Name: Een muizenmodel van subarachnoïdale bloeding (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Leer een gestandaardiseerd muizenmodel voor subarachnoïdale bloeding via endovasculaire filamentperforatie. Deze methode omvat monitoring van intracraniale druk en cerebrale perfusie voor onderzoek naar hersenbloedingen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Het huidige onderzoek is gefinancierd door de Solorz-Zak Research Foundation.

Alle chirurgische procedures werden onderworpen aan ethische toetsing en door de regering van Opper-Beieren (referentienummer: 55.2-1-54-2532.3-13-13 en -2532-136-11) goedgekeurd. Dieren mannelijke C57BL / 6 muizen met een lichaamsgewicht van ongeveer 25 g. 1. Bereiding van dieren <ol><li> Induceren verdoving door de invoering van de muis in een kamer. Spoel de kamer met 5% isofluraan tot het dier het bewustzijn verliest. </li><li> Injecteer voorgemengd anesthesie intraperitoneaal: fentanyl (0,05 mg / kg), midazolam (5 mg / kg) en medetomidine (0,5 mg / kg). Controleer reflexen vóór en regelmatig tijdens de procedure. Reinject eenderde van het oorspronkelijke bedrag uur anesthesie te handhaven. </li><li> Intubate orotracheally met een buis van een 20 G veneuze katheter 11. Voor intubatie fix het dier op een schuine platform (30 °), trek de tong met gebogen tang, visualiseren de stembanden onder een operatie microscoop en plaats de buis in de luchtpijptijdens inspiratie. </li><li> Plaats de muis in een liggende positie en controleer de juiste plaatsing van de buis met een stuk katoen of een microcapnograph. </li><li> Sluit de intubatie buis naar de respirator. Ventileren muis met luchtruimte aangevuld met 25% zuurstof met een frequentie van 180-220 ademhalingen / min en een slagvolume van 200-250 ul. </li><li> Sluit de intubatie buis naar de microcapnograph. Handhaaf het eindexpiratoire pCO 2 bij 30 mmHg door het aanpassen van de ventilatie frequentie. </li><li> Plaats een rectale sonde en plaats het dier op een verwarmingselement om 37 ° C lichaamstemperatuur te handhaven. </li><li> Breng de ringvormige pulsoximeter sensor aan de rechter achterpoot. </li><li> Open de huid boven de schedel met een schaar. De incisie moet ongeveer 0,5 cm lang en tussen oor en oog. </li><li> Ontleden de linker temporale spier met een scalpel van het slaapbeen. </li><li> Lijm de laser Doppler flowmeter (LDF) probe opde linker slaapbeen. Houd de sonde in een vaste stand totdat de lijm uithardt. </li><li> Boor een gat van ongeveer 1,5 mm diameter met een tandartsboor in de linker temporale bot. Koel het bot met zoutoplossing om warmte te voorkomen. </li><li> Steek de ICP sonde in de schedelholte. Naar voren te duwen zo dorsally mogelijk om hersenweefsel schade en bloeden te voorkomen. </li><li> Als de sonde op de juiste plaats, op te lossen, en verzegelt het met cement. Laat het cement droog gedurende 5 minuten. </li><li> Zet de muis voorzichtig naar rugligging. </li><li> Voor continue bloeddrukmeting, katheteriseren de linker slagader. </li><li> Sluit de femorale katheter om de bloeddrukmeter. </li></ol> 2. SAH Inductie <ol><li> Open de huid met een schaar van borstbeen tot kin (2 cm). Ontleden het bindweefsel botweg en duw de speekselklieren opzij. </li><li> Expose de linker gemeenschappelijke halsslagader (CCA) en het mobiliseren van het. Behoud van denervus vagus, die dezelfde bindweefsel koker als CCA loopt. Verplaats craniale en bloot te leggen en te mobiliseren de ICA en de Rekenkamer gebruikmaking van dezelfde techniek. </li><li> Ligeren de Rekenkamer zo ver craniaal mogelijk. </li><li> Toren regelen twee ligations voor het filament rond de Europese Rekenkamer. </li><li> Occlude de CCA en de ICA tijdelijk met microclips. Plaats de microclips met een microclip applicator. Zorg ervoor dat de klemmen correct worden toegepast door ze zachtjes te trekken terug. </li><li> Maak een gat voor de gloeidraad inbrengen in het ECA met een vaartuig een schaar. </li><li> Plaats een Pelvicol 5-0 filament met 12 mm lengte in de ECA. </li><li> Sluit de plaats van inbrengen met een afgesproken ligatie. </li><li> Verwijder de microclips met een microclip applicator van de CCA en de ICA. </li><li> Advance de gloeidraad met een pincet in de ICA tot de ICP stijgt. Een plotselinge stijging van de ICP geeft bloeden inductie. </li><li> Trek de gloeidraad onmiddellijk en afbinden van de Europese Rekenkamer door het sluiten van zowel prearranged ligeringen achtereenvolgens. Dit voorkomt bloeden uit de plaats van inbrengen. </li><li> Hecht de huid wond. </li><li> Controleer de fysiologische parameters van de dieren nog eens 20 minuten. </li><li> Verwijder ICP en LDF sondes en hechtdraad de huid wond. </li></ol> 3. Einde Experiment <ol><li> Perfuseren het dier transcardiaal met 20 ml zoutoplossing (kamertemperatuur), gevolgd door 20 ml 4% PFA in PBS (4 ° C). </li><li> Ontleden de hersenen uit de schedel. Snijd de schedel in het middellijn en tussen de orbitale holtes. Schil vervolgens het bot van de hersenen. </li><li> Evalueer het bloed verdeling in de subarachnoïdale ruimte. </li></ol> 4. Overwegingen in de zaak van Survival Chirurgie (niet getoond in de video) <ol><li> Injecteer Carprofen (4 mg / kg subcutaan) voor postoperatieve analgesie direct na inductie van anesthesie. In de postoperatieve observatieperiode Carprofen (4 mg / kg subcutaan) wordt iedere 24 uur. </li&gt; <li> In plaats van invasieve bloeddrukmeting gebruik maken van een niet-invasieve bloeddrukmeting systeem. </li><li> Bij beëindiging van de anesthesie injecteren tegenwerkende middelen subcutaan: naloxon (1,2 mg / kg), flumazenil (0,5 mg / kg) en atipamezol (2,5 mg / kg). </li><li> Extuberen het dier. </li><li> Na het terugbrengen van reflexen zette het dier in een voorverwarmde kamer. Houd het dier bij ongeveer 32 ° C gedurende 24 uur. </li><li> Dieren worden regelmatig gecontroleerd voor spontane ademhaling en hun algemene toestand tijdens de eerste uren na de operatie. Als de hersenstam wordt beïnvloed dieren hebben ademhalingsproblemen en moet worden gedood. </li><li> Dieren worden dagelijks gecontroleerd op hun algemene conditie en het lichaamsgewicht en voor neurologische en sensorische stoornissen 15. </li></ol>

