Name: Catheterisatie van de halsslagader en de halsader aan hemodynamische maatregelen uitvoeren, Infusions en Blood Sampling in een Conscious Rat Model (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 5 s
Description: Leer een chirurgische techniek voor katheterimplantatie in de halsslagader en halsader van ratten. Deze methode maakt hemodynamische metingen, infusies en bloedafname mogelijk bij bewegingsvrijheid van het dier.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Het intramural NIH-programma ondersteunde de ontwikkeling van dit model. Publicatieondersteuning werd verleend door Harvard Apparatus Inc. en ADInstruments Inc. Het werk van de auteurs werd gedaan als onderdeel van door de Amerikaanse overheid gefinancierd onderzoek; de uitgedrukte meningen zijn echter niet noodzakelijk die van de National Institutes of Health.

De hieronder beschreven procedures werden uitgevoerd als onderdeel van een protocol door de Animal Care en gebruik Comite van de Clinical Center goedgekeurd bij de National Institutes of Health. 1. Voorbereiding voor Heelkunde <ol><li> Gas steriliseren katheters en instrumenten. </li></ol> 2. Bereid de katheters <ol><li> Spoel de katheters met gehepariniseerde glycerol (250 IE heparine / 1 ml glycerol) om doorgankelijkheid waarborgen en lekkage te voorkomen. Steek uiteinde van de katheter met een metalen stop (20 bis 15 mm) gehepariniseerde glycerol behouden. </li></ol> 3. Bereid Aseptic Workstation <ol><li> Gebruik alcohol 70% op het werkstation en instrument trays spuiten. Gebruik een steriel laken aan de operatietafel en instrumententrays en plaats instrumenten op de lade te dekken. </li></ol> 4. Bereid Ratten voor Heelkunde <ol><li> Plaats rat individueel in een Lucite kamer en bloot te stellen aan een verdoving; isofluraan (3-5%) mixed met zuurstof tot onbewuste. Verwijder rat uit de kamer en de vacht te scheren uit voorste en achterste delen van de nek. Breng smeermiddel zalf voor de ogen. </li></ol> 5. Catheter Implantatie <ol><li> Plaats verdoofde rat (bevestigd door teen knijpen) op een verwarmde chirurgische tafel in de ventrale positie; plaatst haar neus in de neuskegel naar anesthesie met spontane ademhaling te behouden (isofluraan; 3,5%). Zachtjes schrobben het chirurgische gebied 3 keer afwisselend gebruik van Betadine en 70% alcohol. Maak een 0,5 cm middellijn incisie in de huid tussen de schouderbladen met behulp van een chirurgische schaar. </li><li> Herpositioneren rat in de dorsale positie; zachtjes weerhouden de benen aan elke kant van de tafel met behulp van elastiekjes; anesthesie te onderhouden. Plaats twee opgerolde steriel 4x4 gaas onder hals iets hyperextensie betere blootstelling. Voeg een 2 cm ventrale cervicale incisie recht van de middenlijn van de nek ter hoogte van het sleutelbeen met een scalpel. </li></ol> 6. RechtHalsader Catheterisatie <ol><li> Met behulp van een hemostat, botweg ontleden het recht halsader, scheiden de speekselklieren en lymfeweefsel te visualiseren en te isoleren een sectie 5 mm van het schip. Met behulp van een 4-0 zijden hechtdraad, plaats een losse band op zowel craniale en caudale uiteinden van het vaartuig naar de blootstelling van het schip te maximaliseren. Het gebruik van een microchirurgische schaar een insnijding groot genoeg om de katheter passeren, overeenkomstig het vat tussen de twee ligaturen en bind de craniale ligatuur rond het schip. </li><li> Steek de veneuze katheter in het vat naar het hart met de hulp van de micro ontleden haak en tang en vooraf de katheter totdat alle segmenten PU 3F is in het vat. Gebruik de ligaturen aan de craniale en caudale uiteinden aan de katheter te bevestigen aan het vat. </li></ol> 7. De linker halsslagader Catheterization <ol><li> Met behulp van een hemostat, botweg ontleden de Musculus omohyoidicus lengterichting aan de linker halsslagader bloot en isolate 5mm gedeelte van het vat. Zorg ervoor dat de nervus vagus (wit van kleur) is volledig gescheiden van de slagader. Zorg dat u niet versnipperen of breken de zenuw. </li><li> Met behulp van een 4-0 zijden hechtdraad, plaats een losse stropdas op het caudale einde van het vat, afhechten het craniale einde van het vat en plaats een bulldog klem caudaal boven de hechtdraad om de bloedstroom na de incisie te stoppen. Het gebruik van een microchirurgische schaar, een insnijding, groot genoeg om de katheter passeren, overeenkomstig het vat tussen de twee ligaturen. Plaats de arteriële katheter naar het hart met de hulp van de micro ontleden haak en tang. </li><li> Gebruik glad naaldhouder zonder slot om het gedeelte van de katheter in het vat goed vasthouden voordat u de bulldog klem. Advance de katheter met een pincet terwijl naaldhouder los langzaam totdat de PU 2F segment van de katheter in het vat. Bind de losse caudale ligatuur rond de katheter en schip te beveiligen, maar niet zo tight over afsluiten, de katheter. </li></ol> 8. Met behulp van een Straight Hemostat, Tunnel een 5 cm Tube terug subcutaan achter het oor en door de incisie tussen de schouderbladen. Exterioriseren de katheters door de buis en verwijder de Tube. 9. Sluit de ventrale incisie met drie RVS Wound Clips, en de dorsale incisie met 4-0 zijde hechtingen aan de exteriorized Katheters plaats vast te zetten. 