Name: Een procedure voor het implanteren van georganiseerde Arrays van microwires voor Single-unit Opnamen in Awake, Gedragen Dieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-14T14:15:00.000+00:00
Duration: 10 min 58 s
Description: Leer de implantatieprocedure van microwire-arrays voor single-unit elektrofysiologische opnamen in wakke, gedragen dieren. Deze methode verbetert de precisie van neurale registraties in specifieke hersengebieden.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Deze studie werd ondersteund door het National Institute on Drug Abuse kent DA 006886 (MOW) en DA 032270 (DJB).

De grootste zorg moeten worden genomen om aseptische omstandigheden te handhaven (zoals beschreven in de gids voor de zorg en het gebruik van proefdieren 9) tijdens de voorbereiding voor en het uitvoeren van de volgende procedure. Het volgende protocol is in overeenstemming met de Gids voor de Zorg en gebruik van proefdieren en is goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite, Rutgers University goedgekeurd. Er wordt geschat dat de daaropvolgende procedures 3-6 uur zal nodig hebben om te voltooien. Implantatie van de Microwire Array: <ol><li> Plaats dieren verdoofd met 50 mg / kg natriumpentobarbital (ip) en toedienen 10 mg / kg atropine methylnitraat (IP; Glycopyrrolaat gesubstitueerd kan zijn) en 0,25 mg penicilline (300.000 U / ml im) respiratoire functie te behouden en voorkomen van infectie respectievelijk. Opmerking: Bij de 3-6 uur lengte van deze implantatiechirurgie wordt natriumpentobarbital gebruikt omdat het kosteneffectief en beperkt de menselijke blootstelling aananesthetica (zoals kan optreden bij langdurig gebruik van gas anesthetica), terwijl het toch langdurige anesthesie. Substitutie van andere anesthetica aanvaardbaar. </li><li> Controleer of de verdoving effect heeft gemaakt met de staartknijptest voordat u verder gaat. </li><li> Indien nodig, geeft afwisselend injecties van ketamine hydrochloride (60 mg / kg IP) en natriumpentobarbital (5-10 mg / kg IP) anesthesie tijdens de operatie te handhaven. </li><li> Scheer de hoofdhuid met behulp van een # 22 scalpel. </li><li> Ontsmet de geschoren hoofdhuid met povidonjood. </li><li> Geef subcutane injecties van bupivacaine (~ 1 mg / kg SC verdeeld over 4 injectieplaatsen) plaatselijk verdoven de hoofdhuid. Laat 5-10 minuten voor de plaatselijke verdoving door te voeren. </li><li> Plaats een oogheelkundige smeermiddel over de ogen om vocht vast te houden tijdens de anesthesie. </li><li> Beveilig het dier in het oor bars en neus klem van een stereotaxische apparaat. </li><li> Gebruik visuele oriëntatiepunten (bijvoorbeeld een horizontale balk op de stereotaxic frame) tot ongeveer het niveau van hoofd van het dier. Deze stap is alleen bedoeld om ongeveer op het niveau van de schedel. </li><li> Maak een insnijding langs de middellijn van de hoofdhuid met behulp van een # 11 scalpel gemonteerd op een scalpel houder. De incisie moet uitstrekken van net achter de oren om het achterste gedeelte van het neusbeen. </li><li> Met behulp van een dissectie spatel, schakelt de schedel van alle resterende weefsel totdat beide laterale schedel kammen en de achterste schedel nok zijn bereikt. </li><li> Trek de huid rond de incisie met behulp van een aantal hemostats (6x). </li><li> Maak de schedel van een bloed en laat ze drogen. Als de resterende bloeden optreedt, beëindigen de resterende bloeden met een kleine cauterizing tool. Ervoor zorgen dat de schedel blijft schoon en droog maakt de tandheelkundige acryl gebruikt in de volgende stappen om permanent te binden aan de schedel. </li><li> Mark bregma en lambda (figuur 2D) door interpolatie het snijpunt van de schedel hechtingen. Een ontleden microscope moeten deze posities nauwkeurig markeren. </li><li> Bevestig een klein puntig voorwerp (bijvoorbeeld een pen of tandheelkundige boor) een stereotaxische arm en laat het aan de dorsale / ventrale (DV) bepalen coördinaat van bregma en lambda. </li><li> Stel de neus klem totdat het DV-coördinaten van bregma en lambda zijn binnen 100 urn (0,1 mm) van elkaar. </li><li> Eenmaal genivelleerd, noteer de anterior / posterior (AP), mediale / laterale (ML) en DV-coördinaten van bregma samen met de positie van de neus klem. Controleer de coördinaten van nauwkeurigheid, de rest van de operatie is afhankelijk van de nauwkeurigheid van deze coördinaten. </li><li> Gebruik de gemeten coördinaten aan de ML-en AP-coördinaten van de vier hoeken van de &quot;schedel venster&quot; ten opzichte van bregma (dwz craniotomy; Figuur 1) te berekenen. Het venster schedel is een zeer precies te positioneren rechthoek waardoor de Microwire array zal passeren. </li><li> Gebruik de berekende coördinaten ter gelegenheid van hetschedel venster coördineert op de schedel met een puntig stereotaxisch gehechtheid en vulpen inkt. Om precies te merken verkrijgen toepassing slechts een kleine