Engineered Gevasculariseerd Muscle Flap
January 11th, 2016
Tot op heden worden defecten in dik weefsel meestal gereconstrueerd door autologe weefselflaps of geconstrueerde weefsels aan te brengen. In dit protocol presenteren we een nieuwe methode voor het maken van een gevasculariseerd weefselflap met een autologe steel, die dient als alternatief voor autologe flaps.
Het algemene doel van deze procedure is om een goed gevasculariseerd weefselflap te creëren dat kan worden gebruikt voor de reconstructie van defecten in de volledige dikte van de buikwand. Dit wordt bereikt door eerst een biodegradeerbaar polylactisch zuur poly lactic-co-glycolzuur scaffold voor te bereiden. Vervolgens worden endotheelcellen, spiercellen en fibroblasten gezaaid en wordt het graft in vitro gekweekt om de cellen zelf te laten assembleren.
Vervolgens wordt het geëngineerde weefsel geïmplanteerd rond de femorale slagader en aderen van de muis, waar het anastomose ondergaat met gastheervaten en hoog gevasculariseerd wordt. Ten slotte wordt het weefsel als pedikkelflap overgebracht naar een defect in de volledige dikte van de buikwand. Uiteindelijk wordt de graftvascularisatie bewezen door middel van echografie, T dextran injectie en immunokleuring voor CD31, en wordt de flapstijfheid onderzocht met behulp van een biodynamisch testinstrument.
De belangrijkste voordelen hiervan boven bestaande methoden zijn lagere mobiliteit van de donorsite en hoge levensvatbaarheid van het geëngineerde flap dat kan worden gebruikt voor de constructie van volledige dikte zachte weefsels. Deze methode kan helpen bij patiënten met defecten in de volledige dikte van de buikwand. Het demonstreren van de procedure wordt gedaan door Dr. Dana Egozi, een plastisch chirurg, in samenwerking met mijn laboratorium, en Anina Freimann zal haar bijstaan.
Na het voorbereiden van de scaffolds en het inbedden van cellen volgens het tekstprotocol, autoclaveer de volgende chirurgische instrumenten: een kleine fijne rechte schaar, een veerschaar, een fijne rechte pincet, een gekarteld pincet, Hudson pincet, een naaldhouder en een nummer 15 mes. Bereid een mengsel van 425 microliter ketamine en 75 microliter silodsin in een microcentrifugebuis en breng het over in een spuit. Verdun vervolgens 0,3 milligram per milliliter buprenorfine een op twintig in steriele zoutoplossing.
Na het anesthesieren van de muis volgens het tekstprotocol, plaats deze op een podium, verwarm hem tot 37 graden Celsius om de normale lichaamstemperatuur te behouden en gebruik een pleister om hem op het podium te bevestigen. Gebruik met wattenstaafjes jodium gevolgd door 70% ethanol om de incisieplaats te reinigen om een aseptisch werkveld te creëren. Na controle van de sedatieniveau, maak met een mes een incisie door de huid van het knie tot de inguinale ligament parallel aan de femorale vaten tot de femorale slagader en aderen blootgelegd zijn.
Gebruik clips of naalden om de huid vast te houden. Gebruik vervolgens veerschaar en pincet, beginnend bij de femorale AV onder de profunda en boven de bifurcatie naar de tibiale en peroneale AV, om de femorale slagader en aderen voorzichtig te isoleren van het omliggende weefsel. Laat de profunda onaangeroerd om de bloedstroom naar het been te behouden en om verdere ischemie te voorkomen.
Vouwen vervolgens het eerder voorbereide graft rond de blootgestelde femorale AV onder de profunda en boven de bifurcatie naar de tibiale en peroneale AV en gebruik 8-0 zijden hechtdraad om de uiteinden te verbinden. Om implantaatvascularisatie te waarborgen door capillairen die uit de femorale AV vaten ontspruiten, legt u een stuk gesteriliseerd latex onder het graft en wikkelt u het vervolgens om het graft en hecht het met 6-0 zijden hechtdraad. Gebruik vervolgens 4-0 zijden hechtdraad om de overliggende huid te sluiten.