10. Postoperatieve Monitor en Zorg <ol><li> Na catheterisatie, beëindigen van de anesthesie en de rat in laterale decubitus positie te herstellen in een kooi met cellulose beddengoed. Observeer de ratten 2 uur intervallen gedurende ten minste 4 uur of totdat geen tekenen van pijn en vervolgens eenmaal daags. Geef Ketoprofen [5 mg / kg, subcutaan (SQ)] onmiddellijk procedure iedere 12 uur posten als de rat tekenen van pijn of ongemak. In onze ervaring, zijn er geen ratten extra pijnstilling voor pijn na de Initia vereistl injectie. Kenmerken waargenomen die overweging zou uitlokken voor extra doses van analgesie omvatten, maar niet beperkt tot; abnormale houding; stijging / daling van de ademhalingsfrequentie, unthrifty / ungroomed, infectie / ontsteking van de incisie site, oogafscheiding, piloerectie (&quot;spiked vacht&quot;), vermindering van de activiteit in reactie op hoorbare of tactiele stimuli. OPMERKING: Ratten teruggewonnen voor 72 uur dat&gt; 10 g van pre-catheterisatie gewichtstoename zal worden opgenomen in het onderzoek. </li></ol> 11. Aansluiting op hemodynamische System <ol><li> Na herstel, inschrijven gezonde ratten (gewichtstoename&gt; 10g) in de studie. Plaats ratten in Lucite kamer en verdoven zoals eerder beschreven. </li><li> Plaats steriel laken op chirurgische tafel met steriele vaatklem, micro tang, 1 ml spuiten met stompe naald. OPMERKING: De uiteinden van de hemostaat moet worden bedekt met rubber om beschadiging van de katheter te voorkomen. Plaats verdoofde rat op een chirurgischetafel in de ventrale positie en plaats neus in de neuskegel op anesthesie (3-5%) met spontane ademhaling te behouden. </li><li> Clamp arteriële en veneuze katheters met een paar rubber bedekte hemostats net onder de metalen plug pinnen. Gebruik een tang om de metalen pen verwijderen aan het einde van de katheter en bevestig een 1 ml injectiespuit gevuld met heparine zoutoplossing met een stompe naald. Op zijn beurt, verwijder de hemostats en trekken 0,1 ml om ervoor te zorgen de katheters zijn octrooi. </li><li> Opnieuw klem de katheters, verwijder de naald en bevestig daartoe een langere katheter (vooraf gespoeld met heparine zoutoplossing) die is aangesloten op een draaibare en gebonden bovenop de kooi schoenendoos. Sluit deze katheters aan de transducers voor data-acquisitie en opnemen, sampling, of infusie. OPMERKING: Alle katheters zijn beveiligd met opgerolde veer leidingen lang genoeg zijn om volledige waaier van beweging van een dier toestaan ​​in hun kooi. </li><li> Volgende katheter verbinding, te beëindigen anesthesie enherstellen de dieren in de sternale positie in een kooi met cellulose beddengoed. Om arteriële katheter doorgankelijkheid te behouden, handmatig lijnen met 0,05 ml heparine zoutoplossing (50 IU / ml) per 1 uur gedurende 24 uur die samenvallen met de periodieke evaluatie van de dieren te spoelen. </li></ol> 12. Blood Sampling, Pressure Monitoring and Drug Administration <ol><li> Hechten lege injectiespuit op kraan aangesloten op catheter arteriële en trekken 0,6 ml inline flush. Hechten monster spuit, neem monster, en de terugkeer van de 0,6 ml inline flush, gevolgd door 0,7 ml gehepariniseerde zoutoplossing spoelen. </li><li> Met data-acquisitie hardware en software voor het meten en registreren MAP en hartslag. </li><li> Sluit de automatische geneesmiddelafgiftesysteem (AIDS) bij de veneuze catheter. OPMERKING: ADDS past de snelheid van bloeddrukverhogende infusie (hoog, laag of 0 dosis) op basis van de gedetecteerde te onderhouden druk binnen de normale fysiologische bereik MAP. </li></ol>

<ol><li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharm.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li>
<li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proceedings%3A+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li>
<li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li>
<li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Kidney+Dis%22%5BJournal%5D)">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li>
<li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li>
<li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li>
<li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling%2C+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496(2012).</li>
</ol>

De auteurs hebben geen mogelijke belangenconflicten.

