruik maken van verschillende Q-tips om bloed te reinigen en het gebied droog. </li><li> Onder een chirurgische microscoop, start het boren van een rechthoekige groef (~ 5 x 7 mm bij ratten, 4 x 5 mm in muizen) in het midden van de linker schedel (ongeveer boven de linker sensomotorische cortex). Het aanbrengen van een druppel zoutoplossing op de schedel vergemakkelijkt het boren en wordt warmte afgevoerd. Na ongeveer 2 / 3 diepte van het bot is geboord, verwijder overtollig zout en reinig het boren gebied met een Q-tip. Langzaam en voorzichtig boren dieper tot de kern van het bot is verplaatsbaar bij lichte aanraking van een pincet. </li><li> Verwijder voorzichtig het centrale stuk bot door het invoegen van een scherpe punt van een pincet op de rand van het bot en langzaam het opheffen van de tang aan de linker hersenhelft bloot te leggen. </li><li> Onder de chirurgische microscoop, houdt u de ondersnijding apparaat en oriënteren van de naald in een parasagittal richting en de ondersteunende plaat loodrecht op de middellijn, kantelen van het apparaat iets caudaal om visualisatie van de naaldpunt en target corticale regio te handhaven. Richt de punt van de naald naar een gebied 1-2 mm lateraal van de superieure pijlnaad, in het midden van de schedel raam, en vermijd direct penetratie van grote schepen. </li><li> Steek de naald in een horizontale richting door de dura en onder de pia om zo de bloedvaten te sparen. Zit de onderkant van het apparaat ondersnijdingop beide kanten van de schedel venster, zodat de naald is geplaatst loodrecht op het corticale oppervlak (afb. 1). Rust het apparaat op de beide randen van craniale venster met de hand zal aanzienlijk verminderen of te elimineren de hand schudden tijdens de volgende procedure. Til de naald onder de pia, dan langzaam zakken naar een transcorticale snijden maken totdat de naald kan niet dieper. Draai ~ 135 ° uit de buurt van de middenlijn aan een halve cirkel witte stof / diepe laag VI undercut te creëren. Dan weer verhogen van de naald onder de pia. Naar achteren kantelen van het apparaat en trek de naald. </li><li> Optioneel kan een herhaal de bovenstaande procedure (stap 2.5), maar zonder het draaien van de naald om zo een extra transcorticale gesneden op de laterale randen van het venster te maken. Dit zal leiden tot een meer complete corticale isolement. </li><li> Leg een stukje plastic folie (6 x 6 mm) op de schedel venster voor bescherming en hechting van de hoofdhuid. Leg het dier op een verwarmd kussen totdat volledig hersteld van de anesthesie. </li></ol> 4. Representatieve resultaten: Coronale corticale plakjes kunnen worden voorbereid op het succes van de ondersnijding operatie te bevestigen. In plakjes bereid&gt; 2 weken na de operatie, transcorticale en ondergraven bezuinigingen zijn te onderscheiden in laag vermogen doelstelling van een microscoop (afb. 2). De gedeeltelijk geïsoleerde cortex wordt meestal iets dunner, en epileptische activiteit kan worden gedetecteerd in de meerderheid van de corticale plakjes met veld mogelijke opname (afb. 3). In tegenstelling tot de vorming van grote gaten in de witte stof of in diepe corticale lagen, dramatische dunner worden van de gelaedeerde cortex, of een dolende zaagsnede boven of onder het witte stof zal maken in de hersenen onbruikbaar voor verdere experimenten. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. Structuur en toepassing van een ondersnijding apparaat. Een leidend buis (2) is gelijmd op een steunplaat (1) dat is gemaakt van roestvrij staal of doorzichtig plastic. Een naald (3) wordt ingebracht via de leidende buis en gebogen ~ 3 mm voor de tip. Een naald stop gemaakt van kunststof buis is gelijmd op het bovenste uiteinde van de naald, zodat de verticale beweging bereik van de naald is beperkt tot 1,2 mm ~ en ~ 1,5 mm voor gebruik in P21 muizen en ratten respectievelijk. Een segment van de kleine koperdraad is vastgemaakt onder de handgreep als naald indicator voor de oriëntatie van de gebogen naald. Merk op dat het apparaat is gekanteld en in contact met zowel rand van het craniale venster, zodat een snede gemaakt kan worden parallel aan het pial oppervlak. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. Een representatief beeld van ondergraven slice. A. TL-beeld van een plakje die twee weken was bereid na te onderbieden laesie in een P48 rat. Het snijden wond werd bestempeld door de fluorescente kleurstof DII. De witte pijlen aan de rechterkant geven aan transcorticale gesneden, en de pijlen op de bodem geven aan dat undercut gepasseerd hoewel de grens tussen laag IV en witte stof. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig3.jpg" alt="Figuur 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 3"> Figuur 3. Veld mogelijke opname van een undercut slice. Field mogelijke opname van een undercut hersenen slice tentoongesteld epileptische activiteit, wat suggereert hyperexciteerbaarheid van de geblesseerde corticale weefsel.