Injecteer bupreorfine twee keer per dag gedurende twee tot drie dagen onderhuids. Bewaak de muis nauwgezet tot herstel van de anesthesie en dagelijks daarna totdat het graft als flap wordt overgebracht. Een tot twee weken na implantatie, na het anestheseren van de muis, plaatst u het dier op het verwarmde podium en bevestigt u het.
Na het reinigen van de incisieplaats zoals eerder in deze video is aangetoond, gebruik schaar en pincet om de hechtingen in de huid voorzichtig te openen en maak met een mes een incisie in de huid loodrecht op de inguinale ligament, doorgaand door de ventrale huid. Maak met een mes een incisie in de ventrale buikwand. Verwijder voorzichtig het latexstuk en leg het gevasculariseerde flap bloot.
Gebruik vervolgens schaar en pincet om het weefselflap van het omliggende weefsel te disseceren. Ligeer de distale uiteinden van de femorale AV met 8-0 zijden hechtdraad om bloeding uit de AV te voorkomen. Cauteriseer vervolgens de AV bij het knie, distaal van het gevouwen geïmplanteerde weefsel en de 8-0 hechtdraden. Breng voorzichtig de femorale AV omhuld door het graft naar de ventrale buikwand, waarbij u schade aan de slagader vermijdt, om te bepalen op welke afstand het defect van volledige dikte moet worden gemaakt.
Maak met veerschaar een incisie in de rectus abdominis spier en verwijder een segment van ongeveer een centimeter bij 0,8 centimeter van de spier met de overliggende huid. Breng de femorale AV omhuld door het gevasculariseerde graft als een axiale flap over naar het defect van volledige dikte in de ventrale buikwand, met behulp van 8-0 zijden hechtdraad om hernia te voorkomen. Hecht de flap aan het omliggende spierweefsel.
Hecht vervolgens met 4-0 zijden het beenhuid. Laat de ventrale huid bloot om het effect van een volledige buikwanddefect na te bootsen. Bedek de wond in de huid met gejodeerd gaas en een steriele bandage om besmetting van het blootgestelde gebied te voorkomen.
Dien buprenorfine toe zoals eerder in deze video beschreven. Bewaak het dier nauwgezet tot herstel van de anesthesie en dagelijks daarna tot herstel van de flap voor studies zoals beschreven in het tekstprotocol. Eén en twee weken na implantatie toonde een grove observatie van het graftgebied levensvatbare en hoog gevasculariseerde weefselgraften aan, zoals bepaald door positieve CD31 immunokleuring.
De weefselgraften waren ook hoog geperfundeerd, zoals te zien is door FITC-dextran injectie in de staartader en ultrageluidmetingen. Deze grafiek laat zien dat er al na één week na implantatie veel vaten waargenomen werden, een aantal dat significant steeg na
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Overzicht
Dit protocol presenteert een nieuwe methode voor het engineeren van een vaatvoorzienend weefselflap met een autoloog pedikel, gericht op het reconstrueren van volwaardige buikwanddefecten. De aanpak maakt gebruik van een biologisch afbreekbaar scaffold om celassemblage en vaatvorming te ondersteunen.
Belangrijkste studiecomponenten
Wetenschapsgebied
- Weefselengineering
- Regeneratieve Geneeskunde
- Vaatbiologie
Achtergrond
- Traditionele reconstructiemethoden omvatten autologe weefselflappen.
- Engineered weefsels bieden een potentieel alternatief voor complexe weefseldefekten.
- Vaatvorming is cruciaal voor de levensvatbaarheid van engineered weefsels.
- Deze studie onderzoekt een methode om vaatvorming in weefselflappen te verbeteren.