<ol><li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%3A+is+it+time+for+a+new+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li>
<li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li>
<li>Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+induction+of+subarachnoid+hemorrhage+in+mice+by+intracranial+pressure+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li>
<li>Parra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage+associated+cerebral+vasospasm%3A+methodological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis.</a> Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).</li>
<li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li>
<li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li>
<li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Transl.+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).</li>
<li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li>
<li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%3A+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li>
<li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc.+Dis%22%5BJournal%5D)">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li>
</ol>

Auteurs hebben niets te onthullen.

Behandeling opties na een SAB zijn schaars en meestal ondoeltreffend. Daarom is de pathofysiologie van post-hemorragische hersenbeschadiging moet verder worden begrepen om nieuwe therapeutische targets te identificeren en nieuwe therapeutische benaderingen te ontwikkelen. Gestandaardiseerd en goed reproduceerbare diermodellen in genetisch gemodificeerde dieren, dwz muizen, zijn cruciaal voor dergelijke onderzoeken. De CWP model is uitgegroeid tot een veel gebruikt model voor SAH als het lijkt op de pathofysiolo...

SAH is de beroerte subtype met de minst gunstige uitkomst voor patiënten: 40% van de patiënten overlijdt binnen een maand na de bloeding 1 en overlevenden hebben zelden een klinisch gunstig resultaat. De grote meerderheid van spontane SAHS (80%) worden veroorzaakt door breuk van intracraniële aneurysmata die meestal gelegen langs de voorste en achterste communiceren slagader, de basilaire slagader, en midden cerebrale slagader (MCA) 2. Dergelijke aneurysma&#39;s zijn moeilijk te modelleren in dieren en dus diermodellen van SAB zijn ofwel uitgevoerd door injectie van bloed in de subarachnoïdale ruimte / cerebrale ventrikels of endovasculaire perforatie van een subarachnoïdale vaartuig. Autoloog bloed injectie in de cisterna magna is eenvoudig uit te voeren en reproduceerbaar het bloedvolume direct kan worden gecontroleerd 3. Helaas zijn sommige aspecten van de SAH pathofysiologie, bijvoorbeeld devatverwonding, kan niet worden gemodelleerd door deze procedure. Een andere technische benadering voor de inductie van SAH is de opening van een intracisternale ader 4. De intraluminale CWP op de MCA aftakking schijnt de procedure die modellen de pathofysiologie bij mensen nauwst 5 zijn. De methode werd ontwikkeld en eerst beschreven in ratten Bederson en collega&#39;s en tegelijkertijd door Veelken 6,7 en collega&#39;s. Later werd het intraluminale perforatie model aangepast aan muizen 8,9. Een filament wordt in de externe halsslagader (ECA) geplaatst en schoof op naar de schedelbasis via de interne halsslagader (ICA). Op het vertakkingspunt van de MCA perforeert de gloeidraad het schip en induceert een bloeden in de