<ol><li>Hoffman, S. N., Salin, P. A., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neocortical+epileptogenesis+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Chronic neocortical epileptogenesis in vitro.</a> J Neurophysiol. 71, 1762-1773 (1994).</li>
<li>Topolnik, L., Steriade, M., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperexcitability+of+intact+neurons+underlies+acute+development+of+trauma-related+electrographic+seizures+in+cats+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Hyperexcitability of intact neurons underlies acute development of trauma-related electrographic seizures in cats in vivo.</a> Eur J Neurosci. 18, 486-496 (2003).</li>
<li>Graber, K., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGraber%2C+K+%22Models+of+Seizures+and+Epilepsy%22">Models of Seizures and Epilepsy</a>. , Elsevier. 477-493 (2005).</li>
<li>Nita, D. A., Cisse, Y., Timofeev, I., Steriade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+propensity+to+seizures+after+chronic+cortical+deafferentation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Increased propensity to seizures after chronic cortical deafferentation in vivo.</a> J Neurophysiol. 95, 902-913 (2006).</li>
<li>Sharpless, S. K., Halpern, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+electrical+excitability+of+chronically+isolated+cortex+studied+by+means+of+permanently+implanted+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The electrical excitability of chronically isolated cortex studied by means of permanently implanted electrodes.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 14, 244-255 (1962).</li>
<li>Echlin, F. A., Battista, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epileptiform+Seizures+from+Chronic+Isolated+Cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Neurol%22%5BJournal%5D)">Epileptiform Seizures from Chronic Isolated Cortex.</a> Arch Neurol. 9, 154-170 (1963).</li>
<li>Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epileptogenic+neurons+and+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Neurol%22%5BJournal%5D)">Epileptogenic neurons and circuits.</a> Adv Neurol. 79, 665-684 (1999).</li>
<li>Marin-Padilla, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+neuropathology+and+impact+of+perinatal+brain+damage.+II%3A+white+matter+lesions+of+the+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuropathol+Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Developmental neuropathology and impact of perinatal brain damage. II: white matter lesions of the neocortex.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 56, 219-235 (1997).</li>
<li>Jin, X., Prince, D. A., Huguenard, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+excitatory+synaptic+connectivity+in+layer+v+pyramidal+neurons+of+chronically+injured+epileptogenic+neocortex+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Enhanced excitatory synaptic connectivity in layer v pyramidal neurons of chronically injured epileptogenic neocortex in rats.</a> J Neurosci. 26, 4891-4900 (2006).</li>
<li>Li, H., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+activity+in+chronically+injured%2C+epileptogenic+sensory-motor+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Synaptic activity in chronically injured, epileptogenic sensory-motor neocortex.</a> J Neurophysiol. 88, 2-12 (2002).</li>
<li>Salin, P., Tseng, G. F., Hoffman, S., Parada, I., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+sprouting+in+layer+V+pyramidal+neurons+of+chronically+injured+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Axonal sprouting in layer V pyramidal neurons of chronically injured cerebral cortex.</a> J Neurosci. 15, 8234-8245 (1995).</li>
<li>Avramescu, S., Nita, D. A., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neocortical+post-traumatic+epileptogenesis+is+associated+with+loss+of+GABAergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Neocortical post-traumatic epileptogenesis is associated with loss of GABAergic neurons.</a> J Neurotrauma. 26, 799-812 (2009).</li>
<li>Avramescu, S., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+strength+modulation+after+cortical+trauma%3A+a+role+in+epileptogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic strength modulation after cortical trauma: a role in epileptogenesis.</a> J Neurosci. 28, 6760-6772 (2008).</li>
</ol>

Geen belangenconflicten verklaard.