hoeveelheid inkt naar de punt van de markeergereedschap met een katoenen applicator. </li><li> Boor de schedel raam door het verwijderen van het bot in een reeks kleine lagen. <ol><li> Begin met het boren van de gemarkeerde hoeken van het venster wanneer de merken zijn geplaatst. </li><li> Vervolgens sluit de hoeken en een overzicht van de raam. </li><li> Ten slotte duidelijk uit het gebied binnen de omtrek tot in de diepte van de dura mater. Het gat moet breder (dwz schuine) in de oppervlakkige lagen van de schedel om ervoor te zorgen dat het raam onderhoudt een geschikte breedte van boven naar beneden. </li></ol></li><li> Gebruik microforceps om alle resterende botsplinters, puin, of dura mater verwijder voorzichtig in de schedel venster. Deze stap is zeer belangrijk, omdat deze stukjes materiaal de integriteit van de matrix kan beschadigen tijdens het dalen. Eenmaal gewist, moet men th houdene venster vochtig met bacteriostatische zoutoplossing voor de rest van de operatie. </li><li> Plaats markeringen op de schedel voor 5 schedel schroeven en 1 begane draad (figuur 1). Deze posities zijn afhankelijk van de beoogde hersengebied. De headstage zullen de meeste veilig als een schroef op elk van de 5 schedelbeenderen wordt geplaatst. Plaats zowel de schedel schroeven en aardedraad op locaties die niet zal bemoeien met de Microwire reeks plaatsing. </li><li> Boor gaten voor de schedel schroeven en zet de schroeven op zijn plaats. Schroeven moeten worden verlaagd tot slechts 3-4 draden vertonen (of, indien met andere dan de aanbevolen schroeven, diep genoeg om de dikte van de schedel array stabiliteit doorkruisen maar niet te diep om cortex beschadigen). Reinig de schroefdraad van de schroeven na plaatsing. </li><li> Boor een gat voor de aardingskabel. Laat de draad langzaam (meer dan 1-2 min) naar het doel DV coördineren en bevestig de draad op zijn plaats met behulp van tandheelkundige acryl. </li><li> Acryl voegen rond de dradenvan de schedel schroeven. Voordat de acryl droogt, verwijder eventueel overtollig cement dat uit de buurt van de grond draad of schedel schroeven stroomt. Laat 15 min voor de tandheelkundige acryl te drogen / uitharden. </li><li> Bevestig de array om de stereotaxische arm. Zet de array en oriënteren zodat het vierkant zal door de grenzen van de schedel venster. </li><li> Plaats zoutoplossing in de schedel venster zodat het niveau met de schedel. Verlaag de array totdat het creëert een kuiltje in de zoutoplossing. Deze coördinaat wordt gebruikt als schedel-niveau voor de array. Gebruik deze waarde voor de berekening van de uiteindelijke DV-coördinaat van de array. </li><li> Verlaag de array langzaam totdat het bereikt zijn definitieve DV coördineren. Stop elke 1mm verlagen en wacht enkele minuten zodat hersenweefsel te herstellen van kuiltjes en het onderste gedeelte van de polyethyleenglycol (PEG) los op de array (PEG wordt gebruikt om de draden tijdelijk houden hun conformatie terwijl het verlagen en lost langzaam in zoutoplossing). </li><li> Wanneer de array 1mmverwijderd van de doelstelling, zakken langzamer totdat de uiteindelijke doelstelling is bereikt. Verlaging van 0,1-0,2 mm in een tijd alvorens het weefsel rusten gedurende 5 minuten is bedoeld om het weefsel op de doelplaats en proximale synaptische verbindingen behouden. Als het materiaal beschikbaar is, kan de precisie verlaging van de array bijgestaan ​​met een gemotoriseerde manipulator. </li><li> Los de resterende PEG en gebruiken tandheelkundige acryl om de microwires in plaats van cement. Voeg meerdere lagen van cement om ervoor te zorgen dat de draden goed vast en laat 15-20 minuten voor het cement uitharden voordat u verder gaat. Dit zorgt ervoor dat de kabels niet worden verdrongen uit hun definitieve plaatsing. </li><li> Bouw de rest van headstage het dier met behulp van tandheelkundige acryl. Gebruik de acryl te omsluiten de schedel schroeven, aardedraad, en de aansluiting voor de microwires. Laat het acryl hoed voldoende uitharden voordat u verder gaat. </li><li> Hecht de hoofdhuid incisie met behulp van absorbeerbare hechtingen en beheren 2 ml of bacteriostatische zoutoplossing (sc) om hydratatie te herstellen van een operatie. </li><li> Verwijder het dier uit het oor bars en plaatsen het onderwerp in een schone omgeving. Observeer het dier vaak tijdens het postoperatieve herstel tot thermoregulatie en motoriek zijn hersteld. Na herstel van de anesthesie, verplaats het dier in single-behuizing voor de rest van de post-operatieve herstel. </li><li> Geef dieren dagelijks postoperatieve bewaking en zorg in de dagen na de procedure. Herstel van deze procedure is optimaal wanneer zeven of meer dagen zijn niet toegestaan. </li><li> Geef dieren injecties van Carprofen (5mg/kg) en Enrofloxacin (5-10 mg / kg) of equivalenten daarvan gedurende herstel volgens het schema aanbevolen door de behandelende dierenarts. </li></ol>