<html> Het onderzoeken van therapeutische benaderingen van een klinisch model van ziekte vereist de mogelijkheid om exact uit, hemodynamische monitoring, waardoor vasculaire toegang vereisen. In ons model van sepsis, arteriële catheterisatie biedt systemische druk monitoring en veneuze catheterisatie zorgt voor de toepassing van de standaard klinische therapie. Standaardtherapie voor sepsis omvat de infusie van antibiotica om bacteriële infectie en de infusie van vloeistoffen en vasopressoren behandelen arteriële druk binnen het gewenste bereik te houden. Beide katheters worden gebruikt voor het nemen van bloedmonsters. In dit ontwerp, de toepassing van programmeerbare infuuspompen die automatisch in werking van het bloeddrukverhogende infusiesnelheid op basis van real-time gemiddelde arteriële druk is een vooruitgang ten opzichte van de klinische setting die manuele titratie door de medische staf en in de pre-klinische setting maakt het vereist Gebruik van deze behandelingsmodaliteit mogelijk bestuderen grote aantallen dieren. . e_content &quot;&gt; Sommige complicaties waren vroeg ervaren in de ontwikkeling van het model Deze omvatten gedeeltelijke afsluiting van zowel arteriële en veneuze katheters ver aandraaien, banden op PU2 en PU3 componenten (1-2%), onjuiste plaatsing van jugularis katheter in een kleine tak, (&lt;1%); onverklaarde plotselinge dood na herstel (geen pulmonale trombus of andere orgaanschade evident), (1-2%) opgelost door het houden van isofluraan concentratie 2-3,5% met O 2 debiet van 2 l / min . Andere veel voorkomende chirurgische complicaties van bloeding, lokale infectie en zelf toegebrachte schade werden niet waargenomen. Zodra chirurgische vaardigheid is bereikt, elke procedure moet in staat zijn in niet meer dan 15 min te worden ingevuld. De mate van succes gemeten als een gezond herstel en octrooi katheters, kan worden verwacht dat meer dan 90% één keer volledig opgeleid. Een extra dier wordt opgenomen in elk onderzoek naar het verlies van gegevens en het totale aantal dieren dat nodig is en goed voor een mislukte katheter die kan worden minimaliseren &quot;inalleen fusion &quot;of sterfte als gevolg van complicaties. De meest kritische stap in deze procedure het ontwerp en de plaatsing van de katheters. De materialen moeten zacht zijn bij de top wordt de vaatwand doorboren zonder plooien te gemakkelijk. Het lichaam van de katheter worden stijver (dan de tip) kunnen vooraf in het vat voldoende en worden vastgezet. Figuur 1 toont de 3 diameters van buizen die zijn verbonden voor de arteriële katheter en 2 verschillende diameter buis verbonden de veneuze katheters. Deze componenten worden geschoven in elkaar katheter diameter verminderen in een punt en worden verlijmd met ankers toegevoegd aan de plaatsing van de katheter in het vat of het hart gehandhaafd blijft. Eenmaal teruggewonnen en verbonden met de draaibare en ketting, moeten de MAP en CVP golfvormen vergelijkbaar met de gegevens weergegeven in figuur 2 weergegeven. Arteriële catheter patenc handhaveny tijdens de controle, moet een uurtarief heparine zoutoplossing spoelen (0,05 ml) worden uitgevoerd. Continue infusie handhaaft de veneuze katheter doorgankelijkheid. Tijdens line verbinding en flush, moet veel aandacht worden besteed om te verzekeren dat er geen luchtbellen in de lijn. Een luchtbel van ≥0.1ml kan leiden tot een embolie in de longen, hersenen of andere organen. Hemodynamische golfvormen worden opgenomen en in de loop van de studie geanalyseerd. Bij het ​​comprimeren van tijd in de x-as, Figuur 3 toont de veranderingen in MAP en CVP de loop van 1 uur en de veranderingen in snelheid en kracht van bloeddrukverhogende infusie. De werkwijze heeft een aantal mogelijke beperkingen. In onze studies, de katheters blijven patent tot 11 dagen. Het is niet bekend hoe lang de katheters patent na deze periode blijft. De katheters passen beschreven, er een minimum vasculaire omvang, die ruwweg correleert met knaagdier gewicht, waarbij dieren die aan dit onderzoek groter zijn dan200 g. Het gebruik van een kleinere katheter diameter leidt tot toenemende weerstanden tegen het stroming reducerende doorgankelijkheid. Het bereiken van de centrale veneuze druk maatregelen vereist een nauwkeurige plaatsing van de katheter in het atrium voldoende rekening te houden voor de omvang en de groei tijdens de studie periode en kan een uitdaging zijn. Eenmaal onder de knie, arteriële en vasculaire katheterisatie kan de basis vormen voor een breed scala van diermodellen die hemodynamische monitoring, bloedafname, en infusie van vloeistoffen of therapieën, terwijl het minimaliseren van eventuele pijn en angst tijdens de instrumentatie of het hanteren van een keer hersteld bieden. In feite, in samenhang met een eerdere publicatie JOVE 10 beschrijft catheterisatie van de femorale ader, hebben we met succes uitgevoerd dit model met 3 geïmplanteerde katheters.