Het ondersnijding model is een zeer efficiënt systeem voor het bestuderen van posttraumatische epileptogenese. Een typische ingreep duurt slechts ongeveer 20-30 minuten afwerking aan, en riepen of spontane epileptische activiteit kan worden opgenomen in de segmenten van de meeste dieren twee weken na de operatie 1-2. Nog belangrijker, dit model bootst aspecten van de veranderingen na traumatisch hersenletsel, zoals bloeden, ontsteking, oedeem, axotomy en neuronale dood 7. Niet alleen is epileptisch...

<table border="1"><tbody><tr><td> Materiaal Naam </td><td> Type </td><td> Vennootschap </td><td> Catalogus Nummer </td></tr><tr><td> Foredom micromotor kit </td><td> uitrusting </td><td> Foredom </td><td> K.1070 </td></tr><tr><td> 1,5 inch 22-gauge naald van de spuit </td><td> materiaal </td><td> BD bedrijf </td><td> 305156 </td></tr><tr><td> 1,5 inch 25-gauge naald van de spuit </td><td> materiaal </td><td> BD bedrijf </td><td> 305127 </td></tr><tr><td> Cyanoacrylaat lijm </td><td> materiaal </td><td> Ted Pella </td><td> 14450 </td></tr></tbody></table>

voorbereiden undercut model van posttraumatische epileptogenese in knaagdieren

Preparing Undercut Model of Posttraumatic Epileptogenesis in Rodents

Gedeeltelijk geïsoleerd cortex (&quot;ondermijnen&quot;) is een diermodel van posttraumatische epileptogenese. De chirurgische procedure heeft betrekking op het doorsnijden van de sensomotorische cortex en de daaronder witte stof (te onderbieden) zodat een specifieke regio van de cerebrale cortex grotendeels geïsoleerd is van de naburige cortex en subcorticale regio&#39;s 1-3. Na een vertraging van twee of meer weken na de operatie, kan epileptiforme ontladingen worden opgenomen in de hersenen plakjes van knaagdieren een en elektrische of het gedrag van epileptische aanvallen kan worden waargenomen in vivo van andere soorten zoals kat en aap 4-6. Dit gevestigde diermodel is efficiënt te genereren en bootst een aantal belangrijke kenmerken van traumatisch hersenletsel. Het is echter technisch uitdagende poging om nauwkeurige corticale laesies te maken in de kleine knaagdieren hersenen met een vrije hand. Gebaseerd op de procedure in eerste instantie opgericht in het labo van dr. David Prins aan de Stanford University een, hier presenteren wij een verbeterde techniek om een operatie uit te voeren voor de voorbereiding van dit model bij muizen en ratten. We laten zien hoe je een eenvoudige chirurgische apparaat te maken en het gebruiken om een ​​betere controle van de zaagdiepte en de hoek om meer nauwkeurige en consistente resultaten te genereren te krijgen. Het apparaat is makkelijk te maken, en de procedure is snel te leren. De generatie van dit dier model biedt een efficiënt systeem voor het onderzoek naar de mechanismen van posttraumatische epileptogenese.

Gedeeltelijk geïsoleerd cortex (&quot;ondermijnen&quot;) is een efficiënte diermodel van posttraumatische epileptogenese. Hier laten we zien hoe je een roman chirurgisch apparaat te maken en het gebruiken om meer nauwkeurige en consistente letsels aan te brengen in dit model te genereren.

Voorbereiden Undercut Model van Posttraumatische epileptogenese in Knaagdieren

Gedeeltelijk geïsoleerde cortex ("undercut") is een diermodel voor posttraumatische epileptogenese. De chirurgische procedure omvat het doorsnijden van de ...

