Name: Reproduceerbare Mouse heupzenuw Crush en de daaropvolgende beoordeling van Regeneratie door Whole Mount Muscle Analyse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-02-22T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 49 s
Description: Leer een reproduceerbare methode voor het crushen van de nervus ischiadicus bij muizen en het analyseren van spierreïnnervering via whole mount techniek. Deze aanpak biedt waardevolle inzichten voor neurowetenschappelijk onderzoek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door de NIH subsidies K08NS065157 (tot TAF) Daarnaast is de Penn Centrum voor spier-en skeletaandoeningen, Award nummer P30AR050950 van het Nationaal Instituut van artritis, spier-en huidziekten deze werkzaamheden ondersteund (TAF en Steven S. Scherer). Tot slot, Shriners Pediatric Research Center Seed financiering (TAF) deze werkzaamheden ondersteund. We willen Dr Young-Jin Zoon erkennen voor in eerste instantie het aantonen van de ganse berg procedure en Amy A. Kim voor haar hulp bij het produceren van de schetsen van figuur 1.

1. Animal Onderwerpen 1.1. Behandeling <ol><li> Alle dierlijke procedures dienen te worden uitgevoerd met toestemming van Animal van de lokale instelling Zorg en ethische commissie en in overeenstemming met het gebruik en het Comite en de National Institutes of Health richtlijnen, met maatregelen die zijn genomen om pijn en ongemak te minimaliseren. </li><li> Onze muizen werden gehuisvest in een temperatuur-gecontroleerde omstandigheden op een 12-uurs omgekeerde licht en donker cyclus, terwijl gevoed muis chow en water ad libitum. </li><li> Voor onderzoeken bij volwassen regeneratie, moet muizen minimaal 6 weken oud zijn als de heupzenuw verliefd wordt uitgevoerd. Deze leeftijd is dan het tijdstip waarop het snoeien van polyneural neuromusculaire verbindingen plaatsvinden. </li><li> In deze experimenten hebben we 6-8 weken oud C57BL / 6 muizen verkregen van Charles River. Bij het vergelijken van regeneratie na heupzenuw verliefd (dat wil zeggen: snelheid van axon groei) muizenstammen moet hetzelfde zijn, zoals verschillen in de axonale regeneratie zijn nieted verschillende inteeltstammen 15,16. Als genetisch gemanipuleerde muizen worden gebruikt, nestgenoot controles meest geschikt. </li></ol> 1.2. Chirurgische Voorbereiding <ol><li> Dieren zijn zeer verdoofd voor operatie met een cocktail van ketamine (100 mg / kg) en xylazine (10 mg / kg) via intraperitoneale injectie. Elk dier krijgt ook een subcutane injectie van meloxicam (10 mg / kg) tot post-operatieve pijn te minimaliseren. </li><li> Beide achterhand zijn zorgvuldig geschoren met behulp van een chirurgische clippers (Roboz, RC-5903) en ontharen wordt aangevuld met Nair ontharingscrème (te vinden op lokaal apotheek). </li><li> Huid wordt gereinigd met behulp van steriele katoenen tip applicators en betadine chirurgische scrub (Fisher Scientific, 19,066,452). </li><li> Oogzalf (Fisher Scientific, 19082795) wordt toegepast op de ogen met behulp van steriele katoenen tip applicators. </li><li> De muis is geplaatst op een schone roestvrij stalen plaat, waarbij is een voorverwarmde homeot geplaatsthermic deken systeem (Harvard Apparatus, 507222F). Animal temperatuur wordt op 37 ° C. </li><li> Alle ledematen worden vastgeplakt, met zorg genomen om de achterste ledematen te positioneren symmetrisch, zodat het kniegewricht een rechte hoek met het lichaam (Figuur 1, paneel A) maakt. </li><li> De chirurgische veld is bedekt met een steriel laken. Alle instrumenten worden gesteriliseerd door autoclaaf of warme kraal sterilisatie (Fine Science Tools, 18000-45) en de chirurg draagt ​​een masker, schort en steriele handschoenen. </li></ol> 2. Reproduceerbare heupzenuw Crush <ol><li> Na de bereiding wordt een semi-cirkelvormige incisie over de middellijn (figuur 1) in de huid. De huid wordt zacht ontleed van de onderliggende spieren, en gevouwen uit te blijven van de manier waarop tijdens de procedure. Het wordt vochtig gehouden met behulp van toepassingen van 0,1 ml steriele zoutoplossing (Hospira, 0409-4888-20) tijdens de procedure. </li><li> Het openen van de fasciale vlak tussen de gluteus maximus en de voorste hoofd van de biceps femoris onthult de heupzenuw (Figuur 1, paneel A). Voor een chirurgische controle, moet de contralaterale heupzenuw worden blootgesteld en gemobiliseerd, maar intact gelaten. De gluteale spieren wordt dan opnieuw tegen en gehecht met een 6-0 gevlochten zijden, niet-absorbeerbare hechtdraden (Roboz, SUT-1073-11). </li><li> De experimentele heupzenuw wordt vervolgens