<ol><li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarter%2C+M+%22Electrophysiology+In%3A+Guide+to+research+techniques+in+neuroscience%22">Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience</a>. , Academic Press. (2009).</li>
<li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAston-Jones%2C+G+%22Electrophysiology.+In%3A+Psychopharmacology%3A+The+Fourth+Generation+of+Progress%22">Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress</a>. Kupfer, D., Bloom, F. E. , Raven Press. (1995).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li>
<li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+local+circuits+in+vivo%3A+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li>
<li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amphetamine%27s+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li>
<li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((National+Research+Council%5BTitle%5D)+AND+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%3A+Eighth+Edition%22%5BJournal%5D)">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , The National Academies Press. Washington, DC. (2011).</li>
<li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration%3A+tonic+firing+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li>
<li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 Forthcoming.</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press/Elsevier. (1997).</li>
</ol>

De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen openbaar te maken.

Extracellulaire registraties vormen een krachtige experimentele techniek die in vrijwel elke experimentele opstelling in de neurowetenschappen kunnen worden opgenomen. Draden die zijn geïmplanteerd in georganiseerde arrays kunnen worden gevolgd als hun assen passeren de hersenen en in hun doelgebied (figuur 5A). Wanneer een klein, post-experimentele laesie is gecreëerd op de niet-geïsoleerde Microwire tip om een ​​kleine ijzeren storting te maken van de roestvrij staaldraad, kan men nauwkeurig de locati...

Elektrofysiologische registraties kunnen wetenschappers de elektrische eigenschappen van biologische cellen te onderzoeken. In het centrale zenuwstelsel, waarbij elektrische impulsen dienen als signaleringsmechanisme, deze opnamen van bijzonder belang voor het begrijpen van neurale functie 1-2. Tijdens de single-unit registraties in gedragen dieren, een micro-elektrode die in de hersenen is ingebracht is in staat om veranderingen op te nemen in de opwekking van een neuron van actiepotentialen in de tijd. Terwijl veel technieken laten ons toe om de hersenactiviteit te registreren, single-unit elektrofysiologie is een van de meest precieze methoden doordat resolutie bij de enkel neuron niveau. Wanneer een hoge mate van ruimtelijke specificiteit gewenst is, kan microwires worden gebruikt om afzonderlijke sub-kernen of ensemble van cellen in de brain3 richten. Single-unit opnames ook profiteren van hoge tijdsresolutie wegens opnames zijn nauwkeurig op de microseconde niveau. En, in vivo eenkielzog opnames laten intact circuit interacties, met het natuurlijke milieu van afferente en efferente projecties, systemische chemische en hormonale invloeden, en fysiologische parameters. Neurale signalen worden afgeleid van zintuiglijke input, motorische gedrag, cognitieve verwerking, neurochemistry / farmacologie, of een combinatie. Dienovereenkomstig, de scheiding van sensorische, motorische, cognitieve, en chemische invloeden vereist doordachte experimenten met effectieve risico&#39;s en controles die kunnen toestaan ​​dat voor de beoordeling van elk van de bovengenoemde invloeden. Al met al, opnames in gedragen dieren mogelijk maken onderzoekers om de integratie van meerdere bronnen van informatie te observeren binnen een functionerende schakeling en een meer omvattend model van circuit functie afleiden. Enkele eenheid opnamen ook kampen met een aantal nadelen, waarvan een experimentator moet zich bewust. Eerst en vooral, kunnen opnames moeilijk uit te voeren zijn. Inderdaad, eigenschappen van the headstage versterkers en de geïmplanteerde microwires waarmee ruimtelijke en temporele specificiteit in deze opnames maakt opnamen gevoelig voor de invloed van externe elektrische signalen (bijvoorbeeld elektrische &quot;ruis&quot;). Dienovereenkomstig, het vermogen om problemen op te lossen in een elektrofysiologische systeem vereist een goed ontwikkelde technische kennis van elektrofysiologische principes en apparaten. Het is ook belangrijk op te merken dat, onder bepaalde omstandigheden, opgenomen elektrische signalen in extracellulaire opnames kan de optelling van verschillende neurale signalen vertegenwoordigen. Bovendien kan gegeneraliseerd enkele eenheid activiteit populatie activiteit in een doelwit gebied vaak beperkt door de mate van cellulaire heterogeniteit binnen het doelgebied (maar zie Cardin 4). Bijvoorbeeld, zou elektroden de nadruk echter op het opnemen van hoge amplitude output vormen in plaats van andere cellen. De interpreteerbaarheid van single-unit registraties wordt verhoogddoor het combineren opnames met andere technieken, waaronder, maar niet beperkt tot, elektrische (orthodromic of antidromic), chemische (bijv. iontoforetische of ontwerper receptor) of optogenetic stimulatie 4, tijdelijke neurale inactivations, sensorimotorische onderzoeken 5, ontkoppelingsprocedure of immunohistochemie 3. In het protocol dat volgt zullen wij de materialen en stappen die nodig sommen een georganiseerde Microwire array in ratten geïmplanteerd (hoewel het protocol kan worden aangepast voor gebruik in andere soorten). De procedure en de stijl van vaste arrays gebruikt in ons laboratorium hebben betrouwbare Longitudinale opnames bewezen en kan opnames van hetzelfde neuron houden voor meer dan een maand tijd 6-8. Dit maakt deze procedure ideaal voor de behandeling van driefase reacties op experimentele stimuli, plastische veranderingen in de neurale reacties, of mechanismen van leren en motivatie.