subarachnoïdale ruimte aan de schedelbasis. Het bloed verdeelt dan in de resterende subarachnoïdale ruimte langs scheuren en bloedvaten. Bloeden wordt gestopt door stolselvorming op de plaats van perforatie, maar rebleedings, which zijn vaak schadelijk bij patiënten 10, kan optreden. Dienovereenkomstig, de endovasculaire filament model werd een veelgebruikt SAH model tijdens de afgelopen jaren. De meest genoemde nadeel van de gloeidraad perforatie model is dat bloeden volume niet direct kan worden gecontroleerd en kan derhalve variabel. Deze variabiliteit kan aanzienlijk worden verminderd door een strikte beheersing van dierlijke fysiologie en post-hemorragische ICP. Muizen hebben het grote voordeel dat een groot aantal genetisch gemodificeerde stammen beschikbaar. Vanwege hun kleine omvang chirurgische procedures vaak complexer dan in grotere soorten, zoals ratten of konijnen. Daarom is de inkrimping van de technieken voor de ratten muizen vaak niet tot de gewenste resultaten, bijvoorbeeld als muizen hebben een zeer beperkte lichaamsgewicht en het bloedvolume invasieve technieken voor bloeddruk en gasanalyse en voor hemoglobine verzadiging en hartslagmoeten mogelijk worden toegepast wanneer. Dienovereenkomstig is het doel van de huidige publicatie het filament perforatie model SAH beschrijven muizen en aan hoe dit model in een gestandaardiseerde en zeer reproduceerbare wijze kan worden uitgevoerd.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>operation microscope</td><td>Leica</td><td>KL2500</td><td></td></tr><tr><td>isoflurane vaporizer</td><td>Harvard Instruments</td><td>Continuous Flow Vaporizer</td><td></td></tr><tr><td>respirator</td><td>Hugo Sachs</td><td>Minivent 845</td><td></td></tr><tr><td>microcapnograph</td><td>Hugo Sachs</td><td>Type 340</td><td></td></tr><tr><td>temperature controller</td><td>FHC</td><td>DC Temperature Controller</td><td></td></tr><tr><td>dental drill</td><td>Paggen</td><td>Labset- N</td><td></td></tr><tr><td>ICP monitor</td><td>Codman</td><td>ICP monitor</td><td></td></tr><tr><td>blood pressure monitor</td><td>AD Instruments</td><td>Bridge Amp FE221</td><td></td></tr><tr><td>syringe pump</td><td>World Precision Instruments</td><td>SP101IZ</td><td></td></tr><tr><td>pulsoximeter</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseSTAT</td><td></td></tr><tr><td>LDF</td><td>Perimed</td><td>Periflux 5000</td><td></td></tr><tr><td>analog data monitor</td><td>AD Instruments</td><td>Power Lab 16/35</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Material</td></tr><tr><td>cement for ICP probe fixation</td><td>Speiko</td><td>Carboxylate cement</td><td></td></tr><tr><td>glue for LDF probe fixation</td><td>Bob Smith Industries</td><td>Cyanoacrylate glue (Maxi Cure and Insta Set)</td><td></td></tr><tr><td>venous catheter</td><td>Johnson Johnson</td><td>Jelco winged i.v. catheter; REF 4076</td><td>gemodificeerde intubatiebuis</td></tr><tr><td>tubing for femoral catheter</td><td>Smiths Medical</td><td>Fine Bore Polythene Tubing; ID 0.28 mm OD 0.61 mm; REF 800/100/100</td><td>gesneden tot 30 cm lengte</td></tr><tr><td>filament for vessel perforation</td><td>Ethicon</td><td>Prolene 5-0</td><td>gesneden tot 12 mm lengte</td></tr><tr><td>surgical equipment</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>forceps medisch #5, vaatjes 8 cm, microclip 4 mm kaak</td><td></td></tr></tbody></table>