blootgesteld op dezelfde manier, met oprolmechanisme in de plaats te visualiseren (Figuur 1, paneel B) te verlichten. De oprolmechanismen worden gesteriliseerd. Let op: hoewel oprolmechanisme systemen zijn commercieel beschikbaar zijn, zijn ze vaak vrij duur. We waren in staat tot een bevredigende oprolmechanisme systeem met behulp van goedkope hardware leveringen en insecten pinnen (zie ook Materiaal sectie) te maken. </li><li> De heupzenuw is dan voorzichtig bevrijd van het omliggende bindweefsel met behulp van iridectomie schaar. </li><li> Met behulp van een fijne 5/45 (Fine Science Tools, 11251-35) tang, wordt de zenuw op de onderkaak van een super-fijne hemostatische tang (Fijn ook wetenschapls, 13020-12). De drie bundels zijn elkaar afgestemd, niet op elkaar (Figuur 1 inzet B). De hemostatische tang zijn gegraveerd met een cijfer op 1,5 mm van de tip. De buitenste deel van de nervus wordt geplaatst in lijn met dit merk voordat crush. Dit zorgt voor een crush van uniforme breedte, en dat de zenuw niet verder reikt dan de bek van de hemostatische tang bij afgevlakt als gevolg van de verpletterende kracht. Als de zenuw gaat verder dan de tang tip de zenuw slechts gedeeltelijk worden verpletterd. </li><li> De box is loodrecht aan de zenuw op 45 mm van de derde teen, zoals gemeten door een draad die het pad van de nervus ischiadicus benadert. De zenuw eenmaal vermalen gedurende 15 seconden bij 3 klikken van de hemostatische pincet. Er wordt op gelet dat de zenuw te rekken. Wanneer de hemostats opnieuw worden geopend, moet de gehele zenuw doorschijnend zijn op de crush site. </li><li> Een tweede paar hemostatische pincet (identiek aan de eerste) dat vooraf gedompeld is inpoederkool (Fisher Scientific, C272-500) wordt gebruikt om de crush plaats markeren. De zenuw vergruisd dezelfde pletten plaats gedurende 15 seconden bij 3 klikken. Geen koolstof-markering moet verder gaan dan de grens van de eerste verliefdheid. Dit is vooral belangrijk als precieze aanduiding van de box plaats nodig. Vóór het gebruik wordt koolstofpoeder gesteriliseerd door bestraling met UV licht gedurende twee uur en daarna wordt behandeld met steriele techniek. <ol><li> Om de tang in koolstof voordipbad maar sluit algemeen koolstof op de operatieplaats, de tang wordt geopend poederkool, daarna voorzichtig gesloten (niet geklikt) gesloten en de kool op de buitenzijde van de hemostats wordt afgeveegd met steriel gaas . De tangen worden gecontroleerd onder ten minste 3x vergroting om te controleren of de verpletterende oppervlakken gelijkmatig zijn bedekt in poedervorm koolstof. Indien nodig worden zij opnieuw gedoopt en veegde. </li></ol></li><li> De gluteale spieren wordt opnieuw tegen en gehecht op dezelfde wijze als de contralaterale zijde. </li><li> Ten slotte wordt de huid incisie gesloten met 9 mm reflex clips (World precisie-instrumenten, 500346; Applier: 500345). Als 9 mm reflex clips zijn te vinden op beweging, kleinere reflex clips of 6-0 hechtingen (Roboz, SUT-1073-11) te beperken kunnen worden gebruikt. </li></ol> 3. Post-operatieve zorg <ol><li> Naar aanleiding van de procedure, worden de dieren op een verwarmingselement bij 37 ° C tot ze tekenen van beweging. </li><li> Vervolgens worden ze bewogen naar hun kooi, waar water en voedsel gemakkelijk toegankelijk op de vloer in de vorm van Hydrogel en bevochtigde voedsel. </li></ol> 4. Semi-Thin Voorbereiding <ol><li> Na een overdosis pentobarbital (300 mg / kg) het been spieren wordt verwijderd om de heupzenuw * bloot te leggen. Met de zenuw nog in situ wordt de achterhand ondergedompeld in 2% paraformaldehyde en 2% gluteraldehyde in 0,1 M fosfaatbuffer op ijs gedurende 30 minuten. * Als het invullen van hele berg spieren voorbereiding, spieren zijn oogsted voor het blootstellen van de heupzenuw. </li><li> De zenuw wordt voorzichtig verwijderd, met zorg voor alleen omgaan met het proximale uiteinde. Dan is de zenuw is achteraf vastgestelde in dezelfde fixeermiddel voor drie extra uren. </li><li> Na fixatie de zenuw driemaal gewassen in 0,1 M fosfaatbuffer. </li><li> De zenuw ondergedompeld in 2% osmiumtetroxide in 0,1 M fosfaatbuffer gedurende een uur. </li><li> De zenuw wordt vervolgens gedehydrateerd door opeenvolgende onderdompeling in meer geconcentreerde ethanol (50%, 70%, 80%, 95%, 100% 100%, 100%). Elke onderdompeling is 15 minuten. </li><li> De gedroogde zenuw wordt twee keer geïncubeerd in propyleenoxide gedurende drie minuten elk. </li><li> Vervolgens zenuw ondergedompeld in een 1:1 mengsel van propyleenoxide en insluiten 812 ten minste 6 uur (meestal &#39;s nachts). </li><li> Dan wordt de zenuw wordt ondergedompeld in een 2:1 mengsel van propyleenoxide en embedden 812 &#39;s nachts. </li><li> Ten slotte is de zenuw wordt ondergedompeld in pure Embed 812 gedurende zes uur, dan is ingebed in de juiste vorm en banent bij 60 ° C gedurende 48 uur. </li><li> 1,0 pm secties worden gesneden uit de distale zenuw stomp op een vaste afstand van de crush site met behulp van een Ultracut UCT ultramicrotoom (Leica) met een glazen mes en gekleurd met toluidine blauw. Dunne delen kan ook worden geproduceerd voor de behandeling van ultrastructuur door elektronenmicroscopie. </li></ol> 5. Hele Mount Muscle Voorbereiding <ol><li> Eerste muizen worden opgeofferd met een overdosis pentobarbital (300 mg / kg) en de achterste ledematen zijn verwijderd op de knieën. </li><li> Vier spieren in de achterpoten ledematen zijn verwijderd voor analyse: de tibialis anterior (TA), extensor digitorum longus (EDL), soleus en peroneus longus. </li><li> Alle spieren worden verwijderd via een zorgvuldige dissectie en opgespeld door hun bindweefsel om een ​​zwarte Sylgard (Fisher Scientific, NC9492579) gecoate schaal. Zij worden gespoeld in PBS en gefixeerd in 4% paraformaldehyde gedurende 30 minuten. </li><li> De TA wordt dan gespoeld in PBS, ingebed in OCT (Fisher Scientific, 14-373-65) en snel ingevroren in een bad van aceton en droog ijs. <ol><li> Het wordt opgeslagen bij -80 ° C slijpplaatonderzoek bij geheel gemonteerde preparaat niet. In het algemeen TA te dik voldoende geheel steunen. </li></ol></li><li> De EDL, soleus en peroneus longus worden gespoeld 3 x 10 minuten in PBS, geplaatst in 0,1 M glycine * (Fisher Scientific, AC12007-0010, verdund in PBS) gedurende 30 minuten en 3 x 10 minuten gespoeld met PBS weer. Ze worden dan afgeschrikt in ijskoude 100% methanol precies 5 minuten bij -20 ° C, 3 x 10 minuten gespoeld met PBS en overgoten met fluorescent geconjugeerde alpha-bungarotoxin (verdund in PBS 1:200) gedurende 30 minuten. De spieren gespoeld 3 x 10 minuten in PBS, gevolgd door 1 uur blok 2% BSA (KPL, 50-61-00) en 0,2% Triton X-100 (Dot Scientific Incorporated, 9002-93-1) in PBS * en geïncubeerd nacht onder schommelen bij 4 ° C in een cocktail van primaire antilichamen verdund in hetzelfde 2% BSA/0.2% Triton blok. * Glycine en blokkeren worden bereid op dezelfde dag als spier oogsten en gedurende 30-60 minuten bij kamertemperatuur voor gebruik. <ol><li> Om axonen en neuromusculaire synapsen te markeren, gebruiken we een combinatie van een muis monoklonaal neurofilament marker (Covance, SMI-312R; verdunde 1:1000), een muis monoklonaal synaptische blaasjes marker (SV2 DSHB, verdund 1:1000), en rhodamine geconjugeerde alpha -bungarotoxin (Sigma-Aldrich, verdund 1:200). Om reactieve Schwann cellen te markeren we gebruik van konijnen-anti-GAP-43 (Novus Biologicals, NB300-143, verdund 1/500). De primaire antilichamen worden gevisualiseerd met een IgG1 subtype specifieke fluoresceïne geconjugeerd geiten anti-muis secundair antilichaam en DyLight 649 geconjugeerd ezel anti-konijn (Jackson ImmunoResearch verdund 1:200). </li></ol></li><li> De volgende dag worden de spieren gespoeld in PBS gedurende 3 x 10 minuten en geïncubeerd in secundaire antilichamen verdund 1:200 (in 2% BSA/0.2% Triton blokkeeroplossing). Deze worden vervolgens gespoeld 2 x 10 minuten in PBS, followed door een 5-minuten onderdompeling in DAPI (Invitrogen, D3571, verdund tot 300 nm in gedeïoniseerd water), en nog eens 10 minuten spoelen in PBS. </li><li> Elke spier wordt dan ontleed op een zwarte Sylgard (Fisher Scientific, NC9492579) gecoat petrischaal. Aanvankelijk pezen worden verwijderd om de insertie punten in de spier en de spieren worden verdund door afpellen inrichting spiervezels (figuur 3 panelen AC). Er wordt voor buitenoppervlak van de spieren, waaronder de eindplaat banden (figuur 3 panelen DF) te behouden. De resulterende spieren zijn gemonteerd op plus dia&#39;s (Fisher Scientific, 12-550-15) met Vectashield (Vector Laboratories, H-1000) en 22 x 40 mm glas dekglaasjes (Fisher Scientific, 12-548-5C) verzegeld door duidelijke nagellak tweezijdig. Indien juist gemonteerd op de foto de eindplaat band contact op met de dekglaasje aan. </li></ol> 6. Het meten van Regeneratie <ol><li> Regeneratie kan worden geschat in alle drie de spieren (peroneus, EDL, en soleus). We hebben vaak examine regeneratie veertien dagen na zenuw verliefd, een tijdstip waarop een aanzienlijk percentage van NMS opnieuw worden geïnnerveerd. Zowel de vroegere en latere tijdstippen zijn ook geschikt, afhankelijk van