<table><tbody><tr><td>Tabel 1. Lijst van chirurgische materialen.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gaas</td><td>Fisher (MooreBrand)</td><td>19-898-144</td><td></td></tr><tr><td>Wattenstaafjes</td><td>Fisher (Puritan)</td><td>S304659</td><td></td></tr><tr><td>Nembutal (Pentobarbital)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>Atropine Methylnitraat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A0382</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (Enrofloxacin)</td><td>Butler Shein (Bayer)</td><td>1040007</td><td></td></tr><tr><td>Ketaminehydrochloride</td><td>Butler Shein</td><td>SKU# 023061</td><td></td></tr><tr><td>Betadine (Povidon-jood)</td><td>Fisher (Perdue)</td><td>19-066452</td><td></td></tr><tr><td>Stereotax</td><td>Kopf</td><td>Model 900</td><td></td></tr><tr><td>Brandinstrument</td><td>Stoelting</td><td>59017</td><td></td></tr><tr><td>Dissectiemicroscoop</td><td>Nikon</td><td>SMZ445</td><td></td></tr><tr><td>Tandartsboor</td><td>Buffalo</td><td>37800</td><td></td></tr><tr><td>Bacteriostatische zoutoplossing</td><td>Bulter Schein</td><td>8973</td><td></td></tr><tr><td>Juweliersschroeven</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td></td></tr><tr><td>Microwire-array</td><td>Microprobes</td><td>Custom (Flexibel)</td><td></td></tr><tr><td>Aarddraad</td><td>Omnetics</td><td>Custom Plug</td><td></td></tr><tr><td>Tandheelkundig acryl</td><td>Fisher (BAS)</td><td>50-854-402</td><td></td></tr><tr><td>Absorbeerbare hechtdraden</td><td>Fisher (Ethicon)</td><td>NC0258473</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (oftalmische zalf/smeermiddel)</td><td>Fisher (Henry Schein)</td><td>008897</td><td></td></tr><tr><td>Tabel 2. Lijst van chirurgische instrumenten.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2x Microforceps</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-57</td><td>Meervoudig gebruik (bijv. puin verwijderen in schedelvenster)</td></tr><tr><td>2x Forceps</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-93</td><td>Meervoudig gebruik (bijv. hechtingen leggen)</td></tr><tr><td>6x Hemostats</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1125</td><td>Insnijden en openen</td></tr><tr><td>1x Kleine schaar</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-411</td><td>Hechtingen snijden na het leggen</td></tr><tr><td>1x Weefseltange</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-222</td><td>Weefsel vasthouden tijdens het hechten</td></tr><tr><td>1x Naaldhouder</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1259</td><td>Naald vasthouden</td></tr><tr><td>1x Scalpelhouder (met #11-mesje)</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-80 (met #105-71-mesje)</td><td>Insnijden in de schedel</td></tr><tr><td>1x #22 Scalpelmesje</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-381</td><td>Scheren van de hoofdhuid</td></tr><tr><td>1x Chirurgische spatel</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-718</td><td>Schrapen van de schedel om weefsel op de schedel te verwijderen</td></tr><tr><td>Machine-/Juweliersschroeven</td><td>Verschillende</td><td>N/A</td><td>0/80 x 1/8&rdquo;</td></tr><tr><td>Tabel 3. Lijst van apparatuur voor het opnemen van elektrofysiologische signalen.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microwire-array & Connector</td><td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td><td>N/A (onderdeelnummer gebaseerd op de array-kenmerken)</td><td>Craniaal geïmplanteerd in het doelgebied voor opname. Arrays worden aangepast op basis van de gewenste draadverwijdering, lengte, etc.</td></tr><tr><td>Unity-Gain Harness/Headstage</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1200</td><td>Initiële versterking van het neurale signaal; maakt de propagatie van kleine neurale signalen mogelijk.</td></tr><tr><td>Commutatie (en optionele vloeistofzwaaiarm)</td><td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td><td>SL18C</td><td>Laat dieren vrij draaien terwijl het elektrische signaal naar de voorversterker wordt gevoerd</td></tr><tr><td>Voorversterker</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1198</td><td>Versterkt het neurale signaal differentieel tegen een referentie-elektrode.</td></tr><tr><td>Filter en versterker</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1199</td><td>Bandpass-filters en versterkt het differentieel versterkte signaal verder.</td></tr><tr><td>Acquisitiecomputer</td><td>EnGen (Phoenix, AZ)</td><td>N/A (Custom Build)</td><td>Voert software en hardware uit voor het verzamelen van gedrags- en neurale gegevens.</td></tr><tr><td>A/D-kaart&nbsp;</td><td>Data Translation (Marlboro, MA)</td><td>DT-3010</td><td>Digitaliseert neurale signalen voor computersampling.</td></tr><tr><td>Digitale I/O-kaart</td><td>Measurement Computing (Norton, MA)</td><td>PCI CTR-05</td><td>Verzamelt gedragsinputs en -outputs</td></tr></tbody></table>