Doel van de studie
- Om een vaatvoorzienend weefselflap te ontwikkelen voor buikwandreconstructie.
- Om een autoloog pedikel te gebruiken om de integratie van het transplantaat te verbeteren.
- Om de effectiviteit van het engineered weefsel in een preklinisch model te beoordelen.
Gebruikte methoden
- Bereiding van een biologisch afbreekbaar polymelkzuur scaffold.
- Zaaien van endotheelcellen, spiercellen en fibroblasten op het scaffold.
- In vitro cultivatie om celzelfassemblage te bevorderen.
- Implantatie van het engineered weefsel rond de femorale arterie en aderen in een muismodel.
Belangrijkste resultaten
- Het engineered weefsel onderging met succes anastomose met gastheervaten.
- Significante vaatvorming werd bevestigd via echografie en immunokleuring voor CD31.
- De stijfheid van de flap werd geëvalueerd met behulp van een biodynamisch testinstrument.
- De methode toonde potentie als een alternatief voor autologe flappen.
Conclusies
- De studie presenteert een levensvatbaar alternatief voor traditionele weefselreconstructiemethoden.
- Verbeterde vaatvorming is haalbaar door middel van de beschreven engineeringaanpak.
- Deze techniek kan de resultaten in reconstructieve chirurgie verbeteren.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
Engineering vascularized muscle flaps addresses a critical barrier in tissue construct viability by enabling oxygen and nutrient delivery at clinically relevant thicknesses. This capability supports translational advancement in reconstructive and regenerative medicine, particularly for full-thickness soft tissue defects. The approach enhances predictive confidence for tissue integration and functional restoration in preclinical models, informing portfolio decisions for next-generation biomaterials.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of vascularization mechanisms in engineered tissues for functional validation.
- Supports biological de-risking by demonstrating in vivo integration and perfusion of constructs.
- Facilitates predictive assessment of tissue viability and mechanical properties in preclinical settings.
Screening & Assay Development
- Provides a reproducible platform for evaluating scaffold-cell combinations under physiological vascularization.
- Standardizes quantitative assessment of graft perfusion and mechanical strength using imaging and biodynamic testing.
- Enables screening of biomaterial formulations for optimal integration and reduced rejection risk.
Translational & Preclinical Research
- Aligns engineered constructs with disease-relevant models for abdominal wall and soft tissue reconstruction.
- Supports continuity from in vitro assembly to in vivo functional validation and integration.
- Informs risk-adjusted advancement of tissue engineering candidates toward clinical translation.
Pipeline & Workflow Integration
This engineered vascularized flap method bridges early discovery, preclinical validation, and translational research for reconstructive tissue engineering.
- Discovery Biology: Demonstrates hypothesis testing for vascular integration and tissue viability in vivo.
- Screening: Delivers quantitative outputs on perfusion, vascularization, and mechanical properties for candidate comparison.
- Analytics: Utilizes ultrasound, immunostaining, and biodynamic testing to generate reproducible readouts.
- Translational Research: Provides a preclinical model for evaluating engineered tissue performance in clinically relevant defects.
- Enterprise Reuse: Establishes a workflow adaptable to various tissue types and biomaterial platforms.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence in tissue viability and integration for regenerative applications.
- Operational Value: Standardizes vascularization and mechanical testing protocols for reproducibility and scalability.
- Strategic Value: Enables informed go/no-go decisions for biomaterial and tissue engineering programs.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization of candidates with demonstrated in vivo performance.
Implementation Considerations
- Requires expertise in scaffold fabrication, cell culture, and microsurgical implantation.
- Demands access to imaging modalities (ultrasound, immunostaining) and mechanical testing instruments.
- Necessitates cross-team standardization for reproducible construct preparation and analysis.
- Adaptable to different cell types and defect models with protocol optimization.
- Limited by the need for in vivo validation and specialized surgical skills.
