Name: Het gebruik van een centrale veneuze lijn voor vloeistoffen, drugs en Nutrient Administration in een muismodel van Kritieke Ziekte (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-02T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Leer een muismodel van kritieke ziekte met centrale veneuze katheter voor vloeistof- en voedingsbeheer. Deze methode combineert cecale ligatie en punctie met intensive care om humane klinische scenario's na te bootsen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

GVdB ontvangt, via de Universiteit van Leuven (KU Leuven), langdurige structurele onderzoeksondersteuning van het Methusalem Programma, gefinancierd door de Vlaamse Regering (METH08/07) en heeft een European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 van het Ideas Programma van het zevende kaderprogramma van de Europese Unie. SET ontving een Research Foundation-Vlaanderen (FWO) Research Assistant Fellowship.

Het protocol werd goedgekeurd door de Universiteit van Leuven Ethical Review Board for Animal Research. 1. Bereiding van de veneuze lijn <ol><li> Bereid de punt van de veneuze catheter door snel het middendeel 60 cm microrenathane (MRE) slang in warme (&gt; 220 ° C) sesamolie onderdompeling. Vervolgens strekken het middendeel van de buis een kleine diameter (buitendiameter (OD) &lt;0,5 mm) te produceren door voorzichtig bewegen van de einden van de buis uit elkaar. </li><li> Met een scalpel om de slang in tweeën delen van elk 30 cm (zie Figuur 1, Tabel 1). </li><li> Sluit de MRE slang polyethyleen buis PE10 behulp polyethyleen PE50 en sluit deze PE10 buismateriaal met het bodemdeel van de wartel. Sluit het bovenste deel van de draaikoppeling te PE10 buismateriaal en sluit deze aan een Luer stub naald met PE50 buismateriaal connector volgens figuur 1. </li><li> Breng sterke fast-acting lijm voor alle aansluitingen en test de katheter op lekkage door spoelen met lucht. Gas Steriliseer de catheter voor gebruik. </li></ol><img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Figuur 1: Constructie van veneuze lijn. Veneuze lijnen worden bereid door strekken van de slang MRE een kleine diameter en het verbinden via polyetheenslang een knaagdier zwenkinrichting. Zie tabel 1 voor instructies over lengten van de verschillende onderdelen. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Legende </td><td> Lengte </td><td> Volume </td></tr><tr><td> 1) Luer stub naald 22G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - polyethyleen 0,023&quot; x 0,038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 gl </td></tr><tr><td> 3) PE10 - polyethyleen 0,011&quot; x 0,024” </td><td> 50 cm </td><td> 30 gl </td></tr><tr><td> 4) Knaagdier Swivel 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 pl </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (connector) </td><td> 5 cm </td><td> 13 gl </td></tr><tr><td> 7) MRE025 Tip uitgerekt microrenathane 0,025&quot; x 0,012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 gl </td></tr><tr><td> Totaal </td><td> 105 cm </td><td> 92 gl </td></tr></tbody></table> Tabel 1: Bouw van veneuze lijn. Deze tabel bevat een legenda voor Figuur 1. 2. Anesthesie en Pre-operatie Handling <ol><li> Gebruik 24-weken oude mannelijke C57BL / 6J muizen (27-32 g). LET OP: We maken gebruik van 24-weken oude muizen (leeftijd volwassene) als deze leeftijd beter met de gemiddelde leeftijd van intensive care patiënten overeen. Wij gebruiken alleen mannelijke muizen om de cyclische invloed van oestrogenen voorkomen. De techniek kan ook gebruikt worden op jonge dieren (getest in 16-weken oude muizen) en vrouwen, indien gewenst. </li><li> Steriliseer alle chirurgische instrumenten voor gebruik. Spoel de steriele zelfgemaakte veneuze catheter met zoutoplossing om alle luchtbellen te verwijderen en te testen op doorgankelijkheid en mogelijke lekken. </li><li> Snijd een metalen draad (0,8 mm diameter) 80 cm lengte verdubbelen door vouwen en een ring. Lood 3 parels via verdubbelde draad naar de lus. Bevestig de katheter naar de metaaldraad door geleiden van de punt van de katheter door de 3 parels. OPMERKING: De draadmetaal bevestiging nodig voor rotatie van de wartel waaraan de catheter verbonden is. Als zodanig kan de muis vrijelijk bewegen zonder het blokkeren van de veneuze lijn. </li><li> Verdoven de mouse door een