een muizenmodel van subarachnoïdale bloeding

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In deze video publicatie een gestandaardiseerd muismodel van subarachnoïdale bloeding (SAB) wordt gepresenteerd. Bloeden wordt geïnduceerd door endovasculaire Cirkel van Willis perforatie (CWP) en bewezen door intracraniële druk (ICP) monitoring. Waardoor een homogene bloed verdeling in subarachnoïdale ruimtes rond de arteriële circulatie en cerebellaire scheuren wordt bereikt. Dier fysiologie wordt onderhouden door intubatie, mechanische ventilatie, en continue on-line monitoring van diverse fysiologische en cardiovasculaire parameters: lichaamstemperatuur, systemische bloeddruk, hartslag, en hemoglobine verzadiging. Waardoor de cerebrale perfusiedruk kan goed worden gevolgd waardoor minder variabel volume van extravasatie van bloed. Dit maakt een betere standaardisatie van endovasculaire filament perforatie in muizen en maakt het hele model zeer reproduceerbaar. Het is dus direct beschikbaar voor farmacologische en pathofysiologische studies in wild type en genetischely veranderde muizen.

Sterfte Zodra de operatie techniek wordt beheerst de procedure niet ontlokken elke intra-operatieve sterfte. Ook bloeden kan op vrijwel alle dieren. Postoperatieve sterfte 30-40% meeste dieren sterven op dag 1 na operatie (figuur 5). ICP waarden na SAH De ICP voor bloeden is ongeveer 4 mmHg. Bloeden resulteert in een sterke toename van de ICP tot 120 mmHg. ICP waarden vervolgens te stabiliseren binnen 5 minuten bij ongeveer...

Een gestandaardiseerde muismodel van subarachnoïdale bloeding door intraluminale Cirkel van Willis perforatie wordt beschreven. Vaatperforatie en subarachnoïdale bloeden worden bewaakt door intracraniële druk monitoring. Daarnaast zorgen verschillende vitale parameters worden geregistreerd en gecontroleerd om fysiologische omstandigheden te handhaven.

