Name: Het analyseren van Synaptic Modulatie van Drosophila melanogaster Fotoreceptoren na blootstelling aan Langdurige Light (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 36 s
Description: Leer synaptische modulatie analyseren in Drosophila melanogaster fotoreceptoren na langdurige lichtblootstelling. Deze methode kwantificeert actieve zones en hun ruimtelijke verdeling voor inzicht in synaptische plasticiteit.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

We zijn dankbaar voor T. Stürner voor nuttige correcties, discussies en commentaar op het manuscript; SL Zipursky voor het verstrekken van vliegen voorraden; M Schölling voor het uitvoeren van beeldverwerking. Een deel van de beeldanalyse werd uitgevoerd bij A. Kakita het lab. Dit werk werd ondersteund door Alexander von Humboldt Foundation en JSPS Fellowships voor onderzoek in het buitenland (AS), JSPS Fellows (SH-S.), Grant-In- Steun voor start-up (24800024), inzake innovatieve Areas (25.110.713), Mochida, Takeda, Inamori, Daiichi-Sankyo, Toray Foundations (TS), DZNE basisfinanciering (GT) en DZNE Light Microscopy Facility (CM).

De in dit protocol beschreven experimentele procedures omvatten uitsluitend te werken met Drosophila en zijn niet onderworpen aan het welzijn van dieren wetten in Duitsland en Japan. 1. Light Exposure Voorwaarden <ol><li> Bereid vliegt dat sensless-flippase (sens-FLP) en bruchpilot-FRT-STOP-FRT-GFP (BRP-FSF-GFP) 15 dragen voor het visualiseren van Brp-GFP in fotoreceptor R8 neuronen (R8s). De genomische locus codeert brp bij een Bacterial Artificial Chromosome (BAC) werd gemodificeerd om het BRP-FSF-GFP-construct te genereren. In de vliegen voortzetting van deze gemodificeerde BAC Brp de expressie van GFP onder de controle van de endogene regulerende sequenties, maar beperkt tot R8 fotoreceptoren na sensless flippase-gemedieerde verwijdering van de FRT-STOP-FRT cassette 15. Merk op dat sens-FLP zelden tot expressie flippase in R7s. </li><li> Houd de vliegen in een 12 h liGHT / 12 uur donker cyclus (LD) bij 25 ° C van het larvenstadium tot eclosion (Figuur 1A). </li><li> Verzamel de vliegen 0-6 uur na eclosion en leg ze in een nieuw flesje met vlieg voedsel. </li><li> Stel de flacons in een transparante rek gemaakt van acrylhars met drie stappen (hoogte 41 cm, een basis van 21 cm, een dikte van 4 cm en een hoogte van 13 cm voor elke stap) (Figuur 1B). </li><li> Stel de afstand tussen de tandheugel en een LED-paneel om de verlichting te voorzien van een gemiddelde intensiteit van 1000 lux met een digitale lichtmeter (figuur 1C). </li><li> Houd de vliegen gedurende 1-3 d onder één van de volgende voorwaarden: constante duisternis (DD), 12 uur licht / 12 uur donker cyclus (LD) of constant licht (LL) bij 25 ° C in een kleine incubator (Figuren 1A en 1C). </li></ol> 2. Dissection, Immunohistochemie en Imaging <ol><li> Ontleden fly hersenen met een tang, zet ze vast met 4% formaldehyde en immunostain met het primaire antilichaam tegen Chaoptin (01:50) en een tweede antilichaam voor visualisatie van fotoreceptoren basis van eerdere experimentele procedures 25. Kort: <ol><li> Bereid 0,1% Triton X-100 in PBS (0,1% PBT). Deze oplossing wordt gebruikt voor antilichaam penetratie te verbeteren. </li><li> Verdoven vliegen op een CO 2 pad, het uitzoeken van de juiste genotype en overbrengen naar een petrischaal gevuld met 0,1% PBT. </li><li> Plak de tang onder de neus respectievelijk trek de linker en rechter ogen met de andere tang. </li><li> Verwijder de snuit en de trachea aan de hersenen. </li><li> Breng de hersenen met de tang in een 1,5 ml buis die 150 ui 0,1% PBT bij kamertemperatuur. </li><li> Binnen 10 min herhaal van 2.1.3 - 2.1.5 om zoveel hersens als mogelijk te verkrijgen. </li><li> Voeg 50 ul van 16% formaldehyde in de buis en meng door pipetteren. </li><li> Incubeer de hersenen in fixeermiddel bij kamertemperatuurgedurende 50 min. </li><li> Was driemaal met 200 pl 0,1% PBT met een micropipet, met aandacht voor de hersenen te laten in de buis. </li><li> Na de laatste wasbeurt, verwijder de 0,1% PBT en voeg het primaire antilichaam oplossing, bereid als volgt: voeg 196 ul van 0,3% PBT (0,3% Triton X-100 in PBS) 4 pl anti-Chaoptin antilichaam (uiteindelijke verdunning 1 : 50) voor het zichtbaar maken van fotoreceptoren. </li><li> Incubeer de hersenen in de primaire antilichaamoplossing bij 4 ° CO / N. </li><li> 3x wassen met 200 pl 0,1% PBT met een micropipet. </li><li> Na de laatste wasbeurt, verwijder dan de 0,1% PBT en voeg 200 pi van de 0,3% PBT met een secundair antilichaam. </li><li> Incubeer in het donker bij 4 ° CO / N. </li><li> Was driemaal met 200 pl 0,1% PBT met een micropipet. </li></ol></li><li> Voor montage, zet twee kleine druppels (2 pi elk) van een fixeermiddel met een micropipet op het centrum van een microscoopglaasje ongeveer 2 cm distanvu van elkaar. </li><li> Plaats twee dekglaasjes, één op elke druppel en een smalle spleet tussen de dekglaasjes van ongeveer 0,2 mm. </li><li> Plaats 15 gl van een fixeermiddel bovenop het dekglaasje en voeg de hersenen met een micropipet in het fixeermiddel. </li><li> Onder een stereomicroscoop, plaats de hersenen met de ventrale zijde omhoog in de smalle spleet tussen de twee dekglaasjes (figuur 2). </li><li> Plaats een dekglaasje op de top en sluit de randen van het dekglaasje met behulp van duidelijke nagellak met het model (figuur 2) vast te stellen. </li><li> Verkrijgen beelden van de hersenen met een confocale microscoop. Gebruik een 63x olie-immersie objectief (1.4 NA) en een 2.6X digitale zoom. Het genereren van meer dan 20 optische secties van de tweede optische ganglion medulla met een stapgrootte van 0,5 urn. </li></ol> 3. Productie van de Spots, Surface objecten, Start-points en end-points <ol><li> Om het nummer te kwantificeren, de distribution en de delokalisatie niveau van Brp-GFP puncta, opent u de stapel verkregen door confocale microscopie in beeldanalyse software en reconstrueren 3D-beelden (figuur 3A). Merk op dat de stap in dit onderzoek werd uitgevoerd met Imaris. </li><li> Identificeer de Brp-GFP puncta met de contante detectiemodule voor elke R8 axon terminal. <ol><li> Selecteer &#39;nieuwe Spots toevoegen &quot;. </li><li> Selecteer &quot;Segment slechts een regio van belang&quot; in het algoritme instellingen. Selecteer een R8 axon terminal in het merg handmatig. </li><li> Selecteer de bron kanaal van de Brp-GFP signaal. OPMERKING: De R7 en R8 fotoreceptor axons werden immunolabeled met anti-Chaoptin (Figuur 3A). Alleen R8 echter bevat Brp-GFP puncta en kan dan ook gemakkelijk worden onderscheiden (Figuur 3A). Verder zou het eindpunt van R8 worden geïdentificeerd door de verdunning van het anti-Chaoptin-positieve axonen bij de ingang in de M3 medulla laag. </li><li> Stel de geschatte diameter XY to 0,35 pm en afvinken &quot;Achtergrond aftrekken&quot; in de spot detectie. </li><li> Selecteer &quot;Kwaliteit&quot; in type filter en automatisch filteren. Klik vervolgens op afwerking. </li><li> Herhaal van 3.2.1 t- 3.2.5 voor andere R axonen (Figuur 3B). </li></ol></li><li> Om de delokalisatie niveau van Brp-GFP in R8 axonen te meten, oppervlakte-objecten te genereren met de &quot;Surface&quot; functie voor elke axon (figuur 3C). <ol><li> Selecteer &#39;nieuwe Surfaces toevoegen &quot;. </li><li> Selecteer &quot;Segment slechts een regio van belang&quot; in het algoritme instellingen. Selecteer vervolgens een R8 axon terminals in het merg handmatig. </li><li> Selecteer de bron kanaal van de fotoreceptoren. </li><li> Afvinken &quot;Smooth&quot;. </li><li> Selecteer &quot;Absolute Intensity&quot; op de drempel. </li><li> Controleer &quot;Enable&quot;. &quot;Seed Points Diameter&quot; is 0,5 micrometer. </li><li> Kies een filter Type &quot;Kwaliteit&quot; en &quot;Aantal voxels&quot;, en vervolgens filteren votisch. </li><li> Ga naar &quot;Edit&quot; en de stukken van de vlakken gegenereerd op andere niet-interessante axonen te verwijderen. </li><li> Herhaal van 3.3.1 - 3.3.8 voor de andere R axonen (figuur 3C). Let op sommige oppervlak voorwerpen werden onderbroken vanwege de slankheid en de zwakke signaal in fotoreceptoren bij M2 laag, maar ze waren nog steeds beschouwd als één object van begin tot eind punten. </li></ol></li><li> Om de distributie van GFP-Brp puncta langs elke neuron in de medulla neuropil identificeren, definieert het beginpunt en eindpunt van het meetpunt functie (Figuur 3D). <ol><li> Selecteer &#39;nieuwe Meetpunten toevoegen &quot;. Selecteer vervolgens &quot;Edit&quot; en selecteer &quot;Surface Object&quot; om kruisen met de top van het oppervlak objecten. </li><li> Zet meetpunten op de top van het oppervlak objecten van R axonen in M1 laag in orde. Deze worden nu gedefinieerd als start-punten (Figuur 3D). </li><li> Selecteer &#39;nieuwe Meetpunten toevoegen &quot;.Selecteer vervolgens &quot;Edit&quot; en selecteer &quot;Surface Object&quot; om kruisen met de onderkant van het oppervlak objecten. </li><li> Zet meetpunten op de bodem van het oppervlak van objecten R axonen in M3 laag in volgorde. Deze worden nu gedefinieerd als eindpunten (Figuur 3D). </li></ol></li><li> Om de achtergrond signaal van het GFP-kanaal af te trekken, het