een procedure voor het implanteren van georganiseerde arrays van microwires voor single-unit opnamen in awake, gedragen dieren

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo elektrofysiologische opnames in de wakkere, gedraagt ​​dier zorgen voor een krachtige methode voor het begrijpen van neurale signalering bij de single-cell niveau. De techniek maakt het mogelijk om onderzoekers tijdelijk en regionaal onderzoeken specifieke afvuren patronen om opgenomen actiepotentialen correleren met de lopende gedrag. Bovendien kan een enkele unit registraties worden gecombineerd met een overvloed aan andere technieken om uitgebreide uitleg van neurale functies te bewerkstelligen. In dit artikel beschrijven we de anesthesie en de voorbereiding voor Microwire implantatie. Vervolgens hebben we een opsomming van de benodigde apparatuur en chirurgische stappen om nauwkeurig plaats een Microwire array naar een doel structuur. Tot slot beschrijven we kort de voor de registratie van elke afzonderlijke elektrode in de array apparatuur. De vaste Microwire arrays beschreven zijn zeer geschikt voor chronische implantatie en zorgen voor longitudinale opnamen van neurale gegevens in vrijwel elke gedrags preparatiop. We bespreken tracing elektrode tracks naar Microwire posities evenals manieren om Microwire implantatie combineren met immunohistochemische technieken om de anatomische specificiteit van verkregen resultaten te verhogen driehoeksmeting.

Een lijst van de uitrusting die gebruikt wordt door dit laboratorium voor het opnemen van elektrofysiologische signalen zijn te vinden in tabel 3. Na herstel van een operatie, zijn single-eenheden geregistreerd door de stekker een unity-gain headstage in de geïmplanteerde connector. Deze headstage is via een kabel naar een commutator, dat in staat is vrije rotatie zonder onderbrekingen in de elektrofysiologische opname door het gebruik van elektrische sleepringen. De commutator kan onderwerpen vrij te b...

Implanteren georganiseerde arrays van microwires voor gebruik in een enkele eenheid elektrofysiologische opnames presenteert een aantal technische uitdagingen. Methoden voor het uitvoeren van deze techniek en de apparatuur die nodig zijn beschreven. Ook is het nuttig gebruik van de georganiseerde Microwire arrays op te nemen van verschillende neurale subregio&#39;s met een hoge ruimtelijke selectiviteit besproken.