Een muizenmodel van subarachnoïdale bloeding

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Het algemene doel van deze procedure is om een gestandaardiseerd subarachnoïdale bloeding bij muizen te induceren. Dit wordt bereikt door het geanesthetiseerde dier eerst aan bewakingsapparatuur te verbinden om de fysiologische omstandigheden tijdens de operatie te begeleiden. De tweede stap is het aanbrengen van sensoren voor cerebrale perfusie en intracraniale drukmeting als belangrijke parameters voor het induceren van bloedingen.Vervolgens wordt de subarachnoïdale bloeding geïnduceerd door endovasculaire filamentperforatie. De laatste stap is het perfunderen van het dier en het isoleren van de hersenen om de verdeling van het extravasculaire bloed te visualiseren. Het grote voordeel van het uitvoeren van deze techniek bij muizen in plaats van Rex is dat we gebruik kunnen maken van transgene dieren.Over het algemeen zullen personen die nieuw zijn in deze methode worstelen omdat intubatie, multimodaal fysiologisch bewaken en vatvoorbereiding behoorlijk uitdagend zijn om uit te voeren bij muizen. Visuele demonstratie van deze methode is cruciaal omdat de chirurgische stappen moeilijk te leren zijn. De procedure zal worden gedemonstreerd door Catherine Shula, een PhD-student uit mijn laboratorium.Zij heeft meer dan twee jaar ervaring met het uitvoeren van dit SAH-model. Om te beginnen, plaatst u een geanesthetiseerd dier op een schuine platform dat werkt onder een microscoop, trekt de tong met gebogen pincetten om de stembanden te lokaliseren. Zodra deze zijn gevisualiseerd, intubeert u tijdens de inspiratie met een buis gemaakt van een veneuze katheter van 20 gauge.Plaats vervolgens de muis in rugligging en controleer de juiste plaatsing van de buis met een stukje katoen of een micro-capnograaf als deze correct is geplaatst. Verbind de intubatiebuis met de respirator. Ventileer de muis met kamerlucht, aangevuld met 25% zuurstof.Verbind de intubatiebuis met de micro-capnograaf. Houd de end-exspiratorische partiële druk van kooldioxide op 30 millimeter kwik door de ventilatiefrequentie aan te passen. Na het inbrengen van een rectale temperatuursonde, plaatst u het dier op een verwarmingsmat om de lichaamstemperatuur op 37 graden Celsius te houden. Plaats een annulaire pulsoxymetersensor op de rechterachterpoot.Maak vervolgens een incisie van oog tot oor. Trek de huid terug en dissecteer de linker temporale spier van het slaapbeen. Zodra deze is blootgelegd, lijm een laser-doppler flowmeter sonde op het linker slaapbeen.Houd de sonde in een vaste positie totdat de lijm hard is. Boor een gat van ongeveer 1,5 millimeter in diameter in het linker slaapbeen terwijl u boort. Koel het bot met zoutoplossing.Om hitteschade te voorkomen, brengt u de intracraniale druksensor in de schedelholte en duwt u deze zo ver mogelijk naar voren en naar boven om weefselschade en bloedingen te voorkomen. Zodra de sonde correct is geplaatst, fixeert u deze en verzegelt u deze met cement en laat u deze vijf minuten drogen. Wanneer het cement droog is, draait u de muis voorzichtig naar een rugligging.Gebruik standaardtechnieken om de linker femorale arterie te kateteriseren voor continue bloeddrukmeting. Eenmaal op zijn plaats, verbindt u de femorale katheter met het bloeddrukmeetapparaat. Open eerst de huid met het schaartje van het borstbeen tot aan de kin.Dissecteer door het bindweefsel en schuif de speekselklieren opzij om de linker gemeenschappelijke halsslagader bloot te leggen. Isoleer de CCA van het omliggende weefsel, zorg ervoor dat u de nervus vagus niet beschadigt die zich in hetzelfde bindweefselschede bevindt. Vervolgens blootlegt en isoleert u voorzichtig de interne halsslagader en de externe halsslagader.Eenmaal geïsoleerd, lig de ECA zo ver mogelijk naar de schedel toe, twee extra ligaturen rond de ECA voor later gebruik. Gebruik een applicator om de CCA en de ICA tijdelijk met microclipjes te occluderen. Trek de clipjes voorzichtig terug om er zeker van te zijn dat ze correct zijn aangebracht. Voor bloedinductie gebruiken we een 12 millimeter lang proline vijf nul-filament.Snijd een klein gaatje in de ECA met vatschaar en voer het filament in. Zodra het filament op zijn plaats is, sluit u de invoerplaats met een van de vooraf aangebrachte ligaturen. Verwijder vervolgens de microclipjes met de microclipapplicator om bloeding te induceren.Voer het filament in de ICA totdat de ICP stijgt. Een plotselinge stijging van de ICP duidt op bloedinductie, trekt u het filament onmiddellijk terug en lig de ECA door beide vooraf aangebrachte ligaturen achtereenvolgens te sluiten. Dit voorkomt dat er bloed uit de invoerplaats lekt.Naai de huidwond dicht en bewaak de fysiologische parameters van het dier gedurende nog eens 20 minuten. Aan het einde van deze periode, verwijdert u zowel de ICP- als LDF-sondes na transcardiale perfusie. Verwijder de hersenen en evalueer de bloedverdeling in de subarachnoïdale ruimte vóór de bloeding, de ICP is ongeveer vier millimeter.Kwikbloeding resulteert in een scherpe stijging van de ICP tot 120 millimeter. Kwik ICP-waarden stabiliseren zich vervolgens binnen vijf minuten op ongeveer 30 millimeter kwik. Bovendien stijgt de bloeddruk onmiddellijk na het bloeden.Inductie representatieve laser-doppler flowmeter waarden na bloedinductie tonen een dramatische afname in cerebrale perfusie. Reperfusie naar een individueel verschillend niveau treedt op binnen vijf minuten na de aanval. In dit voorbeeld worden bloedverdelingen langs de hersenvoorzienende slagaders en cerebellaire fissuren waargenomen. Drie uur na de bloeding geven rode lijnen de bloedverdeling langs de hersenvoorzienende slagaders aan.De zijde ipsilateraal aan de bloeding was bedekt met meer bloed dan de contralaterale hemisfeer. Hier is de overlevingscurve na SAH bij 49 mannelijke, C 57 BL zes muizen. Tijdens het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om de fysiologische omstandigheden te bewaken om een reproduceerbare hoeveelheid bloeding na de ontwikkeling ervan te