genereren oppervlak voorwerpen, vlekken, start-points en end-points voor twee R axonen in M6 laag (figuur 3E). <ol><li> Selecteer &#39;nieuwe Surfaces toevoegen &quot;. </li><li> Selecteer &quot;Segment slechts een regio van belang&quot; in het algoritme instellingen. Selecteer vervolgens een R7 axon terminal tussen de M5 en M6 laag handmatig. </li><li> Selecteer de bron kanaal van de fotoreceptor. </li><li> Afvinken &quot;Smooth&quot;. </li><li> Selecteer &quot;Absolute Intensity&quot; op de drempel. </li><li> Kies een filter Type &quot;Kwaliteit&quot; en &quot;Aantal voxels&quot;, vervolgens automatisch filteren. </li><li> Selecteer &#39;nieuwe Spots toevoegen &quot;;. </li><li> Selecteer &quot;Skip automatisch aanmaken, handmatig bewerken&quot;. </li><li> Selecteer &quot;Center of Object&quot; en voeg een plek in het binnengebied van het oppervlak object gegenereerd uit 3.5.1 - 3.5.6. </li><li> Herhaal van 3.5.1 - 3.5.9 voor een andere R7 axon terminal. </li><li> Selecteer &#39;nieuwe Meetpunten toevoegen &quot;. Selecteer vervolgens &quot;Edit&quot; en zet meetpunten op de top van de twee oppervlakte voorwerpen van het topje van de R7 axon terminal in M6 laag. Deze worden nu gedefinieerd als start-punten. </li><li> Selecteer &#39;nieuwe Meetpunten toevoegen &quot;. selecteer &quot;Edit&quot; en zet meetpunten op de bodem van de twee objecten oppervlak van de punt van de R7 axon terminal in M6 laag. Deze worden nu gedefinieerd als eindpunten (figuur 3E). </li></ol></li></ol> 4. Berekening van het aantal Spots, Verspreiding van de Spot frequentie en het niveau van de Verrijking van Brp-GFP met een aangepaste afbeelding Data Analyse Software <ol><li> Kopieer het bestand&quot;XtquantifySynapseSNR.m&quot; en de map &quot;functies&quot; in de map Imaris XT Matlab. Merk op dat de omzetting in deze studie werd uitgevoerd met een aangepaste plugin in Matlab uitgevoerd. Download de plugin van de website ( <a href="https://github.com/cmohl2013/synapse_trafo" target="_blank">https://github.com/cmohl2013/synapse_trafo</a> ). </li><li> Open een dataset met n vlekken, n oppervlakken en 2 meetpunt objecten, die elk n meetpunten (bereid 3,1-3,4). Het eerste meetpunt object definieert de start posities voor alle axonen. Het tweede meetpunt object definieert de eindpositie van alle axonen. Beide meetpunt voorwerpen moeten hetzelfde aantal meetpunten (dat is het aantal axons) hebben. </li><li> beeldverwerking uit te voeren &gt;&gt; CUSTOM&gt; atsushis synaps detectie Vs 6. </li><li> Controleer metadata en veranderen pixel maten in beeldanalyse software voor het geval het niet juist is. </li><li> Kies een kanaal voor de performance van de intensiteit analyse van vlekken regio&#39;s en cytoplasmatische regio&#39;s (het kanaal met Brp-GFP). </li><li> Definieer de bestandsnaam voor het exporteren van de resultaten. </li><li> Definieer het aantal bakken en de axon lengte in procenten. Voer het aantal bins als &quot;10&quot; en het bereik van bakken als &quot;100%&quot; (Figuren 4A en 4B). </li><li> Definieer de regio&#39;s van de plekken en de andere cytoplasmatische regio&#39;s voor de Brp-GFP delocalisatie analyse. Voer plekken straal als &quot;0,35 micrometer&quot; en de breedte van de omgeving als &quot;50 pm&quot;. De straal plekken definieert de regio voor de puncta GFP-signaal (0,35 pm diameter, gecentreerd op één punctum). De breedte van de omgeving bepaalt het gebied voor het GFP-signaal in het cytoplasmatische gebied (50 urn diameter gecentreerd op het punctum, maar met alleen R8 en uitsluiting van alle spot gebieden in het cytoplasma) (figuren 4A en 4C). </li><li> Wacht tot alle neuron maskers worden verwerkten geëxporteerd als PDF-bestanden (Figuren 4B en 4C) en een csv tafel voor verdere analyse in een spreadsheet. Het CSV tabel bevat het aantal van de plaatsen, de gemiddelde signaalintensiteit in de &quot;cytoplasmatische gebied&quot; en het maximale signaalintensiteit in de &quot;spot&quot; in elke bin voor R8 axonen. </li><li> Open een dataset opgesteld 3.5 voor aftrekken van de achtergrond signaal. </li><li> Voer de beeldverwerking zoals beschreven 4,3-4,9. </li><li> Bereken het gemiddelde van het totale aantal en de verdeling van de Brp-GFP puncta in een spreadsheet (figuur 4D en 4E). </li><li> Bereken het gemiddelde van de delocalisatie van Brp-GFP signaal in een spreadsheet door de verhouding van de gemiddelde intensiteit in het &quot;cytoplasmatische gebied&quot; gedeeld door de maximale intensiteit in de &quot;spot&quot; afgetrokken van de gemiddelde intensiteit in het achtergrondsignaal (Figuur 4F) . </li></ol>