intraperitoneale (IP) injectie van een mengsel van 0,03 ml ketamine (100 mg / kg) en 0,02 ml xylazine (13 mg / kg). Waarborgen dat adequate anesthesie door controle van de afwezigheid van reflexen. Trek de muis buiten tong met een tang om verstikking te voorkomen door het slikken van de tong. OPMERKING: Indien na 10 minuten, de muis nog steeds probeert te trekken de ledematen geven aanvullende ketamine als 0,01 mL bolus. </li><li> Scheer de chirurgische gebied zoals buik, ventrale zijde van de hals (driehoek tussen kin, borstbeen en sleutelbeen) en tussen de schouderbladen aan de basis van de kop). </li><li> Plaats de muis in buikligging op een voorverwarmde verwarming pad, desinfecteren van de huid met 70% ethanol en breng een kleine hoeveelheid van oogheelkundige smeermiddel voor de ogen te beschermen tegen uitdrogen. Infiltreren operatieplaatsen (abdomen,-hals voor en achter) met 0,2 ml ropivacaïne (0,67 mg / kg). </li><li> Terwijl de muizen nog in buikligging, een kleine incisie aan de basis van de rugzijdevan het hoofd met scalpel of schaar. Bloot latere cervicale spieren en bind de spier om de lus van de draadbevestiging met 3,0 nylon door het leiden van een 3,0 nylon draad onder de spier. </li><li> Plaats de muis op zijn rechterzijde. Voeg een kleine verticale incisie in de huid van de ventrale nek met een scalpel of schaar. Onder visuele begeleiding tunnel een 18-gauge naald subcutaan via deze ventrale incisie naar de incisie aan de achterkant eerder gemaakte draad en de katheter door de naald te exterioriseren aan de buikzijde. </li><li> Plaats de muis op zijn rug. Laat een 3,0 nylon draad achter de bovenste snijtanden van de muis en maak deze naar het verwarmingselement. Bevestig de kop in een masker voor het afgeven van zuurstof (2 l / min). Bevestig de muis in een gestrekte positie door taping beneden de staart en de twee voorpoten. OPMERKING: Als de ketamine-xylazine anesthesie alleen niet voldoende is, geïnhaleerd isofluraan - kan (0,5 1,5%) tijdens de operatie worden afgeleverd. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Plaatsing van een chronische verblijfskatheter <ol><li> Plaats de muis onder de microscoop ontleden. In de incisie eerder in het ventrale nek, zachtjes plagen vetweefsel en klieren verwijderd met een pincet totdat de halsader kan worden gevisualiseerd. </li><li> Botweg ontleden de halsader van het bindweefsel en subcutaan weefsel boven en rondom het vat vrij door de punt van de tang tussen de ader en bindweefsel en herhaaldelijk openen van de tang parallel aan de ader. Als zodanig zal beschadiging van de ader worden vermeden. </li><li> Isoleer de halsader door het plaatsen van stompe tang onder de ader. Voer drie stukken van 3,0 zijdedraad onder de ader positie eendelig proximaal van de vertakking van de halsslagader (craniale ligatuur) en eendelig dichtbij de sternocleidomastoideus (caudale ligatuur). Draai de ligatuur craniale en caudale ligatuur om de ader te rekken en te sterke bloeden bij het plaatsen van de katheter. Tnamelijk een losse ligatuur met de middelste draad eenvoudig bevestigen van de katheter later te garanderen. </li><li> Met behulp van micro schaar, een insnijding langs de ader tussen de craniale en caudale ligaturen en groot genoeg om de katheter passen. Grijp de katheter met een pincet en een katheter 11 mm in de ader. Losjes zet de katheter door binden de middelste ligatuur en bevestig correcte plaatsing door zachtjes spoelen met steriele zoutoplossing. </li><li> Bevestig de katheter door deze stevig binden de middelste en caudale ligatuur rond het vat en de katheter. Tie uiteinden van caudale en middelste ligatuur elkaar stevig op de katheter. Waarborgen dat de knopen niet de ader af te sluiten, door het spoelen van de katheter na elke knoop gemaakt. Tenslotte bind de caudale en craniale ligaturen. Sluit de incisie met 5,0 zijden hechtingen. </li></ol> 4. blindedarmkeutels Ligatie en Prik <ol><li> Maak een 1 cm middellijn incisie door de huid van de onderste helft van de buik met scalpel of schaar;wees niet te dringen in de peritoneale holte. </li><li> Identificeer de linea alba van de buikspieren en maak een intramusculaire incisie toegang tot de buikholte krijgen. Zoek de blindedarm en stompe anatomische tang om de blindedarm isoleren en exterioriseren het. </li><li> Ligeren van de blindedarm 50% van