de wetenschappelijke vraag wordt gesteld. In elke spier, wordt re-innervatie van de gehele eindplaat band onderzocht. Alleen en face oppervlak NMS worden gescoord. Op deze manier kan minstens 200 NMS per spier snel worden onderzocht. </li><li> Om spieren scoren re-innervatie bepalen we een &quot;re-innervatie ratio&quot;. De noemer is het aantal gedenerveerde neuromusculaire verbindingen zoals gelabeld door α-bungarotoxin bindend en Schwann cel GAP-43 immunoreactiviteit. De teller is het aantal re-geïnnerveerde NMS als gelabeld door neurofilament/SV2 immunoreactiviteit. Indien nodig, kan NMS worden geclassificeerd als gedeeltelijk (onvolledige dekking van de α-bungarotoxin door SV2) of volledig (volledige dekking van α-bungarotoxin door SV2) re-geïnnerveerd. Voor voorbeelden van re-geïnnerveerde en gedenerveerde NMS zie figuur 3, panelen G en H. </li></ol> 7. Representatieve resultaten <img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/3606/3606fig1.jpg" /> Figuur 1. Schema van de achterpootspier anatomie belangrijk om de zenuwen crush. A. Een semi-cirkelvormige incisie in de huid is gemaakt het openbaren van de onderliggende spieren. B. De musculus musculatuur is gescheiden, en de heupzenuw geopenbaard (stap 2.4). Een pijl geeft de geschatte verliefd site. Retractor plaatsing wordt weergegeven als een algemene richtlijn, en wordt aangepast bij elke operatie om visualisatie van de nervus en aanpak van de hemostatische tang voor het pletten te vergemakkelijken B (inzet):. Plaatsing van de nervus op de onderkaak van de hemostatische tang net voor verbrijzeling (stap 2.5 hierboven). Aparte bundels zijn gelabeld om aan te tonen dat ze horizontaal naast, maar niet verticaal, tijdens de crush. Hoewel drie FASCicles worden aangeduid in dit diagram, kan men ook een kwart fascicle, de articulaire tak van de peroneus. Voor een meer gedetailleerde anatomische tekening van de vertakking patronen van de nervus ischiadicus bundels distaal van de crush punt, verwijzen wij u naar Anatomy Greene&#39;s van de Rat, figuur 188 17. <img alt="Figuur 2" src="/files/ftp_upload/3606/3606fig2.jpg" /> Figuur 2. Een carbon-gemarkeerde verliefd site in situ en toluidine blauw-gekleurde, semi-dunne delen van gemalen heupzenuw. A. Een voorbeeld van een crush site in situ (linker achterpoot ledematen). Zwart carbon geeft de crush site. Het sterretje markeert een tak van de nervus tibialis dat de dij spieren innerveert en dient als een handig herkenningspunt tijdens verliefd operatie. De tibia divisie van de nervus ischiadicus wordt geschetst in het blauw, de peroneale in het groen, en de Sural in het geel. B. Semi-dunne secties tonen een complete verbrijzeling uitgevoerd met hemostatische krachtps. C. Semi-dunne secties tonen een onvolledige verpletteren uitgevoerd met schuine pincet. In beide beelden ontaardt myeline profielen zijn gemarkeerd met pijlpunten. In paneel C pijlen geven voorbeelden van bewaard gebleven myeline profielen en een cluster van gespaard axonen. Schaalstaaf is 10 pm. <img alt="Figuur 3" src="/files/ftp_upload/3606/3606fig3.jpg" /> Figuur 3 hele berg spieren schematische en representatieve NMS AC:.. Gerenderde beelden van de EDL (A), peroneus longus (B), en de soleus (C) spieren na het verwijderen van de achterste ledematen. Getoond Spieren zijn van rechts achterste ledematen. Knie en enkel anatomische oriëntatie zijn ook opgenomen als referentie. Pezen zijn gekleurd wit en beschreven in een stevige zwarte lijn wanneer het zich op de top van de spier. Zij worden beschreven in een zwart streeplijn wanneer zij zich uitstrekken onder de spier. Delen worden in rood stippellijnen.Spier afgepeld van zaagvlakken, zoals aangegeven door pijlen blauwe en vervolgens verdund. Na verdunning, wordt de spier gescheiden van de pinnen door te snijden rond wat overblijft van de gespeld pezen DF:. Gerenderde beelden van hele berg spieren na verwijdering van het bindweefsel en de daaropvolgende dunner. De eindplaat banden worden uiteengezet op elke spier GH:. Soleus hele berg spieren veertien dagen na heupzenuw verliefd demonstreren opnieuw geïnnerveerde (G) en gedenerveerde (H) neuromusculaire juncties. In deze panelen, NMS, axonen, en Schwann-cellen worden gevisualiseerd, zoals hierboven in paragraaf 5.5.1 beschreven. Acetylcholine receptoren zijn rood, axonen groen en Schwann cel verwerkt blauw. In paneel G, de pijlen geven aan delen van de NMJ die zijn opnieuw gestimuleerd door een axon. In paneel H pijlpunten geven GAP-43 positieve Schwann cel processen. Let op de afwezigheid van axonen. Schaalstaaf is 10 pm.