<ol><li>Alabi, A. A., Tsien, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+Vesicle+Pools+and+Dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Biology%22%5BJournal%5D)">Synaptic Vesicle Pools and Dynamics.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 4 (8), (2012).</li>
<li>Couteaux, R., Pecot-Dechavassine, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%5BSynaptic+vesicles+and+pouches+at+the+level+of+%26%2334%3Bactive+zones%26%2334%3B+of+the+neuromuscular+junction%5D%5BTitle%5D)+AND+%22C+R+Acad+Sci+Hebd+Seances+Acad+Sci+D%22%5BJournal%5D)">[Synaptic vesicles and pouches at the level of &#34;active zones&#34; of the neuromuscular junction].</a> C R Acad Sci Hebd Seances Acad Sci D. 271 (25), 2346-2349 (1970).</li>
<li>Schoch, S., Gundelfinger, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+organization+of+the+presynaptic+active+zone%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Molecular organization of the presynaptic active zone.</a> Cell and Tissue Research. 326 (2), 379-391 (2006).</li>
<li>Sudhof, T. C. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22794257">The Presynaptic Active Zone.</a> Neuron. 75 (1), 11-25 (2012).</li>
<li>Owald, D., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0896627301001854">Assembling the presynaptic active zone.</a> Curr Opin Neurobiol. 19 (3), 311-318 (2009).</li>
<li>Lazarevic, V., Schone, C., Heine, M., Gundelfinger, E. D., Fejtova, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extensive+remodeling+of+the+presynaptic+cytomatrix+upon+homeostatic+adaptation+to+network+activity+silencing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Extensive remodeling of the presynaptic cytomatrix upon homeostatic adaptation to network activity silencing.</a> J Neurosci. 31 (28), 10189-10200 (2011).</li>
<li>Matz, J., Gilyan, A., Kolar, A., McCarvill, T., Krueger, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+structural+alterations+of+the+active+zone+lead+to+sustained+changes+in+neurotransmitter+release%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Rapid structural alterations of the active zone lead to sustained changes in neurotransmitter release.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (19), 8836-8841 (2010).</li>
<li>Spangler, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liprin-alpha2+promotes+the+presynaptic+recruitment+and+turnover+of+RIM1%2FCASK+to+facilitate+synaptic+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Liprin-alpha2 promotes the presynaptic recruitment and turnover of RIM1/CASK to facilitate synaptic transmission.</a> J Cell Biol. 201 (6), 915-928 (2013).</li>
<li>Sugie, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Remodeling+of+the+Presynaptic+Active+Zone+of+Drosophila+Photoreceptors+via+Activity-Dependent+Feedback%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Molecular Remodeling of the Presynaptic Active Zone of Drosophila Photoreceptors via Activity-Dependent Feedback.</a> Neuron. 86 (3), 711-725 (2015).</li>
<li>Sigrist, S. J., Schmitz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+functional+plasticity+of+the+cytoplasmic+active+zone%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Structural and functional plasticity of the cytoplasmic active zone.</a> Curr Opin Neurobiol. 21 (1), 144-150 (2011).</li>
<li>Kittel, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+zone+assembly+and+synaptic+release%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Soc+Trans%22%5BJournal%5D)">Active zone assembly and synaptic release.</a> Biochem Soc Trans. 34 (Pt 5), 939-941 (2006).</li>
<li>Kittel, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bruchpilot+promotes+active+zone+assembly%2C+Ca2%2B+channel+clustering%2C+and+vesicle+release%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Bruchpilot promotes active zone assembly, Ca2+ channel clustering, and vesicle release.</a> Science. 312 (5776), 1051-1054 (2006).</li>
<li>Hallermann, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Naked+dense+bodies+provoke+depression%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Naked dense bodies provoke depression.</a> J Neurosci. 30 (43), 14340-14345 (2010).</li>
<li>Wagh, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bruchpilot%2C+a+protein+with+homology+to+ELKS%2FCAST%2C+is+required+for+structural+integrity+and+function+of+synaptic+active+zones+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Bruchpilot, a protein with homology to ELKS/CAST, is required for structural integrity and function of synaptic active zones in Drosophila.</a> Neuron. 49 (6), 833-844 (2006).</li>
<li>Chen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell-type-specific+labeling+of+synapses+in+vivo+through+synaptic+tagging+with+recombination%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Cell-type-specific labeling of synapses in vivo through synaptic tagging with recombination.</a> Neuron. 81 (2), 280-293 (2014).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+Drosophila+larval+neuromuscular+junction+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of Drosophila larval neuromuscular junction morphology.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2012 (4), 490-493 (2012).</li>
<li>Ippolito, D. M., Eroglu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+synapses%3A+an+immunocytochemistry-based+assay+to+quantify+synapse+number%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Quantifying synapses: an immunocytochemistry-based assay to quantify synapse number.</a> J Vis Exp. (45), (2010).</li>
<li>Schmitz, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+analysis+of+neuronal+morphology%2C+synapse+number+and+synaptic+recruitment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Automated analysis of neuronal morphology, synapse number and synaptic recruitment.</a> J Neurosci Methods. 195 (2), 185-193 (2011).</li>
<li>Danielson, E., Lee, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SynPAnal%3A+software+for+rapid+quantification+of+the+density+and+intensity+of+protein+puncta+from+fluorescence+microscopy+images+of+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">SynPAnal: software for rapid quantification of the density and intensity of protein puncta from fluorescence microscopy images of neurons.</a> PLoS One. 9 (12), e115298(2014).</li>
<li>Sanders, J., Singh, A., Sterne, G., Ye, B., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Learning-guided+automatic+three+dimensional+synapse+quantification+for+drosophila+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">Learning-guided automatic three dimensional synapse quantification for drosophila neurons.</a> BMC Bioinformatics. 16, 177(2015).</li>
<li>Peng, H., Ruan, Z., Atasoy, D., Sternson, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automatic+reconstruction+of+3D+neuron+structures+using+a+graph-augmented+deformable+model%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">Automatic reconstruction of 3D neuron structures using a graph-augmented deformable model.</a> Bioinformatics. 26 (12), i38-i46 (2010).</li>
<li>Sturt, B. L., Bamber, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+quantification+of+synaptic+fluorescence+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Automated quantification of synaptic fluorescence in C. elegans.</a> J Vis Exp. (66), (2012).</li>
<li>Kremer, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+long-term+changes+at+mushroom+body+input+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Structural long-term changes at mushroom body input synapses.</a> Curr Biol. 20 (21), 1938-1944 (2010).</li>
<li>Mosca, T. J., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+organization+of+the+Drosophila+antennal+lobe+and+its+regulation+by+the+Teneurins%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Synaptic organization of the Drosophila antennal lobe and its regulation by the Teneurins.</a> Elife. 3, e03726(2014).</li>
<li>Wu, J. S., Luo, L. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17487202">A protocol for dissecting Drosophila melanogaster brains for live imaging or immunostaining.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2110-2115 (2006).</li>
<li>Fischbach, K. F., Dittrich, A. P. M. <a target="_blank" href="http://link.springer.com/article/10.1007/BF00218858">The Optic Lobe of Drosophila-Melanogaster .1 A Golgi Analysis of Wild-Type Structure.</a> Cell and Tissue Research. 258 (3), 441-475 (1989).</li>
<li>Berger-Muller, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+the+role+of+cell-surface+molecules+in+central+synaptogenesis+in+the+Drosophila+visual+system%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Assessing the role of cell-surface molecules in central synaptogenesis in the Drosophila visual system.</a> PLoS One. 8 (12), e83732(2013).</li>
<li>Fouquet, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maturation+of+active+zone+assembly+by+Drosophila+Bruchpilot%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Maturation of active zone assembly by Drosophila Bruchpilot.</a> J Cell Biol. 186 (1), 129-145 (2009).</li>
<li>Ke, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Super-Resolution+Mapping+of+Neuronal+Circuitry+With+an+Index-Optimized+Clearing+Agent%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Super-Resolution Mapping of Neuronal Circuitry With an Index-Optimized Clearing Agent.</a> Cell Rep. 14 (11), 2718-2732 (2016).</li>
<li>Ehmann, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+super-resolution+imaging+of+Bruchpilot+distinguishes+active+zone+states%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Quantitative super-resolution imaging of Bruchpilot distinguishes active zone states.</a> Nat Commun. 5, 4650(2014).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