zijn lengte met 3,0 zijden hechtingen. Zorg ervoor dat de klep van bauhin niet te ligeren zodat intestinale continuïteit wordt gehandhaafd. </li><li> Perforeren blindedarm met een 18-gauge naald door een enkele doorgaande en-door punctie halverwege de ligatie en de punt van de blindedarm. Na verwijdering van de naald, extruderen een kleine hoeveelheid ontlasting van het gat doorgankelijkheid te verzekeren. </li><li> Plaats de darm in de buikholte en sluit het peritoneum en de huid met 5,0 zijden hechtingen. OPMERKING: Gemiddeld een nieuwe trainee vereist 10-15 dieren kunnen probleemloos plaats de veneuze katheter en uitvoeren CLP binnen 45 minuten. Na de stage, een anesthesie / chirurgie Related mortaliteit van 10% kan worden verwacht. </li></ol> 5. Post-chirurgische behandeling en vochttoediening <ol><li> Plaats de muis in rugligging en zet de katheter naar het hulpstuk draad met tape. Beweeg de muis om een ​​individuele kooi. Met een stand met instelbare klem op de zwenkinrichting 25 cm boven de muiswijzer en stevig tape het vrije gedeelte van de metalen draad bevestiging aan het draaipunt van de wartel. </li><li> Bevestig een spuit met het mengsel van evenwichtige colloïden en kristalloïden (1: 4) om de veneuze lijn vloeistofresuscitatie starten. </li><li> Plaats de kooi in een temperatuurgecontroleerde (27 ° C) dier kast met 12 uur licht en donker cycli beginnen intraveneuze vloeistof resuscitatie (10 ml / kg / h) via een nauwkeurig injectiespuit aangedreven infusiepomp. Bieden kooiverrijking zoals nesten materiaal en een houten blok. </li></ol> 6. Intensive Care <ol><li> 6 h na de operatie, subcutaan injecteren pijn medication en antibiotica (0,3 ml buprenorfine (0,15 mg / kg) en 0,2 ml imipenem (16.67mg / kg)). OPMERKING: Na standaard laboratorium diergeneeskunde praktijk wordt de eerste dosis pijnmedicatie gegeven vóór de initiële chirurgische incisie en vervolgens zoals aangegeven door de veterinaire beleid van de instelling. Subcutane injecties moeten zorgvuldig worden geïnjecteerd in de subcutane ruimte. </li><li> Na 20-24 uur vloeistofresuscitatie Vervang de kristalloïden / colloïden van totale parenterale voeding (6,67 ml / kg / h). OPMERKING: totale parenterale voeding toegediend (5,8 kcal / 24 h) heeft betrekking op ongeveer 40% van de dagelijkse calorie behoeften van muizen, vergelijkbaar met het begin van de calorie-inname van patiënten op de intensive care unit. </li><li> Subcutaan toedienen van pijnstillers en antibiotica (0,6 ml buprenorfine (0,3 mg / kg) en 0,2 ml imipenem (16,67 mg / kg) elke 12 uur gedurende de gehele periode van kritieke ziekte. </li><li> Controleer of de dieren ten minste om de 3 uur gedurende de dag. Beoordelen van het lijden door het geven van een pijnscoren op basis van de gevalideerde muis grimas schaal 11. Intensivering van het toezicht voor dieren met een hoge pijnscore. </li></ol> 7. einde van het experiment LET OP: Goedkeuring van en aanbevelingen over het niveau van de ernst van het model en richtlijnen en het beleid voor de menselijke eindpunten moet worden gevraagd aan de lokale Institutional Ethical Review Board for Animal Research. OPMERKING: Bij een niet-functionele veneuze lijn zoals geblokkeerde katheter, delokalisatie van de katheter problemen de injectiespuitpomp, het dier wordt uitgesloten van de studie en euthanized. <ol><li> Aan het einde van de experimentele periode, diep verdoven van de muis met een mengsel van 0,03 ml ketamine (100 mg / kg) en 0,02 ml (13 mg / kg) xylazine. Euthanaseren de muis door bloed te onttrekken door hartpunctie. Store snap bevroren weefselmonsters van belang bij -80 ° C. </li></ol>

<ol><li>Angus, D. C., van der Poll, T. <a target="_blank" href="http://www.nejm.org/doi/full/10.1056/NEJMra1208623">Severe sepsis and septic shock.</a> N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).</li>
<li>Singer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Third+International+Consensus+Definitions+for+Sepsis+and+Septic+Shock+%28Sepsis-3%29%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3).</a> JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).</li>
<li>Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+mortality+and+inflammatory+response+of+two+models+of+sepsis%3A+lipopolysaccharide+vs.+cecal+ligation+and+puncture%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture.</a> Shock. 13 (2), 110-116 (2000).</li>