<ol><li>Pan, Y. A., Misgeld, T., Lichtman, J. W., Sanes, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+neurotoxic+and+neuroprotective+agents+on+peripheral+nerve+regeneration+assayed+by+time-lapse+imaging+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Effects of neurotoxic and neuroprotective agents on peripheral nerve regeneration assayed by time-lapse imaging in vivo.</a> J. Neurosci. 23, 11479-11488 (2003).</li>
<li>Magill, C., Tong, A., Kawamura, D., Hayashi, A., Hunter, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinnervation+of+the+tibialis+anterior+following+sciatic+nerve+crush+injury%3A+A+confocal+microscopic+study+in+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Reinnervation of the tibialis anterior following sciatic nerve crush injury: A confocal microscopic study in transgenic mice.</a> Exp. Neurol. 207, 64-74 (2007).</li>
<li>Amado, S., Simñes, M. J., Armada-da-Silva, P. A. S., Luís, A. L., Shirosaki, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+hybrid+chitosan+membranes+and+N1E-115+cells+for+promoting+nerve+regeneration+in+an+axonotmesis+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Use of hybrid chitosan membranes and N1E-115 cells for promoting nerve regeneration in an axonotmesis rat model.</a> Biomaterials. 29, 4409-4419 (2008).</li>
<li>Luís, A. L., Rodrigues, J. M., Geuna, S., Amado, S., Simðes, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+cell+transplantation+effects+on+sciatic+nerve+regeneration+after+a+standardized+crush+injury+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Neural cell transplantation effects on sciatic nerve regeneration after a standardized crush injury in the rat.</a> Microsurgery. 28, 458-470 (2008).</li>
<li>Luís, A. L., Amado, S., Geuna, S., Rodrigues, J. M., Simðes, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+functional+and+morphological+assessment+of+a+standardized+rat+sciatic+nerve+crush+injury+with+a+non-serrated+clamp%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Long-term functional and morphological assessment of a standardized rat sciatic nerve crush injury with a non-serrated clamp.</a> J. Neurosci. Methods. 163, 92-104 (2007).</li>
<li>Baptista, A. F., de Souza Gomes, J. R., Oliveira, J. T., Santos, S. M. G., Vannier-Santos, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+approach+to+assess+function+after+sciatic+nerve+lesion+in+the+mouse+-+adaptation+of+the+sciatic+static+index%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A new approach to assess function after sciatic nerve lesion in the mouse - adaptation of the sciatic static index.</a> J. Neurosci. Methods. 161, 259-264 (2007).</li>
<li>Ronchi, G., Raimondo, S., Varejão, A. S. P., Tos, P., Perroteau, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+crush+injury+of+the+mouse+median+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Standardized crush injury of the mouse median nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 188, 71-75 (2010).</li>
<li>Berg, A., Zelano, J., Cullheim, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Netrin+G-2+ligand+mRNA+is+downregulated+in+spinal+motoneurons+after+sciatic+nerve+lesion%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Netrin G-2 ligand mRNA is downregulated in spinal motoneurons after sciatic nerve lesion.</a> Neuroreport. 21, 782-785 (2010).</li>
<li>Girolami, E. I., Bouhy, D., Haber, M., Johnson, H., David, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+expression+and+potential+role+of+SOCS1+and+SOCS3+in+Wallerian+degeneration+in+injured+peripheral+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Differential expression and potential role of SOCS1 and SOCS3 in Wallerian degeneration in injured peripheral nerve.</a> Exp. Neurol. 223, 173-182 (2010).</li>
<li>Hossain-Ibrahim, M. K., Rezajooi, K., Stallcup, W. B., Lieberman, A. R., Anderson, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+axonal+regeneration+in+the+central+and+peripheral+nervous+systems+of+the+NG2-deficient+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Analysis of axonal regeneration in the central and peripheral nervous systems of the NG2-deficient mouse.</a> BMC Neurosci. 8, 80-80 (2007).</li>
<li>Thornton, M. R., Mantovani, C., Birchall, M. A., Terenghi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+N-CAM+and+N-cadherin+expression+in+axotomized+and+crushed+rat+sciatic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anat%22%5BJournal%5D)">Quantification of N-CAM and N-cadherin expression in axotomized and crushed rat sciatic nerve.</a> J. Anat. 206, 69-78 (2005).</li>
<li>Beer, G. M., Steurer, J., Meyer, V. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardizing+nerve+crushes+with+a+non-serrated+clamp%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Reconstr.+Microsurg%22%5BJournal%5D)">Standardizing nerve crushes with a non-serrated clamp.</a> J. Reconstr. Microsurg. 17, 531-534 (2001).</li>
</ol>