Deze procedure demonstreert hoe een undercut-model van posttraumatische epileptogenese bij ratten kan worden voorbereid. De eerste stap is het maken van een eenvoudig instrument dat de precisie en consistentie van de undercut-chirurgie verbetert. Vervolgens wordt het dier voorbereid voor de operatie en wordt er een craniële window in het schedeloppervlak gemaakt om toegang tot de hersenen te verkrijgen.Ten slotte wordt de naald van het undercut-apparaat in de witte stof van de cerebrale cortex ingebracht en gedraaid om een waaiervormige undercut in het doelgebied te creëren. Uiteindelijk kunnen resultaten worden behaald die epileptische vormactiviteit in hersensneden aantonen via veldpotentiaalmetingen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat er met een eenvoudig, op maat gemaakt chirurgisch instrument een preciezere en consistentere beschadiging van de verbindingen kan worden aangebracht.En dit diermodel kan worden gebruikt om belangrijke vragen te beantwoorden met betrekking tot epileptogenese na traumatisch hersenletsel. Hoewel deze muizen vaak worden gebruikt bij ratten, kunnen ze ook worden toegepast op muizen. Over het algemeen hebben mensen die nieuw zijn met deze methode moeite, omdat het maken van een dergelijke precieze laesie van de cortex van een knaagdier met de vrije hand moeilijk is.Het chirurgische instrument bestaat uit drie delen: een steunplaat, een geleidingsbuis en een naald die vlakbij de punt in een hoek van 90 graden is gebogen. Om een undercut-instrument voor chirurgie bij ratten van drie tot vier weken oud voor te bereiden, snijdt u eerst een rechthoekig stuk roestvrij staal of transparant plastic van 1 tot 1,5 millimeter dik en 7 tot 10 bij 30 millimeter. Neem voor het maken van de steunplaat een naald van 25 gauge en een naald van 22 gauge en meet de lengte van de 25 gauge naald op.Snijd vervolgens het plastic uiteinde van de 22 gauge naald af en meet de totale lengte van de naaldmarkering; knip de 22 gauge naald vervolgens op een punt zodanig dat de uiteindelijke lengte van de geleidingsbuis ongeveer vijf tot zes millimeter korter is dan de 25 gauge spuitnaald. Schuur het uiteinde om het vlak en glad te maken. Gebruik cyanoacrylaatlijm om de geleidingsbuis op de steunplaat te bevestigen, waarbij moet worden gewaarborgd dat de naald loodrecht op en gelijk met de rand van de steunplaat staat.Steek de naald van de spuit (maat 25 gauge) in de geleidingsbuis en buig de naald 90 graden, op een afstand van 2,5 tot 3 mm van de punt. Bevestig tot slot een klein koperdraadje of een klein stukje plakband aan het bovenste uiteinde van de naald, in dezelfde richting als de gebogen punt.Het draadje of de tape geeft de draaihoek van de naald aan tijdens de undercut-operatie. Raadpleeg vóór aanvang van deze procedure de institutionele commissie voor dierenzorg om de nodige goedkeuring voor de volgende procedures te verkrijgen. Zorg er eerst voor dat alle chirurgische instrumenten zijn gesteriliseerd met een goedgekeurde methode en dat er een steriel veld beschikbaar is voor de operatie.Anestheseer het dier volgens het goedgekeurde protocol; controleer of het dier volledig is geanestheseerd door een knijptest in de staart uit te voeren. Gebruik een elektrische trimmer om de hoofdhuid van het dier rondom de plek waar de incisie wordt gemaakt te scheren. Desinfecteer vervolgens de hoofdhuid met een 10% povidonjodiumoplossing, gevolgd door 70% ethanol.Bedek de ogen van het dier met een oogzalf om uitdroging te voorkomen. Monteer het dier tijdens de operatie in een stereotaxisch apparaat om de kop in een vaste, stabiele positie te houden. Het is aanbevolen om het dier op een warmtemat te plaatsen om hypothermie te voorkomen.Maak met een scalpel een midline anteroposterieure incisie op de hoofdhuid, uitlopend van de Lambda tot tussen de ogen. Gebruik vervolgens hemostaten om de huid opzij te trekken en de linkerkant van de schedel voldoende bloot te leggen. Gebruik de scalpel om een rechthoekige snede aan de linkerkant van de schedel te maken en om het periosteum af te schrapen.Deze stap zal de bloedingen verminderen en het boren in de schedel vergemakkelijken. Maak eerst de schedel schoon met steriele zoutoplossing en enkele wattenstaafjes om bloed te verwijderen en het gebied te drogen. Breng vervolgens een druppel steriele zoutoplossing aan op het midden van de linkerzijde van de schedel.Begin vervolgens met boren om een rechthoekige groef van vier bij vijf millimeter te maken in het midden van de linkerzijde van de schedel. Nadat ongeveer twee derde van de botdiepte is geboord, verwijdert u het overtollige zoutoplossing en reinigt u het geboorde gebied met een wattenstaafje. Boor langzaam en voorzichtig verder tot het centrale botstuk beweegbaar is door een lichte aanraking met een pincet.Verwijder voorzichtig het centrale stuk bot door het botstuk zachtjes met een pincet vast te pakken en het botvenster langzaam op te tillen om het linkerhemisfeer bloot te leggen terwijl het undercut-apparaat wordt vastgehouden. Richt de naald in parasagittale richting en de steunplaat loodrecht op de middellijn. Richt de punt van de naald één tot twee millimeter lateraal van de superieure sagittale sutuur in het midden van het craniële venster, waarbij grote bloedvaten worden vermeden.Steek vervolgens de naald in horizontale richting door de dura en onder de pier. Om bloedvaten te sparen, plaatst u de onderkant van het undercut-apparaat op beide randen van het schedelvenster, zodat de naald loodrecht op het corticale oppervlak staat. Controleer of de naald zich onder de pier bevindt door deze lichtjes op te tillen.Laat de naald vervolgens langzaam zakken om een transcorticale incisie te maken totdat de naald niet verder kan penetreren. Draai de naald daarna 180 graden weg van de middellijn om een halve cirkelvormige ondersnijding van de diepe laag zes van de witte stof te creëren. Til de naald tot slot opnieuw op totdat deze zich onder de pier bevindt.Kantel vervolgens het undercut-apparaat naar achteren en trek de naald eruit. Plaats ter bescherming een stukje plastic folie op het craniale venster. Maak daarna de hemostaten los, bevochtig de hoofdhuid indien nodig met steriele zoutoplossing en breng deze terug op zijn plaats.Sluit de incisie met hechtingen. Laat het dier vervolgens los uit het stereotactisch apparaat en plaats het op een warmtemat totdat het dier is hersteld van de anesthesie. Nadat het dier is teruggeplaatst in de thuiskooi, dient men de analgesie toe te dienen zoals gedefinieerd in het betreffende IA iacuc-protocol.Hier zijn coronale corticale coupes klaargemaakt twee weken na de procedure om het succes van de undercut-chirurgie te beoordelen. Transcorticale en undercut-incisies zijn zichtbaar onder de lage vergroting van een microscoop. Deze registratie van veldpotentialen onthult opgewekte elektrische activiteit in een gedeeltelijk geïsoleerde cortex.Zodra men deze techniek beheerst, kan deze in ongeveer 30 minuten worden uitgevoerd mits deze correct wordt toegepast. Bij het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om te onthouden dat het gebruik van het chirurgische instrument voorafgaand aan de operatie moet worden geoefend. Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u een ongesneden model van posttraumatische epileptogenese bij knaagdieren voorbereidt.