Een procedure voor het implanteren van georganiseerde Arrays van microwires voor Single-unit Opnamen in Awake, Gedragen Dieren

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Het algemene doel van deze procedure is om microwire-arrays nauwkeurig te implanteren in doelgebieden van de hersenen. Dit wordt bereikt door eerst de coördinaten op de schedel voor een craniotomie nauwkeurig te meten en te markeren. De tweede stap van de procedure is het langzaam verwijderen van schedellagen met een tandheelkundige boor om de craniotomie nauwkeurig uit te voeren.De derde stap is het positioneren van de microwire-array, zodat deze precies binnen de grenzen van de schedel past en op gelijke hoogte met de schedel ligt. De laatste stap is om de array langzaam te laten zakken totdat deze het doel bereikt. Uiteindelijk kunnen de resultaten aantonen dat de microwire-arrays zijn geïmplanteerd.Met deze procedure kunnen specifieke subregio's van de hersenen worden getarget en kan een hoge neurale opbrengst worden behaald, die over longitudinale opnamen kan worden behouden. Microwire-arrays stellen neurowetenschappers in staat om de vuurpatronen van individuele neuronen te onderzoeken met een hoge ruimtelijke en temporele specificiteit, of ze nu alleen of in combinatie met andere technieken worden gebruikt. Single-unit opnamen met Microwire-arrays bieden inzicht in de informatieverwerking van de hersenen.Het registreren van neurale signalen tijdens gedrag is essentieel voor het begrijpen van de hersenfunctie. Mijn laboratorium heeft single-unit elektrofysiologie gebruikt om normale processen te bestuderen, zoals somatotope mapping en motorisch leren, evenals ziekteprocessen zoals de ziekte van Parkinson en drugsverslaving. In vivo elektrofysiologie is een zeer gespecialiseerde vaardigheid die jaren kost om onder de knie te krijgen.Een visuele demonstratie van deze techniek vermindert de tijd die nodig is om de chirurgische ingreep adequaat uit te voeren. Dien na het anesthetiseren van het dier met pentobarbital atropine, methylnitraat en penicilline toe om de ademhalingsfunctie te behouden en infecties te voorkomen. Controleer de anesthetische toestand met de staartknijptest voordat u indien nodig verdergaat.Houd de anesthesie gedurende de gehele operatie in stand door afwisselend injecties van ketaminehydrochloride en natriumpentobarbital toe te dienen. Scheer vervolgens de hoofdhuid met een scalpelmes nr. 22, gevolgd door het aanbrengen van povidonjodium. Gebruik vier subcutane injecties bupivacaïne om de hoofdhuid plaatselijk te verdoven.Wacht vijf tot 10 minuten tot het plaatselijke verdovingsmiddel is ingetreden. Breng vervolgens een ooglubricant aan in de ogen en bevestig het dier met behulp van de ogen in de oorstaven en neusklem van een stereotaxisch apparaat. Breng de kop van het dier in een nagenoeg horizontale positie.Gebruik vervolgens een scalpel om een incisie langs de middellijn van de hoofdhuid te maken. De incisie moet zich uitstrekken van het posterieure gedeelte van het neusbeen tot net achter de oren. Verwijder met een dissectiespatel al het resterende weefsel van de schedel totdat beide laterale schedelkammen en de posterieure schedelkam zijn bereikt.Trek de huid rond de incisie terug met ongeveer zes hemostaten. Maak vervolgens al het bloed van de schedel schoon en laat deze drogen, zodat de tandheelkundige acrylaat later kan hechten. Markeer daarna, met behulp van een dissectiemicroscoop, de BMA en lambda door de intersectie van de schedelnaden te interpoleren.Bevestig een klein, puntig voorwerp, zoals een tandheelkundige boor, aan een stereotaxische arm en breng deze naar beneden om de dorsoventrale coördinaat van bgma en lambda te bepalen. Pas vervolgens de neusklem aan totdat de DV-coördinaten voor bgma en lambda binnen 100 microns van elkaar liggen. Zodra het vlak is gesteld, noteert u de coördinaten voor bgma samen met de positie van de neusklem.Controleer deze coördinaten dubbel; de chirurgische ingreep is ervan afhankelijk. Gebruik nu de gemeten coördinaten om de mediaal-laterale en anterieur-posterieure coördinaten voor de vier hoeken van de craniotomie ten opzichte van brema te berekenen. Markeer op basis van deze berekeningen de hoeken op de schedel met een gepunte stereotaxische bevestiging die is voorzien van zwarte inkt.Boor nu het schedelvenster uit door het bot in een reeks kleine laagjes te verwijderen. Begin met het boren in de gemarkeerde hoeken van het venster waar de markeringen zijn aangebracht. Verbind vervolgens de hoeken en omtrek het venster.Maak tot slot het