Arteriële en veneuze catheterisatie van ratten lang gebruikt in laboratoriumonderzoek. 1, 2 catheterisatie kan worden gebruikt voor het bewaken van hemodynamische parameters zoals systolische, diastolische en gemiddelde arteriële druk (MAP), hartslag (HR) en centrale veneuze druk (CVP) . 3,4 Bovendien zijn deze catheters kan de infusie van standaardbehandelingen potentiële therapieën en bloedafname om het onderliggende mechanisme van een ziekte of behandeling verder te analyseren. Daarom, met toegang tot de bloedbaan in een klein diermodel is van cruciaal belang voor het bestuderen van de klinische prestaties maatregelen en de effecten van de behandeling. De onderliggende oorzaken van kritieke ziekte bestuderen, is het belangrijk om een ​​model om de menselijke conditie simuleren eerst ontwikkelen. Intratracheale inoculatie van een bekende hoeveelheid bacteriën is met succes gebruikt om de pathogenese van longontsteking, ernstige longinfectie die vervolgens ontwikkelt tot sepsis reproduceren.3, 5 Monitoring hemodynamische maatregelen en verstrekken van standaard klinische behandeling is cruciaal voor routinematige ondersteunende zorg te simuleren. Standaard klinische behandeling omvat toediening van antibiotica, die helpt bij het ​​opruimen van de onderliggende infectie en de toediening van vloeistoffen en vasopressoren, twee therapieën tewerkgesteld in septische patiënten om de bloeddruk te behouden. 5-7 Vasculaire toegang, in het bijzonder de implantatie van octrooi-katheters is vooral belangrijk wanneer we bestuderen experimentele therapieën voor sepsis. Gedurende vele jaren, de mogelijkheid om standaard klinische behandeling toedienen aan knaagdieren werd beperkt door de beschikbaarheid van de materialen met de benodigde eigenschappen voor het construeren implanteerbare katheters en het vermogen van de infusie technologie om kleine hoeveelheden nauwkeurig de tijd te leveren. Bovendien, de mogelijkheid om een ​​infusie activeren in reactie op de continue monitoring van een specifiek hemodynamische toestaat dat er een consistente en reproduceerbare standard behandeling model bij het ​​gebruik van grotere steekproefomvang typisch voor knaagdieren studies. 8, 9 Deze technologische beperkingen in materialen en precisie hardware zijn overwonnen, maar tegelijkertijd bieden routine therapieën, terwijl de controle hemodynamische parameters, moeten beide arteriële en veneuze vaattoegang beschikbaar zijn. De video beschrijft de chirurgische techniek voor het implanteren van de halsslagader en de gemeenschappelijke halsader katheters in een verdoofde rat. Na een 72 uur herstelperiode, de dieren opnieuw verdoofd en verbonden met een ketting en draaibare opstelling aan het knaagdier behuizing gebruikt om de geïmplanteerde katheters aansluiten op de hemodynamische bewakingssysteem. Tijdens de studie, het systeem maakt een fluïdum infusie basis van hetzij het leveren van een bepaald volume met een bepaalde infusiesnelheid of een geautomatiseerd systeem dat een infusiesnelheid afhankelijk van de gemiddelde arteriële druk gedetecteerd op een gegeven drukbereik te handhaven levert. Het fluïdum infusiesysteemmaakt gebruik van programmeerbare spuitpompen die interface met digitale uitgangen van de data-acquisitie systeem en worden gecontroleerd door de software bewaken van de MAP. De ketting en de draaibare opstelling kunt vrij verkeer van de rat tijdens de studie, terwijl het toezicht op de druk, het inbrengen van vloeistoffen en vasopressoren, en het uitvoeren van bloedafname zonder de dieren te manipuleren. Gelijktijdige bewaking van maximaal 12 geïnstrumenteerde dieren 2 katheters elk (in onze setup) met de hardware uitbreidbaar controle 24 geïnstrumenteerd dieren zorgt voor een grote flexibiliteit voor het bestuderen van meerdere gelaagde groepen in elk experiment. Dit katheterisatieprocedure kan gunstig zijn voor onderzoeksfaciliteiten die vergelijkbaar knaagdier modellen waarvoor vasculaire toegang voor de bewaking, bemonstering en behandeling voor maximaal 11 dagen gebruiken. Als de onderzoeksfaciliteit overweegt deze procedure heeft ervaring met knaagdieren en een goede ondersteuningsstructuur voor het behoud van deze dieren dan developing deze vaardigheden kan een aanzienlijke kostenbesparing te voorzien, waardoor de totale kosten per gecatheteriseerd rat uit meer dan $ 180 tot minder dan $ 50 (inclusief naïef rat, katheter componenten en technische kosten) en het verhogen van het plannen van flexibiliteit (naïeve ratten zijn direct beschikbaar vs. bedrijf leveringsschema geïmplanteerde ratten). Het succes van deze procedure is afhankelijk van de vaardigheden van de persoon van de catheterizations. De training dieren moeten bedreven in deze procedure worden varieerde van 20 tot 40 ratten met een resulterende katheter doorgankelijkheid van&gt; 90%.