a-murine-model-of-subarachnoid-hemorrhage

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Aneurysmatische subarachnoïdale bloeding (SAB) is bloeden die optreedt in de subarachnoïdale ruimte bij een aneurysma scheurt. Terwijl de morbiditeit en mortaliteit van deze gebeurtenis is op een daling door verbeterde behandelmethoden, het risico van vasospasme na subarachnoïde bloeding blijft hetzelfde als enkele jaren geleden. Het belang van de oprichting van een uitgebreide en reproduceerbaar diermodel om beginfase van cerebrale vasospasme te identificeren is de focus van het onderzoek...

Een lage sterfte Rat Model voor uitgestelde Cerebrale Vasospasme Beoordeel na experimentele subarachnoïdale bloeding

The video demonstrates the induction of subarachnoid hemorrhage via endovascular perforation in a mouse model. An incision is made in the neck region of the anesthetized mouse to access the common carotid artery and its bifurcation. A filament is inserted through the arteries to perforate an intracranial artery branch, inducing subarachnoid hemorrhage.

Induction of a Subarachnoid Hemorrhage in a Mouse Model through Endovascular Perforation

This video demonstrates the procedure for establishing a subarachnoid hemorrhage rat model. An anesthetized rat is implanted with probes to measure intracranial pressure and cerebral blood flow. The target site is identified, and the needle is inserted at a pre-chiasmatic position. Autologous blood is then injected into the subarachnoid space, increasing intracranial pressure and decreasing cerebral blood flow, establishing the model.

Establishing a Subarachnoid Hemorrhage Rat Model Induced by Autologous Blood Injection

Het experimentele intracraniaal drukgestuurde bloedshunt-subarachnoïdale bloedingsmodel (SAH) bij de konijn combineert de standaardprocedures — canuleringen van de subclavia-slagader en transcutane punctie van de cisterna magna, wat een nauwkeurigere nabootsing mogelijk maakt van de humane pathofysiologische omstandigheden na SAH. We presenteren stapsgewijze instructies en bespreken belangrijke chirurgische punten voor het succesvol creëren van experimentele SAH.

De Rabbit Bloed-shunt model voor de studie van Acute en Late Late gevolgen van subarachnoïdale bloeding: Technische aspecten

Het doel van dit artikel is het presenteren van een methode waarmee een 3-dimensionale reconstructie van de cerebrovasculaire boom in muizen nadat micro berekende tomografie en bepaling van de hoeveelheden van hele schip segmenten die kunnen worden gebruikt voor het kwantificeren van cerebrale vasospasm in lymfkliertest modellen van subarachnoïdale bloeding.

Een volumetrische methode voor de kwantificering van cerebrale Vasospasm in een lymfkliertest Model van subarachnoïdale bloeding

We beschreven in dit protocol een gestandaardiseerde subarachnoïdale bloeding (SAH) muis model door een dubbele injectie van autologe volbloed in de cisterna magna. De hoge mate van standaardisatie van de dubbele injectieprocedure vertegenwoordigt een midden-tot-acuut model van SAH met relatieve veiligheid met betrekking tot sterfte.

Dubbele directe bloedinjectie in de Cisterna Magna als model van subarachnoïdale bloeding

Subarachnoïdale bloeding blijft een hoge last van mortaliteit en morbiditeit bij de mens met zich meebrengen. Om verder onderzoek naar de aandoening en de pathofysiologie ervan te vergemakkelijken, wordt een pre-chiasmatisch, enkelvoudig injectiemodel gepresenteerd.

Pre-chiasmatische, enkele injectie van autoloog bloed om experimentele subarachnoïdale bloeding in een rattenmodel te induceren

Hier presenteren we een gestandaardiseerd SAH-muismodel, geïnduceerd door endovasculaire filamentperforatie, gecombineerd met magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) 24 uur na de operatie om de juiste bloedingsplaats te garanderen en andere relevante intracraniale pathologieën uit te sluiten.

Endovasculair perforatiemodel voor subarachnoïdale bloeding gecombineerd met magnetische resonantie beeldvorming (MRI)

Een murine model van cutane wondgenezing die kunnen worden gebruikt om therapeutische samenstellingen te beoordelen fysiologische en pathofysiologische instellingen.

Muizenmodel van wondgenezing

Histologische en biochemische veranderingen na aneurysma endograft uitsluiting zijn nog onduidelijk. We beschrijven een nieuw model van endograft implantatie op een muizen aneurysma. Door trombus analyse met en zonder hardnekkig circulerende bloed-interface en nieuwe endovasculaire biomaterialen evaluatie, zal dit model helpen om beter te begrijpen endovasculaire aneurysma uitsluiting pathobiology.

Een nieuw muizenmodel van endovasculaire aortaaneurismareparatie

Leer een gestandaardiseerd muizenmodel voor subarachnoïdale bloeding via endovasculaire filamentperforatie. Deze methode omvat monitoring van intracraniale druk en cerebrale perfusie voor onderzoek naar hersenbloedingen.

Een muizenmodel van subarachnoïdale bloeding

Meer video's verkennen