gebied binnen de omtrek schoon tot op de diepte van de dura mater. Het gat moet schuin worden afgebeiteld, zodat het onder de oppervlakkige lagen van de schedel breder wordt. Verwijder met een micropincet voorzichtig alle resterende botfragmenten, debris of dura mater binnen het schedelvenster.Dit is uiterst belangrijk, aangezien debris de integriteit van de array tijdens de implantatie kan beïnvloeden. Zodra het gebied is schoongemaakt, moet het venster vochtig worden gehouden met bacteriostatische zoutoplossing. Begin voor het resterende deel van de operatie met de implantatie door de locaties te markeren voor het plaatsen van vijf schedelschroeven en een aardingsdraad.Idealiter moet elke schroef in een ander schedelbeen worden geplaatst. De locaties mogen echter de plaatsing van de array niet hinderen. Boor vervolgens de gaten voor de schedelschroeven en draai de schroeven vast.Draai de schroeven naar beneden totdat drie of vier windingen diep genoeg zichtbaar zijn om door de dikte van de schedel te gaan. Maak na plaatsing de schroefdraad schoon. Boor nu een gat voor de aardingsdraad en breng de draad langzaam, gedurende één tot twee minuten, naar de beoogde DV-coördinaat. Fixeer de draad op zijn plaats met tandheelkundige acryl.Voeg vervolgens acryl toe rond de schroefdraad van de schedelschroeven voordat het opdroogt. Verwijder overtollig acryl van de aardedraad of de schedelschroeven. Laat het tandheelkundige acryl 15 minuten drogen.Bevestig ondertussen de array aan de stereotaxische arm. Stel de array waterpas en oriënteer deze zodanig dat deze precies door de opening van het schedelvenster past. Wanneer het acryl droog is, wordt het schedelvenster volledig gevuld met biologische zoutoplossing.Laat de array vervolgens zakken tot er een kuiltje in de zoutoplossing ontstaat. Deze coördinaat wordt gebruikt als het schedelniveau voor de array. Gebruik deze waarde om de uiteindelijke DV-coördinaat van de array te berekenen.Laat de array langzaam zakken tot de uiteindelijke dv. Coördineer het stoppen en wacht enkele minuten. Bij elke afgelegde millimeter zal de steriele zoutoplossing het polyethyleenglycol op de array oplossen, dat de draden tijdelijk in hun configuratie houdt.Wanneer de array zich op slechts één millimeter van het doel bevindt, laat deze dan langzamer zakken naar de definitieve bestemming in intervallen van 0,1 mm. Wanneer de array op zijn plaats is, laat het weefsel dan vijf minuten rusten. Los na de rustperiode de resterende pin op door meer zoutoplossing toe te voegen.Gebruik vervolgens tandheelkundige acryl om de microdraden op hun plaats te cementeren. Breng meerdere lagen acryl aan en laat deze 15 tot 20 minuten uitharden. Bouw daarna de rest van de headstage van het dier op met tandheelkundige acryl voor de schedelschroeven, de aardingsdraad en de connector voor de microdraden.Raadpleeg het tekstprotocol voor de postoperatieve procedures. Verwijder vervolgens het dier uit de oorstaven en plaats het in een schone omgeving. Observeer het dier regelmatig totdat de thermoregulatie en de voortbeweging zijn hersteld.Zodra het dier is uitgewaakt uit de anesthesie, wordt het ondergebracht in individuele huisvesting. Monitor het herstel van het dier gedurende zeven of meer dagen en dien injecties van carprofen en enrofloxacine toe zoals aanbevolen door de behandelende dierenarts; de gemeten neurale ontlading van een geïmplanteerde microwire-array werd gecorreleerd met gedragsmatige gebeurtenissen.Bijvoorbeeld, de tonische vuring van deze cel in de nucleus accumbens, weergegeven in bins van 32 ms, werd gemeten terwijl het dier zelfstandig cocaïne toediende. Let op dat de cel geremd wordt naarmate het cocaïneniveau in het lichaam van het dier stijgt. De cel keert echter terug naar zijn oorspronkelijke vuringfrequentie.Zodra de cocaïne is toegediend nadat de contingenties voor zelftoediening zijn beëindigd. Tijdens het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om de precisie van het schedelvenster te controleren en de uitlijning van de array te verifiëren om de nauwkeurigheid van het doelgebied te waarborgen. Vergeet niet dat micro-I-arrays bijzonder fragiel zijn en dat de integriteit van de array cruciaal is voor een correcte implantatie.Voorzichtigheid is geboden bij de hantering van de Single unit erase. Registraties kunnen worden gecombineerd met diverse andere technieken, zoals immunohistochemie of optogenetica. Wanneer deze combinaties worden gekoppeld aan een passend gedragsparadigma, kunnen ze diepe inzichten verschaffen in de complexiteit van de hersenfunctie.