Wij hebben niets te onthullen.

Wij hebben voorgesteld een methode om een ​​betrouwbaar volledige heupzenuw verliefd te verkrijgen met precieze aanduiding van de crush site. Zoals eerder vermeld, heupzenuw verliefdheid is een gemeenschappelijke model voor de perifere zenuwschade bij muizen en ratten. Hoewel elke methode van verliefdheid heeft zijn voor-en nadelen, vonden we deze methode leverde een compleet verliefd die gemakkelijk werd gemarkeerd met een minimum van speciale apparatuur (bv. speciale klemmen, etc). Crush Meth...

<table border="1"><tbody><tr><td> Naam (beschrijving / hoeveelheid) </td><td> Leverancier </td><td> Catalogus nummer </td></tr><tr><td> Mini Clipper met nr. 0000 Blade </td><td> Roboz </td><td> RC-5903 </td></tr><tr><td> Nair Hair Remover (9 oz.) </td><td> Kerk en Dwight Co, Inc </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Betadine Chirurgische Scrub (1 gallon) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 19066452 </td></tr><tr><td> Oogzalf (1 oz.) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 19082795 </td></tr></tbody></table> Chirurgische instrumenten: <table border="1"><tbody><tr><td> Naam (beschrijving / hoeveelheid) </td><td> Leverancier </td><td> Catalogus nummer </td></tr><tr><td> FST 250 Hot kraal sterilisator </td><td> Fine Science Tools </td><td> 18000-45 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Iris Schaar (11 cm lang) </td><td> Wereld Precision Instruments </td><td> 500216 </td></tr><tr><td> Potts-Smith pincet (recht, 18cm, 1x2 Tanden) </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11024-18 </td></tr><tr><td> McPherson-Vannas Schaar (5 mm bladen) </td><td> Wereld Precision Instruments </td><td> 14124-G </td></tr><tr><td> Dumont # 5 Pincetten - Dumoxel Standard Tip </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11252-30 </td></tr><tr><td> Dumont # 5/45 Pincetten - Dumoxel Standard Tip </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11251-35 </td></tr><tr><td> Ultra Fine Hemostats (Straight; Smooth binnenkant) </td><td> Fine Science Tools </td><td> 13020-12 </td></tr><tr><td> Poedervormige actieve kool (500 g) </td><td> Fisher Scientific </td><td> C272-500 </td></tr><tr><td> Maat 6-0 hechtingen met C-1 Naald (steriel, Zijde, Zwart, Gevlochten,Niet-absorbeerbare, 18 &quot;Lengte, Doos van 36) </td><td> Roboz </td><td> SUT-1073/11 </td></tr><tr><td> Reflex Clip Applier (voor 9 mm clips) </td><td> Wereld Precision Instruments </td><td> 500345 </td></tr><tr><td> 9mm RVS Reflex Clips (100/doos) </td><td> Wereld Precision Instruments </td><td> 500346 </td></tr></tbody></table> Animal Care: <table border="1"><tbody><tr><td> Naam (beschrijving / hoeveelheid) </td><td> Leverancier </td><td> Catalogus nummer </td></tr><tr><td> 0,9% natriumchloride voor injectie (vrij van conserveringsmiddelen, 20 ml) </td><td> Hospira </td><td> 0409-4888-20 </td></tr><tr><td> Compleet Homeothermic Deken systeem met flexibele sonde (Medium, 115 V AC, 60 Hz) </td><td> Harvard Apparatuur </td><td> 507222F </td></tr></tbody></table> Chirurgische Platform en Retractors: (Gekocht bij de lokale bouwmarkt) <table border="1"><tbody><tr><td> Naam (beschrijving /) </td><td> Hoeveelheid </td></tr><tr><td> Stainless Steel Platform (gemalen, ~ 12 &quot;x12&quot; x1 / 8 &quot;) </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Button Magneten (Voorbeeld: Eclipse E825) </td><td> 3 </td></tr><tr><td> Roestvrij stalen bouten (3 &quot;Long; Diameter wordt bepaald door Button Magneten) </td><td> 3 </td></tr><tr><td> RVS Moeren (Sized tot Bouten Fit) </td><td> 9 </td></tr><tr><td> Rubber Bands (lichte spanning) </td><td> 3 </td></tr><tr><td> Insect Pins (Both Ends gebogen haken te vormen) </td><td> 3 </td></tr></tbody></table> Semi-Thins: <table border="1"><tbody><tr><td> Naam (beschrijving / hoeveelheid) </td><td> Leverancier &lt;/ Strong&gt; </td><td> Catalogus nummer </td></tr><tr><td> Paraformaldehyde (1 kg) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P6148-1KG </td></tr><tr><td> Dibasisch Watervrij (500 g; gebruikt om fosfaatbuffer Bereid) </td><td> Fisher Scientific </td><td> S375-500 </td></tr><tr><td> Monobasisch Watervrij (1 kg, gebruikt om fosfaatbuffer Bereid) </td><td> Fisher Scientific </td><td> AC38987-0010 </td></tr><tr><td> Glutaaraldehyde (50%, 10 x 10 mL) </td><td> Ted Pella, Inc </td><td> 18431 </td></tr><tr><td> Osmiumtetroxide (4% waterige, 10 x 10 mL) </td><td> Ted Pella, Inc </td><td> 18465 </td></tr><tr><td> Propyleenoxide (450 ml) </td><td> Ted Pella, Inc </td><td> 18601 </td></tr><tr><td> Embed 812 (Kit, voor harde blokken / beeld met hoog contrast) </td><td> Elektronen Microscopie Wetenschappen </td><td> 14120 </td></tr><tr><td> Toluidine Blue (25 g) </td><td> Ted Pella, Inc </td><td> 19451 </td></tr></tbody></table> Hele Mount Spier Voorbereiding en Immunohistochemie: <table border="1"><tbody><tr><td> Naam (beschrijving / hoeveelheid) </td><td> Leverancier </td><td> Catalogus nummer </td></tr><tr><td> Paraformaldehyde (1 kg) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P6148-1KG </td></tr><tr><td> Dibasisch Watervrij (500 g; gebruikt om fosfaatbuffer Bereid) </td><td> Fisher Scientific </td><td> S375-500 </td></tr><tr><td> Monobasisch Watervrij (1 kg, gebruikt om fosfaatbuffer Bereid) </td><td> Fisher Scientific </td><td> AC38987-0010 </td></tr><tr><td> 10% BSA oplosmiddel / blokkeeroplossing (200 ml) </td><td> Kirkegaard &amp; Perry Laboratories, Inc </td><td> 50-61-00 </td></tr><tr><td> Triton X-100 (100 ml) </td&gt; <td> Dot Wetenschappelijke Incorporated </td><td> 9002-93-1 </td></tr><tr><td> Glycine, 98% (1 kg) </td><td> Fisher Scientific </td><td> AC12007-0010 </td></tr><tr><td> Tissue-Tek Cryo-OKT Compound (arrest van 12, 4 ml flessen) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-373-65 </td></tr><tr><td> Sylgard DOW 170 (2 pond Kit) </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9492579 </td></tr><tr><td> Roestvrij staal Insect Pins, Maat 1 (100/pkg) </td><td> Fine Science Tools </td><td> 26001-40 </td></tr><tr><td> Tetramethylrodamine-A-Bungarotoxin (0,5 mg) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T0195-.5MG </td></tr><tr><td> Muize-monoclonaal antilichaam tegen SMI-312 (0,1 ml) </td><td> Covance </td><td> SMI-312R </td></tr><tr><td> Muize-monoclonaal antilichaam tegen SV2 (0,1 ml) </td><td> Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB) </td><td> SV2 </td></tr><tr><td> Konijn Polyklonale antistof tegen GAP-43 </td><td> Novus Biologicals </td><td> NB300-143 </td></tr><tr><td> Flourescein geconjugeerd geit anti-muis IgG, Fcγ Subklasse 1 Specifieke </td><td> Jackson ImmunoResearch </td><td> <a href="http://www.jacksonimmuno.com/MERCHANT2/merchant.mv?Screen=BASK&amp;Store_Code=JI&amp;Action=ADPR&amp;Product_Code=115-095-205&amp;Attributes=Yes&amp;Quantity=1">11 5-095-205</a> </td></tr><tr><td> DyLight 649 geconjugeerd ezel anti-konijn IgG </td><td> Jackson ImmunoResearch </td><td> <a href="http://www.jacksonimmuno.com/MERCHANT2/merchant.mv?Screen=BASK&amp;Store_Code=JI&amp;Action=ADPR&amp;Product_Code=711-495-152&amp;Attributes=Yes&amp;Quantity=1">711-495-152</a> </td></tr><tr><td> 4 &#39;,6-diamidino-2-fenylindool (DAPI, dilactate, 10 mg) </td><td> Invitrogen </td><td> D3571 </td&gt; </tr><tr><td> Vectashield Montage Medium (10 ml) </td><td> Vector Laboratories </td><td> H-1000 </td></tr><tr><td> Superfrost Plus Microscope Slides (wit, formaat: 75 x 25 mm; pak van 144) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-550-15 </td></tr><tr><td> Fisherfinest Premium Cover Bril (Afmetingen: 40 x 22 mm, verpakking van 1 oz.) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 12-548-5C </td></tr></tbody></table>