<table><tbody><tr><td>Straight micro dissecting forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-8102</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Delicate straight hemostatic forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-7114</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Delicate curved hemostatic forceps</td><td>Miltex</td><td>&nbsp;7-4</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Serrefine gebogen, zeer delicate micro klem</td><td>Roboz</td><td>RS-5471</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Micro dissecting hook</td><td>Miltex</td><td>19-220</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Hoek aan rand micro dissecting veer schaar</td><td>Roboz</td><td>RS-5618</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Lichte operatieschaar</td><td>Roboz</td><td>RS-6750</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Scalpel handvat en mes (#10)</td><td>Cincinnati Surgical</td><td>RS-9843</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Pakket van 4-0 zijdedraad met gebogen naald</td><td>Ethicon</td><td>FS-2</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Rechte micro naaldhouder</td><td>Roboz</td><td>RS-6410</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Wondclip</td><td>Stoelting</td><td>59027</td><td>chirurgisch instrument</td></tr><tr><td>Steriele gaas 2"x2"&nbsp;</td><td>Dynarex</td><td>3362</td><td>verbruiksartikel</td></tr><tr><td>Gaas 4"x4"&nbsp;</td><td>Covidien</td><td>2556</td><td>verbruiksartikel</td></tr><tr><td>Anesthesie verdamper</td><td>Surgivet</td><td>V703001</td><td>apparatuur</td></tr><tr><td>Lucite doos</td><td>Custom</td><td></td><td>apparatuur</td></tr><tr><td>Isofluraan</td><td>Baxter</td><td></td><td>apparatuur</td></tr><tr><td>Downdraft tafel</td><td>Airscience</td><td></td><td>apparatuur</td></tr><tr><td>Chirurgisch platform bovenaan de tafel</td><td>Custom</td><td></td><td>apparatuur</td></tr><tr><td>Arteriele katheter</td><td>Custom - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td>verbruiksartikel</td></tr><tr><td>Veneuze katheter</td><td>Custom - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td>verbruiksartikel</td></tr><tr><td>Data acquisitie systeem</td><td>ADInstruments</td><td>Powerlab 16/30</td><td>apparatuur</td></tr><tr><td>Data analyse software</td><td>ADInstruments</td><td>LabChart v7.3</td><td>apparatuur</td></tr><tr><td>Programmeerbare infuuspompen</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PHD Ultra</td><td>apparatuur</td></tr></tbody></table>

catheterisatie van de halsslagader en de halsader aan hemodynamische maatregelen uitvoeren, infusions en blood sampling in een conscious rat model

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Het succes van een klein diermodel voor kritieke ziekte bestuderen is deels afhankelijk van het vermogen van het model om de menselijke conditie te simuleren. Intratracheale inoculatie van een bekende hoeveelheid bacteriën is met succes gebruikt om de pathogenese van longontsteking die vervolgens ontwikkelt tot sepsis reproduceren. Monitoring hemodynamische parameters en het verstrekken van standaard klinische behandeling, met inbegrip infuus van antibiotica, vloeistoffen en medicijnen om de bloeddruk te behouden is cruciaal voor routinematige ondersteunende zorg te simuleren in dit model, maar om dat te doen vereist zowel arteriële en veneuze vaattoegang. De video beschrijft de chirurgische techniek voor het implanteren van de halsslagader en de gemeenschappelijke halsader katheters in een verdoofde rat. Na een 72 uur herstelperiode, de dieren opnieuw verdoofd en verbonden met een ketting en draaibare opstelling aan het knaagdier behuizing die de geïmplanteerde katheters verbindt met de hemodynamische bewakingssysteem. Deze opzet maakt het vrije verkeer van derat tijdens de studie onder voortdurend toezicht druk, het inbrengen van vloeistoffen en medicijnen (antibiotica, vasopressors) en het uitvoeren van het nemen van bloedmonsters.