In deze studie hebben we laten zien hoe de lichtomstandigheden te bereiden om vliegen bloot te stellen aan een gelijke lichtintensiteit. We gekwantificeerde niet alleen een aantal synaptische marker puncta maar kan ook ruimtelijk oplossen van de dichtheid van synapsen langs axonen en meet de delokalisatie niveau van het markereiwit in cytoplasmatische gebieden. Deze drie evaluaties kunnen we de details van de synaptische dynamiek enkel neuron niveau in verschillende milieu-omstandigheden te evalueren. Ons protocol kan w...

<html> De modulatie van synaptische functie draagt ​​bij aan de opmerkelijke vermogen van het zenuwstelsel om exact te voldoen of aanpassen aan veranderende milieu stimuli. Aanpassing van de presynaptische afgifte vesicle kans is een manier van het controleren synaptische sterkte 1. Synaptische vesikel afgifte vindt plaats op de actieve zone (AZ), een gespecialiseerde gebied van het presynaptische membraan 2. AZ wordt gekenmerkt door een cassette van specifieke eiwitten 3, 4. Meeste eiwitten dragen aan AZ samenstel zijn sterk geconserveerd in nematoden, insecten en zoogdieren 5. Recente studies suggereren dat het niveau van neuronale activiteit regelt de moleculaire samenstelling van de AZ, die op zijn beurt bijdraagt aan de regeling van de functionele geven zowel in vitro als in vivo 6, 7,&gt; 8. We eerder geconstateerd dat fotoreceptor AZS ondergaan moleculaire remodeling in Drosophila na langdurige blootstelling aan natuurlijke omgevingslicht 9. In deze toestand hebben we vastgesteld dat het aantal Bruchpilot (Brp) -positieve AZS werd gereduceerd in de fotoreceptor axonen. De Brp / CAST / ELKS familie eiwitten zijn fundamentele bouwstenen van AZS in gewervelde en ongewervelde synapsen 10. In Drosophila brp mutanten, opgeroepen blaasje release onderdrukt 11, 12. De 17 C-eindstandige aminozuurresten van Brp essentieel zijn voor synaptische blaasjes clustering in de Drosophila neuromusculaire junctie (NMJ) 13, 14. Deze studies toonden de centrale rol van dit molecuul in AZ inrichting en functie. Met een recent ontwikkelde genetische tool, Synaptic Tagging met Recombinatie (STAR), Brpkan worden waargenomen in vivo in specifieke celtypen, endogene expressieniveaus en één synaps resolutie 15. Dit instrument maakt het mogelijk om de endogene dynamiek van synapsen kwantitatief in het complex centrale zenuwstelsel evalueren. Er zijn verschillende studies waaronder synaps kwantificering gebaseerd op gegevens verkregen van confocale microscopie geweest. Synaptische veranderingen werden geëvalueerd door meting van de lengte, het gebied, het volume, de dichtheid en het tellen op basis van geavanceerde softwaretoepassingen. Bijvoorbeeld, de freeware ImageJ biedt een kwantificering methode voor het totale synaptische gebied en synaptische dichtheid maatregelen op de Drosophila NMJ 16. Het aantal colocalization plaatsen van pre-en postsynaptische markers zijn gekwantificeerd met behulp van de plugin &quot;Puncta Analyzer&quot; beschikbaar op de ImageJ software platform 17. Als alternatief, een multi-paradigm numerieke computeromgeving gebaseerde programma Synapse Detector (synd), automatisch traceren dendrieten van neuronen gelabeld met een fluorescerende marker, en kwantificeert de synaptische eiwitniveaus als functie van de afstand van het cellichaam 18. De software Synaptic Puncta Analyse (SynPAnal), is ontworpen voor de snelle analyse van 2D-beelden van neuronen verkregen uit of confocale fluorescentiemicroscopie. De primaire functie van deze software is de automatische en snelle kwantificering van dichtheid en intensiteit van eiwitten puncta 19. Recent is een automatisch leren die synaps algoritme gegenereerd voor kwantificering van synaptische aantal 3D 20, gebruik te maken van de 3D-visualisatie Assisted Analysis (Vaa3D) software 21. image commerciële analyse software zijn ook krachtige tools voor het synaptische kwantificeringen. Bijvoorbeeld, de fluorescentiegelabelde neurotransmitter receptoren of presynaptische AZ component zijn gekwantificeerd in drie dimensies met één synaps resolutie in C. elegans 22 of Drosophila olfactorisch systeem 23, 24, waardoor honderden synapsen snel te karakteriseren binnen een enkel monster. Hier presenteren we een methode een aangepaste beeldanalyse software plug-in uitgevoerd in een multi-paradigma numerieke computeromgeving die toestaat om semi-automatisch verschillende aspecten van AZS, met inbegrip van hun aantal, de locatie en het niveau van verrijking van moleculaire componenten te analyseren het AZ. Aldus is deze complexe analyse konden we de dynamiek van synaptische bestanddelen in axon terminals onder verschillende omgevingsomstandigheden evalueren. Wij onderzochten het effect van blootstelling aan licht op de output synapsen van de volwassen vlieg fotoreceptoren. De procedure wordt uitgevoerd in drie stappen: 1)voorbereiding op blootstelling aan licht, 2) dissectie, immunohistochemie en confocale beeldvorming, en 3) beeldanalyse.