reproduceerbare mouse heupzenuw crush en de daaropvolgende beoordeling van regeneratie door whole mount muscle analyse

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneratie van het perifere zenuwstelsel (PNS) wordt op grote schaal onderzocht, zowel voor de relevantie ervan voor de menselijke ziekte en de robuuste regeneratieve respons gemonteerd door PNS neuronen daarmee mogelijk het verlichten van de mislukkingen van CNS regeneratie 1 te begrijpen. Heupzenuw Crush (axonotmesis) is een van de meest voorkomende modellen van perifere zenuwschade bij knaagdieren 2. Breken onderbreekt alle axonen, maar Schwann cel basale laminae worden bewaard, zodat de regeneratie optimaal is 3,4. Hierdoor kan de onderzoeker nauwkeurig onderzoek het vermogen van een toenemende axon interactie met zowel de Schwann cel basale lamellen 4. Ratten zijn over het algemeen de voorkeur diermodellen voor experimentele zenuw crush. Ze zijn op grote schaal beschikbaar en hun gelaedeerde heupzenuw biedt een redelijke benadering van de menselijke zenuwletsels 5,4. Hoewel kleiner in omvang dan de rat zenuw, de muis zenuw heeft vele gelijkaardige kwaliteiten. Het belangrijkste is echter, mouse modellen zijn steeds waardevoller vanwege de ruime beschikbaarheid van transgene lijnen maakt het nu mogelijk voor een gedetailleerde dissectie van de individuele moleculen van cruciaal belang voor zenuwregeneratie 6, 7. Voorafgaand onderzoekers gebruik hebben gemaakt van verschillende methoden om een zenuw drukken of letsel, met inbegrip eenvoudige schuine pincet, gekoeld tang, hemostatische tang, vasculaire klemmen en onderzoeker ontworpen klemmen 8,9,10,11,12 te produceren. Onderzoekers hebben ook gebruik gemaakt van verschillende methoden voor het markeren van de schade site met inbegrip van hechtdraad, carbon deeltjes en fluorescerende kralen 13,14,1. We beschrijven onze methode om een ​​reproduceerbaar volledige heupzenuw verliefd te verkrijgen met nauwkeurige en blijvende markering van de crush-site met behulp van een fijne hemostatische tang en de daaropvolgende koolstof crush-locatie markering. Als onderdeel van onze beschrijving van de nervus ischiadicus verliefd procedure die wij hebben ook een relatief eenvoudige methode om de spieren geheel te monteren die we gebruiken om vervolgens te kwantificeren regeneratie.

In dit rapport beschrijven we een methode om de muis heupzenuw te verpletteren. Deze methode maakt gebruik van direct beschikbaar hemostatische tang en gemakkelijk en reproduceerbaar maakt complete heupzenuw crush. Daarnaast beschrijven we een methode om de spieren hele mounts geschikt voor analyse van de zenuw regeneratie na heupzenuw verliefd te bereiden.

Reproduceerbare Mouse heupzenuw Crush en de daaropvolgende beoordeling van Regeneratie door Whole Mount Muscle Analyse

Regeneratie in het perifere zenuwstelsel (PZS) wordt uitgebreid bestudeerd, zowel vanwege de relevantie voor menselijke ziekten als om de robuuste regeneratieve ...