a-procedure-for-implanting-organized-arrays-microwires-for-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

In dit protocol hebben we laten zien hoe een micro-drive array voor chronisch elektrofysiologische opnames bij ratten fabriceren.

Micro-Array aandrijving voor chronische In vivo Opname: Drive Fabrication

This video demonstrates the detailed procedure for preparing an anesthetized rat for electrophysiological recordings of brain activity from multiple sites. The scalp is dissected to access the skull, and holes are drilled at precise locations to install and secure electrodes. Tungsten microwire electrodes are then inserted into the targeted location to record the data.

In Vivo Electrophysiological Recordings of Brain Activities from Multiple Sites in Rats

The video demonstrates a procedure for implanting a wireless bidirectional multichannel electrode unit into a rat brain to record and stimulate multichannel neural networks.

Implanting a Wireless Bidirectional Microelectrode System in a Rat Brain

This video outlines a protocol for implanting a multi-shank linear silicon probe into the mouse brain to measure local field potentials. The procedure involves securing the probe to a stereotaxic unit, positioning it accurately over the target brain region, inserting it into the brain, and securing it with dental cement. After implantation, the assembly is protected with a casing. Following recovery, the setup allows for recording local field potentials, providing insights into neuronal...

Recording Brain Electrical Activity in Behaving Mice Using Multi-Shank Linear Silicon Probes

The video demonstrates simultaneous electrophysiological recording from multiple brain regions in a rat using an integrative micro-drive array. Recording electrodes are placed in the olfactory bulb, reference electrodes in the frontal cortex, and micro-drive array electrodes in the hippocampus. The rat is allowed to forage freely, and simultaneous recording from all the implanted electrodes is recorded using the array.

A Micro-drive Array Method for Electrophysiological Recording from Multiple Brain Regions

This video demonstrates a technique for implanting an electrode assembly into a mouse brain. The assembly contains bipolar electrodes to record activity from the hippocampus and a reference electrode to obtain baseline activity from the cerebellum. An anesthetized mouse is placed on a stereotaxic frame, and the electrode assembly is implanted in the target brain region. The animal is then allowed to recover before performing electrophysiological recording.

Implantation of an Electrode Assembly in a Mouse Brain for Electrophysiological Recording

Het ontwerp en de assemblage van microdrives in vivo elektrofysiologische opnames van hersenen signalen van de muis beschreven. Door het aanbrengen van micro-elektrode bundels aan stevige driveable dragers, deze technieken zorgen voor langdurige en stabiele neurale opnames. Het lichtgewicht ontwerp zorgt voor onbeperkte gedrags prestaties door het dier volgende station implantatie.

Bouw van Microdrive Arrays voor Chronische Neurale Recordings in Awake Behaving Muizen

Een draadloze, bidirectionele systeem voor meerkanaals neurale opnamen en stimulatie in vrij gedragen ratten wordt ingevoerd. Het systeem is licht en compact, dus met minimale impact op het gedrags repertoire van animal´s. Bovendien biedt dit systeem bidirectionele een geavanceerde tool om te beoordelen van de causale relaties tussen hersenen activering patronen en gedrag.

Een draadloze, bidirectionele Interface voor In Vivo opname en stimulatie van neurale activiteit in vrij gedragen ratten

Dit werk presenteert een protocol voor het uitvoeren van een stereotaxic, neurochirurgische implantatie van micro-elektrode arrays in de common marmoset. Deze methode maakt het specifiek mogelijk elektrofysiologische opnames in vrij gedragen dieren, maar kan gemakkelijk worden aangepast aan elke andere soortgelijke neurochirurgische ingreep in deze soort (bv, canule voor Drug Administration of elektroden voor hersenstimulatie).

Stereotaxic chirurgie voor implantatie van micro-elektrode arrays in de gewone marmoset (Callithrix jacchus)

We beschrijven hier een methode voor het fabriceren van Ti3C2 MXene micro-elektrode arrays en ze te gebruiken voor in vivo neurale opname.

Fabricage van Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays voor In Vivo Neural Recording

Dit protocol presenteert een op microcontrollers gebaseerde gedragsbox om prepulsinhibitie (PPI) te beoordelen door versnellingsgegevens te verzamelen van een sensor onder de box. Deze gegevens evalueren sensorische poorttekorten bij sociaal geïsoleerde ratten, met een toegevoegde methode voor het synchroniseren van gegevens met neuronale activiteit om neurofysiologische studies naar gedragsstoornissen vooruit te helpen.

Het ontwikkelen van een gedragsbox voor het beoordelen van prepulsinhibitie en neurale activiteit in psychiatrische diermodellen

Leer de implantatieprocedure van microwire-arrays voor single-unit elektrofysiologische opnamen in wakke, gedragen dieren. Deze methode verbetert de precisie van neurale registraties in specifieke hersengebieden.

Een procedure voor het implanteren van georganiseerde Arrays van microwires voor Single-unit Opnamen in Awake, Gedragen Dieren

Meer video's verkennen