<table><tbody><tr><td>Vial</td><td>Hightech, Japan</td><td>MKC-20</td><td></td></tr><tr><td>Plug</td><td>Thermo Fisher Sciehtific, USA</td><td>AS-275</td><td></td></tr><tr><td>Aangepaste transparante rek gemaakt van acrylhars&nbsp;</td><td>Shin-Shin Corporation, Japan</td><td></td><td>een hoogte van 41 cm, een basis van 21 cm, een dikte van 4 cm en een hoogte van 13 cm voor elke stap</td></tr><tr><td>Coole incubator</td><td>MITSUBISHI ELECTRIC, Japan</td><td>CN-40A</td><td></td></tr><tr><td>LED-paneel</td><td>MISUMI, Japan</td><td>LEDXC170-W</td><td></td></tr><tr><td>Digitale lichtmeter</td><td>CEM</td><td>DT-1301</td><td></td></tr><tr><td>Fly pad</td><td>Tokken, Japan</td><td>TK-HA03-S</td><td></td></tr><tr><td>Petrischaal (35 x 10 mm)</td><td>Greiner Bio-One International, Germany</td><td>627102</td><td></td></tr><tr><td>PBS-tablet</td><td>Takara, Japan</td><td>T900</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Wako, Japan</td><td>160-24751</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>1,5 mL buis</td><td>Sarstedt, Germany</td><td>A. 152X</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehyde 16%</td><td>NEM, Japan</td><td>3152</td><td></td></tr><tr><td>Pipetman P-200</td><td>Gilson</td><td>F123601&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Pipetman P-20</td><td>Gilson</td><td>F123600</td><td></td></tr><tr><td>Pipetman P-2</td><td>Gilson</td><td>F144801</td><td></td></tr><tr><td>anti-chaoptin antilichaam</td><td>DSHB</td><td>24B10</td><td></td></tr><tr><td>Alexa568-geconjugeerd anti-muis antilichaam</td><td>Life Technologies</td><td>A-11031</td><td></td></tr><tr><td>VECTASHIELD Montage Medium</td><td>Vector Laboratories, Inc.</td><td>H-1000</td><td></td></tr><tr><td>Microscoopglas (76 x 26 mm)</td><td>Thermo Fisher Scientific Gerhard Menzel B.V. &amp; Co. KG, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dekglas (18 x 18 mm, 0,17 mm)</td><td>Zeiss, Germany</td><td>474030-9000-000</td><td></td></tr><tr><td>Industriële microscopen</td><td>Olympus, Japan</td><td>SZ61-C-SET</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscoopverlichting</td><td>Olympus, Japan</td><td>KL 1600 LED</td><td></td></tr><tr><td>confocale microscopie</td><td>Zeiss, Germany</td><td>LSM780</td><td></td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane, Switzerland</td><td></td><td>Versie 7.6.4 of hoger</td></tr><tr><td>Matlab</td><td>The MathWorks, Inc., USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Excel voor Mac&nbsp;</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

het analyseren van synaptic modulatie van<em&gt; drosophila melanogaster</em&gt; fotoreceptoren na blootstelling aan langdurige light

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

Het zenuwstelsel de opmerkelijke aanpassingsvermogen en reageren op verschillende stimuli. Dit neurale aanpassing wordt grotendeels bereikt door middel van plasticiteit in de synaptische niveau. De actieve zone (AZ) is het gebied aan het presynaptische membraan dat neurotransmitter afgifte bevordert en bestaat uit een dichte verzameling van scaffold proteïnen. AZS van Drosophila melanogaster (Drosophila) fotoreceptoren ondergaan moleculaire remodeling na langdurige blootstelling aan natuurlijk omgevingslicht. Dus het niveau van neuronale activiteit kan de moleculaire samenstelling van de AZ herschikken en bijdragen aan de regulering van de functionele output. Uitgaande van de blootstelling aan licht set-up voorbereiding op de immunohistochemie, dit protocol beschrijft hoe om het nummer, de ruimtelijke verdeling, en de delokalisatie niveau van synaptische moleculen aan AZS in Drosophila fotoreceptoren te kwantificeren. Met behulp van beeldanalyse software, clusters van de GFP gefuseerde AZ component Bruchpilot werden geïdentificeerd voor elke R8 fotoreceptor (R8) axon terminal. Gedetecteerd Bruchpilot plekken werden automatisch toegewezen aan individuele R8 axonen. Om de verdeling van de spot frequentie langs de axon te berekenen, implementeerden we een op maat gemaakte software plugin. Elke axon&#39;s start-point en end-point werden met de hand bepaald en de positie van elk Bruchpilot spot werd geprojecteerd op de verbindingslijn tussen begin- en eindpunt. Naast het aantal Bruchpilot clusters, we gekwantificeerd ook de delokalisatie niveau van Bruchpilot-GFP binnen de clusters. Deze metingen weerspiegelen in detail de ruimtelijk opgeloste synaptische dynamiek in een enkel neuron onder verschillende milieu-omstandigheden op prikkels.

De verbinding oog van Drosophila omvat ~ 780 ommatidia, elk met acht typen fotoreceptoren (R1-8). R7 en R8 project hun axonen naar de tweede optische ganglion, het merg, waar ze vormen synapsen in lagen M6 en M3, respectievelijk 26. Om het effect van langdurige blootstelling aan licht op de moleculaire samenstelling van fotoreceptor R8 actieve zones te onderzoeken, hebben we geprofiteerd van de methode STaR 15. Endogene expressie v...

Hier laten we zien hoe het aantal en de ruimtelijke verdeling van synaptische actieve zones in Drosophila melanogaster fotoreceptoren te kwantificeren, gemarkeerd met een genetisch gecodeerde moleculaire marker, en hun modulatie na langdurige blootstelling aan licht.

Het analyseren van Synaptic Modulatie van<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Fotoreceptoren na blootstelling aan Langdurige Light

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at ...