Het hoofddoel van deze procedure is om een eenvoudige, reproduceerbare methode voor het verbrijzelen van de nervus ischiadicus en de whole-mount analyse van spierreïnnervatie na het verbrijzelen van de nervus ischiadicus te demonstreren. Dit wordt bereikt door eerst de nervus ischiadicus bloot te leggen, waarbij chirurgische retractors correct worden geplaatst om een goede toegang tot de zenuw te garanderen. Vervolgens wordt de zenuw verbrijzeld met hemostatische klemmen en gemarkeerd met houtskool.Verwijder vervolgens de individuele spieren die door de nervus ischiadicus worden geïnnerveerd uit het achterpoot. De laatste stap is het dissekeren van individuele spieren voor whole mount-analyse na immunokleuring. Uiteindelijk tonen de resultaten aan dat een reproduceerbare compressie van de nervus ischiadicus eenvoudig kan worden uitgevoerd en dat muscle hole mounts kunnen worden gebruikt om de daaropvolgende regeneratie te analyseren.Het belangrijkste voordeel van deze procedure is dat het een eenvoudige, reproduceerbare techniek biedt om de nervus ischiadicus te verbrijzelen en vervolgens de axonale regeneratie te scoren. Begin deze procedure door de muis voor de chirurgie te anest

reproducible-mouse-sciatic-nerve-crush-subsequent-assessment

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Source: Li, Q., et al. Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion. J. Vis. Exp. (2018)This video demonstrates the process of axonal regeneration in a mouse sciatic nerve following a crush injury. The isolated nerve is fixed and prepared for imaging, with fluorescent proteins expressed in neurons to visualize axon growth. Using an epifluorescence microscope, axon regeneration is traced from the injury site to assess the extent of...

Axonal Regeneration in the Sciatic Nerve of a Mouse Following a Crush Injury

Source: Li, Q. et al. Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion. J. Vis. Exp. (2018)This video demonstrates electroporation-mediated transfection of mouse DRG neurons to study axon regeneration. It outlines the steps for delivering nucleic acid constructs to DRG neurons, inducing sciatic nerve injury, and assessing axonal regeneration.

Electroporation-Mediated Transfection of Mouse Dorsal Root Ganglia to Promote Sensory Axon Regeneration

Source: Dalkin, W., et al. The Fibular Nerve Injury Method: A Reliable Assay to Identify and Test Factors That Repair Neuromuscular Junctions. J. Vis. Exp. (2016)This video demonstrates a surgical procedure to induce fibular nerve injury in a mouse to study neuromuscular junction (NMJ) regeneration. The procedure involves exposing the fibular nerve, applying controlled pressure to induce injury, and ensuring the epineurium remains intact to support axonal regeneration. Over time, macrophages...

Inducing Fibular Nerve Injury in a Mouse to Study Neuromuscular Junction Regeneration

We hebben een methode voor zenuwletsel ontwikkeld om op betrouwbare wijze spierreïnnervatie, en dus regeneratie van neuromusculaire juncties bij muizen, te onderzoeken. Deze techniek omvat het beschadigen van de gemeenschappelijke fibulazenuw via een eenvoudige en zeer reproduceerbare operatie. Spierreïnnervatie wordt vervolgens beoordeeld door het geheel op te monteren van de extensor digitorum longus-spier.

De fibular Nerve Injury Methode: Een betrouwbare Assay kunnen identificeren en Test factoren die Repair neuromusculaire verbindingen

Electroporation is een effectieve aanpak te leveren van genen van belangen in cellen. Door deze aanpak in vivo toe te passen op de neuronen van volwassen muis achterwortelganglia ganglion (DRG), beschrijven we een model voor het bestuderen van axon regeneratie in vivo.

Behandelende zoogdieren Axon regeneratie: In Vivo Electroporation van volwassen muis achterwortelganglia Ganglion

Gepresenteerd is een protocol om verschillende soorten mediane zenuw (MN) laesies te produceren en reparatie in de rat. Bovendien laat het protocol zien hoe het functionele herstel van de zenuw kan worden geëvalueerd met behulp van verschillende niet-invasieve gedragstests en fysiologische metingen.

Functionele en fysiologische methoden voor de evaluatie van mediane zenuwregeneratie in de rat

Geautomatiseerde loopanalyse is een haalbaar hulpmiddel om functioneel herstel te evalueren in knaagdiermodellen van perifere zenuwletsel en dwarslaesie. Hoewel het slechts één opstelling vereist om de motorische functie in verschillende experimentele modellen te beoordelen, is nauwgezette hard- en soft-ware aanpassing en training van de dieren zeer belangrijk.

Geautomatiseerde ganganalyse om functioneel herstel bij knaagdieren met perifere zenuw- of ruggenmergkvochtletsel te beoordelen

Evaluatie van motorisch herstel blijft de benchmark uitkomstmaat in experimentele perifere zenuwstudies. De isometrische tetanische krachtmeting van de tibialis voorste spier in de rat is een onschatbaar hulpmiddel om functionele resultaten na reconstructie van ischiaszenuwdefecten te beoordelen. De methoden en nuances worden in dit artikel beschreven.

Maximale isometrische tetanische krachtmeting van de Tibialis-voorste spier in de rat

We bieden een protocol voor de beoordeling van motorisch gedrag via een gedragstestbatterij bij ratten na ischias zenuwverpletteringsletsel.

Multifactoriële beoordeling van motorisch gedrag bij ratten na unilaterale ischias zenuw crush letsel

Demonstreren we een protocol voor axoplasm isolatie van volwassen ratten heupzenuw op basis van dissectie van de zenuw bundels en incubatie in hypotone medium om myeline release en lyseren niet-axonale structuren, gevolgd door extractie van de resterende axon-verrijkt materiaal.

Axoplasm Isolatie van Rat heupzenuw

Leer een reproduceerbare methode voor het crushen van de nervus ischiadicus bij muizen en het analyseren van spierreïnnervering via whole mount techniek. Deze aanpak biedt waardevolle inzichten voor neurowetenschappelijk onderzoek.

Reproduceerbare Mouse heupzenuw Crush en de daaropvolgende beoordeling van Regeneratie door Whole Mount Muscle Analyse

Meer video's verkennen