preparing-undercut-model-of-posttraumatic-epileptogenesis-in-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

This video demonstrates electroencephalographic (EEG) recording of epileptic seizures in epilepsy-induced rats. A rat with electrodes implanted in the ventral hippocampus is connected to the EEG recording system and placed in a plexiglass chamber. The rat is allowed to move freely while the brain activity is recorded to monitor the occurrence of seizures.

Electroencephalographic Recording of Epileptic Seizures in Epilepsy-Induced Rats

Source: Jang, S., et al, Electroconvulsive Seizures in Rats and Fractionation of Their Hippocampi to Examine Seizure-induced Changes in Postsynaptic Density Proteins. J. Vis. Exp. (2017)This video demonstrates the induction of an acute electroconvulsive seizure (ECS) in a rat model to study seizure-induced neuroplasticity. Researchers apply electrical stimulation via ear-clip electrodes, triggering neuronal hyperexcitability and clonus. This model helps investigate synaptic plasticity, seizure...

Inducing an Acute Electroconvulsive Seizure in a Rat Model

Hier demonstreren we het gebruik van een draadloze technologie voor elektro-encefalogram (EEG) in neonatale knaagdiermodellen van menselijke ziekten. Met telemetrie zijn er geen belemmerende verbindingen, waardoor natuurlijk gedrag mogelijk is.