Veranderingen in vasculaire druk worden via de met vloeistof gevulde catheters (figuur 1) en omgezet in elektrische signalen vertegenwoordigd door de hemodynamische golfvormen (figuren 2, 3). Zonder toegang tot de bloedbaan, kon deze maatregelen niet worden gemaakt. Real-time streaming van de golfvormen maakt detectie en analyse van veranderingen op beat basis slaan (figuur 2). Het comprimeren van de tijdschaal van de golfvormen maakt voor het kwantificeren van veranderingen die zich voordoen over een langere duur (minuten tot dagen) (Figuur 3, bovenste 4 golfvormen) die kan worden gecorreleerd met veranderingen in de bloeddrukverhogende infuussnelheden (Figuur 3, lagere 4 golfvormen). <img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg" /> Figuur 1. Catheter Design: Details van de componenten van de arteriële en veneuze katheters PU, polyurethaan;. PE, polyethyleen (segment lengte) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.</a> <img alt="Figuur 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg" /> Figuur 2. Real-time MAP golfvormen van 4 typische knaagdieren 7 dagen na de catheterisatie meer dan 7 sec. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.</a> <img alt="Figuur 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg" /> Figuur 3.-Time gecomprimeerd MAP golfvormen van 4 typische knaagdieren (bovenste 4 golfvormen) 7 dagen na de catheterisatie meer dan 1 uur. Wanneer de kaart wordt gemiddeld (onderste 4 golfvormen), wordt die waarde gebruikt om de trekker aids hoog (&lt;90 mmHg) , lage (&lt;100 mmHg) of te stoppen (&gt; 110) stroom reactie van de infuuspomp. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.</a>

Vasculair toegangen om hemodynamiek te meten, vloeistoffen toe te dienen en bloedmonsters te nemen zijn belangrijk voor elk onderzoeksmodel met kleine dieren. We presenteren een techniek voor het implanteren van katheters in de halsslagader en de gewone halsader bij een verdovde rat om verbinding te maken met een systeem voor monitoring, infusies en bemonstering.