Het algemene doel van deze experimentele procedure is om de synaptische dynamiek in één enkel neuron onder verschillende activeringsomstandigheden te begrijpen. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen binnen het veld van synaptische plasticiteit, zoals het onthullen van veranderingen in de moleculaire samenstelling van synapsen bij de rijping van de neuronale activiteit. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het de semi-geautomatiseerde analyse mogelijk maakt van meerdere aspecten van synapsen, waaronder hun aantal, distributie en het verrijkingsniveau van moleculaire componenten na de synapsen.Verzamel voor dit experiment de vliegen in normale vials binnen zes uur na het uitkomen. Plaats de verzamelvials in een transparant acrylrek. Positioneer het rek in een kleine incubator die is ingesteld op 25 °C op een nauwkeurige afstand van een LED-paneel waarbij de lichtblootstelling gemiddeld 1000 lux bedraagt.Kweek de vliegen vervolgens gedurende één tot drie dagen onder een van de volgende omstandigheden: constante duisternis, 12 uur licht gevolgd door 12 uur duisternis, of constant licht. Dissecteer en kleur later de hersenen met behulp van standaardtechnieken. Om de hersenen van de vliegen te monteren, vult u een micropipet met monteermedium en plaatst u twee druppels van 2 µL in het midden van een microscoopglaasje, met ongeveer 2 cm tussenruimte.Plaats op elke druppel een dekglas waarbij de opening ongeveer 0.2 mm bedraagt. Breng vervolgens 15 µL monteermedium aan over de dekglazen en in de opening. Breng onder een dissectiemicroscoop de hersenen met een micropipet in de opening aan.Positioneer vervolgens de hersenen met de ventrale zijde naar boven. Bevestig tot slot een dekglas en verzegel dit langs de randen met transparante nagellak. De hersenen kunnen vervolgens worden afgebeeld met standaardtechnieken om 3D-beelden te reconstrueren.In dit geval wordt GFP-luminescentie gedocumenteerd in cellen met actieve Brp-expressie met behulp van de star-methode. Ook in dit voorbeeld werden R7- en R8-fotoreceptoraxonen immunogelabeld met anticiaoptine, wat werd gevisualiseerd met RFP-gelabelde secundaire antilichamen. Om het aantal, de distributie en het delocalisatieniveau van de Brp GFP-puncta te kwantificeren, laadt u eerst gereconstitueerde 3D-beelden van de hersenen die zijn gemaakt van beeldstacks.Brp-puncta worden in het wit weergegeven. Bepaal nu het gebied van interesse. In dit geval worden de terminals van het R8-axon gelokaliseerd door de versmalling van de anticiaoptine-positieve axonen te volgen bij het instappunt in de M3-medullalaag.Identificeer bij elke R8-axonterminal de Brp GFP-puncta met behulp van de module voor spotdetectie. Selecteer 'add new spots' en kies vervolgens 'segment only region of interest' in de algoritme-instellingen. Zodra het analysegebied is gedefinieerd, stelt u het bronkanaal in op Brp GFP en zet u de geschatte XY-diameter op 0,35 microns.Vink vervolgens achtergrondsubtractie aan bij de spotdetectie. Selecteer daarna 'quality' als filtertype, waarna de puncta automatisch worden gefilterd. Voltooi deze stap door op finish te klikken.Herhaal de methode voor spotdetectie voor alle R8-axonen in de dataset. De volgende regio die geïdentificeerd moet worden, is het axoncytoplasma. Genereer eerst oppervlakte-objecten met de surface-functie.Select vervolgens 'add new surfaces' en schakel onder de algoritme-instellingen 'segment only region of interest' in. Selecteer nu handmatig het interessegebied. Stel vervolgens de berekeningsparameters in.Selecteer de optie 'smooth' om het fotoreceptor-kanaal als bron te gebruiken. Selecteer 'absolute intensity' voor de drempelwaarde. Schakel de optie 'split touching objects' in.Stel de diameter van de seat points in op 0.5 microns en gebruik de standaard filterinstellingen voor de kwaliteit en het aantal voxels. Het filter wordt vervolgens automatisch toegepast. Ga nu naar bewerken en verwijder de delen van het oppervlak die buiten het interessegebied zijn gegenereerd.In dit geval de overige axonen. Na het herhalen van de detectie van de axonregio voor alle R8 axonen in de dataset, worden alle Brp puncta en R8 axonen geïdentificeerd als een set spot-objecten. En de overeenkomstige cytoplasmatische regio's worden geïdentificeerd als oppervlakte-objecten.Definieer nu handmatig de oriëntatie en ruimte van elk axon. Dit is belangrijk voor de latere kwantificering van de Brp GFP-dichtheid langs elk neuron in het neuropil van de medulla. Definieer hiervoor eerst hun start- en eindpunten.Selecteer 'add new measurement points', selecteer vervolgens 'edit' en daarna 'select surface of object' om met de bovenzijde van de oppervlakte-objecten te werken. Om de startpunten te definiëren, plaatst u meetpunten op alle oppervlakte-objecten van de R-axonen in de M1-laag. Plaats deze punten in een systematische, reproduceerbare volgorde.Definieer vervolgens de eindpunten. Selecteer 'add new measurement points', 'edit' en opnieuw 'surface of object'. Plaats vervolgens, in dezelfde systematische volgorde, meetpunten op de onderkant van de R-axonen in de M3-laag.Om de achtergrondintensiteit van Brp te kwantificeren, analyseert u de cytoplasmatische regio's van twee R7-axonen. Selecteer 'add new surfaces' en definieer handmatig de regio van een R7-axon, zoals is gedaan voor de R8-axonen. Gebruik identieke instellingen, behalve dat u de optie 'enable split touching objects' niet inschakelt.Laat dit uitstaan. Voeg vervolgens een dummy-spots-object toe binnen een gedefinieerde R7-axonregio. Selecteer 'add new spots', selecteer 'skip automatic creation' en bewerk handmatig.Select vervolgens het centrum van het object en klik op het oppervlakteobject om het dummy-spots-object in het R7-axon te plaatsen. Herhaal nu de stappen voor oppervlakte- en spotdetectie voor een tweede R7-axon. Definieer vervolgens de begin- en eindterminale punten van de R7-axonen, zoals is gedaan bij de R8-axonen.Zorg ervoor dat voor deze analyse de juiste software is geïnstalleerd. Open de dataset die de spotgegevens, oppervlaktegegevens en twee objecten met meetpunten bevat, waarbij elk object hetzelfde aantal meetpunten bevat. Inspecteer de gegevens.Beide meetpuntobjecten moeten hetzelfde aantal meetpunten hebben om de berekeningen mogelijk te maken. Zodra de spots, axonregio's en de start- en eindpunten zijn gedefinieerd, start u de plugin. Controleer eerst de metadata, in het bijzonder de voxelgrootte.Open de afbeeldingseigenschappen via bewerken en controleer vervolgens de 3 dimensies van de voxel en de microns onder coördinaten in geometrie. Selecteer daarna een kanaal voor de intensiteitsanalyse. In dit geval is het kanaal dat Brp GFP weergeeft geselecteerd.Definieer vervolgens de bestandsnaam voor de resultaten. Stel daarna het aantal bins in op 10 en zet de axonlengte op 100%. Definieer vervolgens de regio's van de puncta door de spotradius in te stellen op 0,35 microns en de omringende cytoplasmatische regio op 50 microns. Voer tot slot het commando voor synapsdetectie uit en analyseer later de output statistisch.Volgens de beschreven protocollen werden Brp GFP puncta geanalyseerd in de R8-synapsen van vliegen die waren blootgesteld aan constant donker, constant licht of een normale licht/donkercyclus. Het aantal Brp puncta was significant verminderd in de R8-fotoreceptoren van vliegen die in constant licht werden gehouden. De distributie van de puncta werd berekend met behulp van een aangepaste plug-in.R8-synapsen waren over de gehele lengte van de axonale schacht verdeeld van de M1- tot de M3-laag, maar hun dichtheid was hoger bij de M1- en M3-lagen. Op dezelfde manier werden de delocalisatieniveaus van de puncta berekend. Deze waren in alle condities ongewijzigd; de delocalisatieniveaus van Brp GFP verschilden echter van andere reporters, zoals Brp-short-cherry, dat onder constant licht duidelijk diffuus wordt.Het is mogelijk dat er een onjuiste verwerking plaatsvindt van het korte Brp-fragment na dissociatie van de AZ. Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe synaptische plasticiteitseigenschappen in een enkel neuron geanalyseerd kunnen worden. Dergelijke plasticiteitseigenschappen omvatten het aantal synapsen, hun distributie en de verrijking van een specifiek moleculair component na de synapsen.