Langdurige Continue EEG-monitoring in kleine knaagdieren modellen van de ziekte bij de mens met behulp van de Epoch draadloze transmitter System

Deze video introduceert de voorbereiding, registratie en bronanalyse procedures van hoge resolutie EEG op gesedateerde ratten met een specifiek preklinisch model van focale epilepsie onder niet-invasieve omstandigheden.

Brain Bron Imaging in preklinisch Rat Modellen van focale epilepsie met behulp van High-Resolution EEG Recordings

Dit protocol beschrijft een methode van chemische aanmaakhout met pentylenetetrazole en biedt een muismodel van epilepsie. Dit protocol kan ook gebruikt worden om te onderzoeken kwetsbaarheid voor inbeslagneming inductie en pathogenese na epileptische aanvallen bij muizen.

Pentylenetetrazole-geïnduceerde aanmaakhout muismodel

Acute inbeslagneming modellen zijn belangrijk voor de studie van de mechanismen die ten grondslag liggen aan de epileptiform gebeurtenissen. Bovendien biedt de mogelijkheid om het genereren van epileptiform evenementen op afroep een zeer efficiënte methode om te bestuderen van de exacte volgorde van de gebeurtenissen ten grondslag liggen aan hun inleiding. Hier beschrijven we de acute 4-aminopyridine corticale inbeslagneming modellen gevestigd in muis en menselijk weefsel.

Generatie en On-Demand inleiding van Acute Ictale activiteit in knaagdier en menselijk weefsel

Dit systematische protocol beschrijft een nieuw diermodel van posttraumatische epilepsie na repetitief licht traumatisch hersenletsel. Het eerste deel details stappen voor traumatisch hersenletsel inductie met behulp van een gewijzigd gewicht daling model. Het tweede deel geeft instructies over de chirurgische aanpak voor single- en multi-channel elektro-encefalografische data-acquisitiesystemen.

Inducerende posttraumatische epilepsie in een muis model van repetitive diffuse traumatisch hersenletsel

Hier beschrijven we de bereiding van rhinale cortex-hippocampus organotypische plakjes. Onder een geleidelijke en gecontroleerde deprivatie van serum, deze plakken verbeelden evoluerende epileptische-achtige gebeurtenissen en kan worden beschouwd als een ex vivo model van epileptogenese. Dit systeem is een uitstekend hulpmiddel voor het monitoren van de dynamiek van spontane activiteit, evenals voor het beoordelen van de progressie van neuro-inflammatoire kenmerken gedurende de loop van...

Een model van epileptogenese in rhinale cortex-hippocampus organotypische plakculturen

Dit rapport beschrijft de methoden om een model van temporale kwab epilepsie te genereren op basis van de elektrische aanmaakhoutjes van transgene VGAT-Cre muizen. Ontstoken VGAT-Cre-muizen kunnen nuttig zijn bij het bepalen van de oorzaak van epilepsie en voor het screenen van nieuwe therapieën.

Voorbereiding en implantatie van elektroden voor elektrisch aanmaakhout VGAT-Cre muizen om een model voor temporale kwab epilepsie te genereren

Intracerebrale infectie met het Theiler's murine encephalomyelitis virus (TMEV) in C57BL/6 muizen repliceert veel van de vroege en chronische klinische symptomen van virale encefalitis en daaropvolgende epilepsie bij menselijke patiënten. Dit artikel beschrijft de virusinfectie, symptomen en histopathologie van het TMEV-model.

Een model voor epilepsie van infectieuze etiologie met behulp van Theiler's Murine Encephalomyelitis Virus

De amygdala speelt een sleutelrol bij temporale kwab epilepsie, die ontstaat in en zich voortplant vanuit deze structuur. Dit artikel geeft een gedetailleerde beschrijving van de fabricage van diepe hersenelektroden met zowel opname- als stimulerende functies. Het introduceert een model van mediale temporale kwab epilepsie afkomstig van de amygdala.

Een bipolaire elektrode gebruiken om een temporale kwab epilepsiemuismodel te maken door elektrische aanmaakhoutjes van de amygdala

Leer het ondercut-model voor posttraumatische epileptogenese bij ratten met een aangepast chirurgisch apparaat. Deze methode verbetert precisie en consistentie bij het creëren van corticale laesies voor epilepsieonderzoek.

Voorbereiden Undercut Model van Posttraumatische epileptogenese in Knaagdieren

Meer video's verkennen