Catheterisatie van de halsslagader en de halsader aan hemodynamische maatregelen uitvoeren, Infusions en Blood Sampling in een Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Het algemene doel van deze procedure is om een techniek te presenteren voor het implanteren van katheters in de halsslagader en de gewone halsader om de hemodynamiek te meten, vloeistoffen toe te dienen en bloedmonsters te nemen bij een ambulante rat. Dit wordt bereikt door eerst een katheter in de rechterhalsader te plaatsen en vervolgens een katheter in de linkerhalsslagader te plaatsen. De twee katheters worden vervolgens onder de huid getunneld en geëxternaliseerd tussen de schouderbladen.Uiteindelijk worden de katheters bevestigd aan een verankering en draaischarnieren opzet die een rat vrije beweging toestaat. Terwijl de experimentator drukken kan meten, vloeistoffen kan inbrengen en bloedmonsters kan nemen. Visuele demonstratie van deze methode is cruciaal omdat verschillende van de stappen moeilijk te leren zijn.De doorlaatbaarheid van de katheter hangt af van een nauwkeurige plaatsing, wat erg techniekgericht is, wat de belangrijkheid verhoogt om te zien hoe het wordt gedaan Voorafgaand aan de operatie. Alle instrumenten en katheters moeten worden gesteriliseerd met gas. Controleer de katheters op lekken door heparinfer glycerol te gebruiken door elke katheter te vullen en deze te verstoppen met een metalen stop. Reinig de werkplek en alle oppervlakken met 70% ethanol. Bedek vervolgens de operatietafel met een steriele dekking en leg een extra dek op het instrumentenblad. Zodra de rat bewusteloos is, scheer de nek aan de voor- en achterkant.Na het scheren, breng smering aan op de ogen van de rat. Breng nu het dier over naar de operatieplaats. Leg het op een warme pad om de lichaamstemperatuur te behouden.Bevestig vervolgens een neuskoker en geef 3,5% isof fluorine. Voltooi de voorbereidingen door de huid schoon te maken met afwisselende scrubs van Betadine en 70% ethanol. Bevestig dat de rat niet reageert door een teenprikje te gebruiken.Begin vervolgens de operatie eerst met een schaar, maak een 0,5 centimeter middenlijnsnede in de huid tussen de schouderbladen. Draai vervolgens de rat in de rugligging. Bevestig vervolgens de poten zachtjes aan beide kanten met rubberen bandjes en leg wat opgerold gaas onder zijn nek om de blootstelling van de operatieplaats te verbeteren.Gebruik nu een scalpel om een twee centimeter ventrale cervicale huidsnede te maken rechts van de volgende middenlijn en ter hoogte van de sleutelbeen om de rechterhalsader te katheteriseren. Gebruik eerst een hemostaat om de rechterhalsader dof te dissecteren. Scheid de speeksel- en lymfatische weefsels en isoleer een vijf millimeter sectie van de halsader.Gebruik vervolgens vier nulzijde zijdedraad om een losse knoop te plaatsen op beide craniale en staartuiteinden van de halsader om de blootstelling te maximaliseren. Maak vervolgens met microchirurgische schaar een lengte incisie voor de katheter tussen de ligaturen. Bind vervolgens de craniale ligatuur rond het vat na de incisie.Gebruik de micros dissectief haak en tang om de katheter in de halsader richting het hart in te brengen totdat alle PU drie F-segment in het vat zit. Trek vervolgens de ligaturen op de craniale en staartuiteinden aan om de katheter te bevestigen. Katheteriseer nu de linkerhalsslagader.Gebruik eerst een hemostaat om de oma-spier dof te dissecteren en een vijf millimeter sectie van de linkerhalsslagader bloot te leggen. Zorg ervoor dat de nervus vagus volledig gescheiden is van de slagader. Scheur of breek de zenuw niet.Plaats vervolgens vier nulzijde zijdedraad met een losse knoop op het staartuiteinde van het vat. Bind vervolgens het craniale uiteinde van het vat af en belangrijk, plaats een bulldogklem boven de knoop om de bloedstroom na de incisie te stoppen. Gebruik microchirurgische schaar om een lengte incisie te maken tussen de ligaturen om de katheter door te laten.Breng vervolgens de arteriële katheter richting het hart in met behulp van een micro dissectiehaak en tang. Houd zonder te vergrendelen, gebruik een kleine naaldhouder om het deel van de katheter in het vat strak vast te houden. Verwijder vervolgens de bulldogklem.Gebruik vervolgens de tang om de katheter vooruit te brengen terwijl je de naaldhouder langzaam losmaakt past de volledige PU twee F-segment in de halsslagader. Deze stap vereist oefening om bloedverlies te minimaliseren. Trek vervolgens de staartligatuur rond de katheter vast, maar niet zo strak dat deze occludeert.Gebruik vervolgens een rechte hemostaat om een vijf centimeter buis subcutaan te tunnelen achter het oor en door de incisie tussen de schouderbladen. Buitenwaarts breng de katheters uit door de buis en verwijder de buis. Sluit nu de ventrikelsnede met drie roestvrijstalen wondclips terwijl de geëxternaliseerde katheters worden vastgezet.Sluit vervolgens de dorsale incisie met vier nulzijde zijdedraad. Beëindig nu de anesthesie en laat de rat herstellen in een laterale buikligging op cellulosebedekking postoperatief. Observeer de ratten om de twee uur gedurende ten minste vier uur of totdat ze geen tekenen van pijn vertonen.Controleer vervolgens de ratten dagelijks. Als een rat pijn nodig heeft, geef ketoprofen elke 12 uur voorbereiding. Voorspoel de spoelgewikkelde lange katheters met heparinezoutoplossing.Deze katheters worden verbonden met de bovenkant van een schoendooskooien met behulp van een draaischarnier en bevestig de geëxternaliseerde katheters op de rat, verdoof een rat zoals voorheen en geef anesthesie via een neuskoker om ervoor te zorgen dat de rat de procedure verdraagt. Gebruik nu een rubberen gedoofde hemostaatklem om de arteriële en veneuze katheters net onder de metalen plugpennen te klemmen, het rubber is om schade aan de katheters te voorkomen. Gebruik vervolgens een tang om de metalen pin aan het uiteinde van de katheter te verwijderen en met een afgeronde naald, bevestig een een milliliterspuit gevuld met heparinezoutoplossing.Verwijder op zijn beurt de hemostaat en trek 0,1 milliliter terug om te controleren of de katheters doorlaatbaar zijn. Klem nu de katheters vast, verwijder de naald en bevestig de langere katheters. Verbind vervolgens

catheterization-carotid-artery-jugular-vein-to-perform-hemodynamic

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

De hyperinsulinemische-euglycemic clamp is de "gouden standaard" voor de beoordeling van de werking van insuline. Insuline wordt toegediend met een constante snelheid te stimuleren de opname van glucose. De hoeveelheid van exogene glucose-infusie om deze daling tegen te gaan is een indicatie van de gevoeligheid voor insuline. Hier is de procedure wordt uitgevoerd op een bewuste, ongebreidelde rat.