analyzing-synaptic-modulation-drosophila-melanogaster-photoreceptors

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Deze procedure maakt gebruik van een blauw licht geactiveerd algen kanaal en cel-specifieke genetische expressie tools om synaptische potentialen op te roepen met lichtpulsen op de neuromusculaire junctie (NMJ)...

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulatie van synaptische Potentials op Drosophila Neuromusculaire verbindingen

This video outlines the protocol for electrophysiological recording of photoreceptor activity in the eye of an immobilized Drosophila, enabling precise measurement of voltage changes in response to light stimuli.

Electrophysiological Recording of Voltage Responses of Drosophila Retinal Photoreceptors to Light Stimuli

This video demonstrates an experimental protocol to investigate the prolonged depolarizing afterpotential (PDA) in white-eyed Drosophila. The fly's eye is exposed to intense blue light pulses to convert the photopigment rhodopsin to metarhodopsin, initiating a signaling cascade that opens positive ion channels and causes membrane depolarization. Because blue light prevents the reconversion of metarhodopsin to rhodopsin, the continuous influx of positive ions results in sustained depolarization,...

Investigating Prolonged Depolarizing Afterpotential (PDA) in Drosophila Photoreceptors

This video demonstrates the rearing of Drosophila melanogaster under specific light conditions to study the role of Bruchpilot proteins in neurotransmitter release and the resulting modulation of synaptic activity.

Synaptic Modulation in Drosophila After Exposure to Prolonged Light

This video demonstrates a protocol to study synaptic vesicle recycling at neuromuscular junctions in channelrhodopsin-expressing Drosophila larvae using a fluorescent dye. Blue light activates the channelrhodopsins, causing calcium influx and synaptic vesicle exocytosis. The dye integrates into the neuronal membranes and is internalized during endocytosis, resulting in enhanced fluorescence. Further blue light stimulation induces exocytosis and dye release, which is shown by reduced...

Analyzing Synaptic Vesicle Recycling and Fluorescent Dye Uptake in Drosophila Larvae

Hier beschrijven we een licht-donker voorkeur test voor Drosophila larven. Deze test geeft informatie over aangeboren en circadiane regulatie van licht sensing en verwerken photobehavior.

Lichte voorkeur Assay om Aangeboren en Circadiaanse Gereglementeerde Photobehavior studeren in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

Scherpe micro-elektroden maken nauwkeurige elektrofysiologische karakterisering van fotoreceptor en visuele interneuron-output in levende Drosophila mogelijk. Hier laten we zien hoe je deze methode kunt gebruiken om hoogwaardige spanningsresponsen van individuele cellen op gecontroleerde lichtstimulatie op te nemen. Deze methode is ideaal voor het bestuderen van neurale informatieverwerking in samengestelde ogen van insecten.

Elektrofysiologische Methode voor opname intracellulaire Voltage Reacties van<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotoreceptoren en Interneurons naar Light Stimuli<em&gt; In Vivo</em

Whole-cell opnames van Drosophila melanogaster fotoreceptoren maken het mogelijk om spontaan donkere stoten, kwantumstoten, macroscopische reacties op licht en spanningsrelaties onder verschillende omstandigheden te meten. In combinatie met D. melanogaster genetische manipulatie instrumenten, deze methode maakt het mogelijk om de alomtegenwoordige inositol-lipide signalering weg en zijn doel, het TRP kanaal te onderzoeken.

Elektrofysiologische methode voor opname van volledige spanningsklemmen van<em&gt; Drosophila</em&gt; Photoreceptors

Dit protocol introduceert een lichtvlek test om Drosophila larvale phototactische gedrag te onderzoeken. Bij deze test wordt een lichtvlek opgewekt als licht stimulatie en wordt het proces van het vermijden van larvale licht door een op infraroodlicht gebaseerd beeldvormings systeem vastgelegd.

Licht spot-gebaseerde assay voor analyse van Drosophila larval phototaxis

Hier worden niet-invasieve methoden beschreven voor de lokalisatie van fotoreceptormembraaneiwitten en de beoordeling van retinale degeneratie in het drosophila samengestelde oog met behulp van eGFP-fluorescentie.

Onderzoek naar membraaneiwithandel in drosophila-fotoreceptorcellen met behulp van eGFP-gelabelde eiwitten

We presenteren een protocol om bi-stabiele fotopigmenten elektrofysiologisch te karakteriseren: (i) het benutten van de ladingsverplaatsingen binnen de fotopigmentmoleculen na fotonabsorptie en hun enorme hoeveelheid in de fotoreceptoren, en (ii) het benutten van de absorptie-spectraverschillen van rhodopsine en metarhodopsine fotopigmenttoestanden. Deze protocollen zijn nuttig om te screenen op mutaties die bi-stabiele fotopigmentsystemen beïnvloeden.

Elektrofysiologische methoden voor het meten van fotopigmentniveaus in Drosophila-fotoreceptoren

Leer synaptische modulatie analyseren in Drosophila melanogaster fotoreceptoren na langdurige lichtblootstelling. Deze methode kwantificeert actieve zones en hun ruimtelijke verdeling voor inzicht in synaptische plasticiteit.

Het analyseren van Synaptic Modulatie van

Meer video's verkennen