Hyperinsulinemische-Euglycemic Klem in de Conscious Rat

Chronische catheterisatie van de bloedvaten in de rat is vaak nodig voor de toediening van stoffen, het verkrijgen van bloed steekproef over een periode van tijd of voor directe bewuste bloeddrukmetingen. Femorale arteriële catheterisatie van de rat en de bijbehorende metingen van de bloeddruk in de bewuste dier zal worden aangetoond.

Femorale arteriële en veneuze catheterisatie voor bloedafname, Drug Administration en bewust Bloeddruk en hartslag metingen

In this video, we demonstrate a surgical procedure to cannulate the left carotid artery in a rat model.

Cannulation of the Carotid Artery in a Rat Model

Bilaterale carotis occlusie combinatie met systemische hypotensie produceert wereldwijde hersenen ischemie in de rat, met schade aan de hippocampus met reproduceerbare ernst. Proefdieren worden verminderd met voorspelbare patronen van hersenbeschadiging, ze herstellen doelmatig en sterftecijfers zijn relatief laag.

2-Vessel Occlusie / Hypotensie: een rat model van Global Brain Ischemie

Een protocol voor chronische infusie van glucose en Intralipid bij ratten beschreven. Dit model kan worden gebruikt om het effect van nutriënten overmaat van orgaanfunctie en fysiologische parameters bestuderen.

Een model van Chronisch Nutrient Infusion in het Rat

Dit artikel beschrijft een rattenmodel van elektrisch geïnduceerde ventrikelfibrillatie en reanimatie door borstcompressie, ventilatie en toediening van elektrische schokken die een episode van plotselinge hartstilstand en conventionele cardiopulmonale reanimatie simuleert. Het model maakt het mogelijk om inzichten te verzamelen over de pathofysiologie van hartstilstand en het verkennen van nieuwe reanimatiestrategieën.

Een Rat Model van ventriculaire fibrillatie en Reanimatie door conventionele Closed-borst Techniek

Hier wordt een protocol voor continue bloed bemonstering tijdens PET/CT-beeldvorming van ratten beschreven om de arteriële invoer functie (AIF) te meten. De catheterisatie, de kalibratie en opzet van het systeem en de gegevensanalyse van de bloed radioactiviteit worden aangetoond. De gegenereerde gegevens bieden invoerparameters voor daaropvolgende bio-kinetische modellering.

Continue bloedafname in kleine dierlijke positron emissie tomografie/computertomografie maakt de meting van de arteriële ingangsfunctie mogelijk

Gedetailleerde microchirurgische technieken zijn aangetoond om een langerlopend jugulair aderkannulatieratmodel vast te stellen voor sequentiële bloedafname bij hetzelfde dier. Fysiologische en hematologische parameters zijn gecontroleerd tijdens de herstelfase van de rat. Dit model is toegepast om de farmacokinetiek van oraal toegediend polyfenol te bestuderen zonder stress bij dieren te veroorzaken.

Microchirurgische vaardigheden voor het vaststellen van permanente jugulaire ader cannulatie bij ratten voor seriële bloedafname van oraal toegediend geneesmiddel

Hier presenteren we een combinatie van effectieve rattenbeperking en subclavia-aderpunctiemethoden die snelle, veilige en herhaalde bloedafname bij ratten zonder verdoving mogelijk maken.

Bloedafname van subclavia-aderen bij bewuste ratten

Dit experimentele protocol beschrijft een leverlymfebuis-gecanuleerd rattenmodel dat directe en kwantitatieve beoordeling van leverlymfatische en vaatdrainage mogelijk maakt. Het model maakt gelijktijdige bemonstering van leverlymfe en systemisch bloed mogelijk om levertransport, metabolisme en immuunsignalering te onderzoeken, ter ondersteuning van studies naar geneesmiddelfarmacokinetiek en leverspecifieke biologie.

Een uitgebreid rattenmodel voor het beoordelen van levertransportroutes door gelijktijdige lymfatische en bloedvaatbemonstering

Leer een chirurgische techniek voor katheterimplantatie in de halsslagader en halsader van ratten. Deze methode maakt hemodynamische metingen, infusies en bloedafname mogelijk bij bewegingsvrijheid van het dier.

Catheterisatie van de halsslagader en de halsader aan hemodynamische maatregelen uitvoeren, Infusions en Blood Sampling in een Conscious Rat Model (Video) | JoVE Journal

Catheterisatie van de halsslagader en de halsader aan hemodynamische maatregelen uitvoeren, Infusions en Blood Sampling in een Conscious Rat Model

Meer video's verkennen