<li>Copeland, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Diagn+Lab+Immunol%22%5BJournal%5D)">Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).</li>
<li>Seok, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomic+responses+in+mouse+models+poorly+mimic+human+inflammatory+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).</li>
<li>Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunodesign+of+experimental+sepsis+by+cecal+ligation+and+puncture%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture.</a> Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).</li>
<li>Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+metabolic+phenotype+of+rodent+sepsis%3A+cause+for+concern%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med+Exp%22%5BJournal%5D)">The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25(2013).</li>
<li>Radermacher, P., Haouzi, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26266795">A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26(2013).</li>
<li>Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+sepsis%3A+why+does+preclinical+efficacy+fail+to+translate+to+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting.</a> Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).</li>
<li>Osuchowski, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abandon+the+mouse+research+ship%3F+Not+just+yet%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li>
<li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li>
<li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li>
<li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition%3A+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic%2C+hormonal%2C+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li>
<li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care%5BTitle%5D)+AND+%22Swiss+Med+Wkly%22%5BJournal%5D)">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li>
</ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

We ontwikkelden een meer klinisch relevante muismodel van kritieke ziekte, door het combineren van de blindedarm ligatie en punctie methode om sepsis te wekken met het gebruik van een centraal veneuze lijn voor vloeistoffen, drugs en administratie voedingsstof. Deze experimentele opstelling reproduceerbaar is, maakt het mogelijk om de verlengde fase van kritieke ziekte en studieresultaten in een stabiele sterftecijfer, hierbij het nabootsen van de menselijke klinische situatie 1. <p class="jo...

Kritieke ziekte is een ziekte waarbij de functie van één of meerdere orgaansystemen wordt belemmerd in zoverre de patiënt zal sterven, tenzij intensieve medische drager toegediend. Overwegende dat de oorspronkelijke oorzaak van de toelating tot de intensive care unit (ICU) kan variëren, variërend van trauma, ingewikkelde operaties, brandwonden, ziekte exacerbaties aan sepsis, alle ernstig zieke patiënten lijden aan cellulaire schade, veroorzaakt door hypoperfusie, hypoxie en overmatige ontsteking onder anderen , wat leidt tot orgaanfalen. De meeste patiënten overleven hun acute belediging, maar een belangrijk deel van de patiënten niet onmiddellijk te herstellen en moet langdurige intensieve zorg. Ze zijn met een hoog risico op overlijden als gevolg van niet-oplossen van meervoudig orgaanfalen. Bovendien wordt de verlengde fase van kritieke ziekte hallmarked door ingrijpende spierzwakte en endocriene en metabole veranderingen, waarvan de pathogenese momenteel onvolledig begrepen. verschillende rOdent modellen worden gebruikt in de care research setting. De twee meest gebruikte modellen zijn de exogene toediening van lipopolysaccharide (LPS) en blindedarm ligatie en punctie (CLP). Beide modellen zijn ontwikkeld om de acute fase van sepsis, gedefinieerd als een levensbedreigende orgaanfalen veroorzaakt door een ontregelde gastheer reactie op infectie na te bootsen, en één van de belangrijkste redenen voor de toelating tot de ICU wereldwijd 1, 2. LPS model heeft verschillende nadelen omdat het alleen kortstondig de afgifte van cytokinen en de hemodynamische status van het dier 3 beïnvloedt. In tegenstelling tot mensen, knaagdieren zijn ook bijzonder goed bestand tegen endotoxine en het gebruik van &#39;hoge dosis&#39; van endotoxine moeten hypotensie en sterfte veroorzaken, verklaart verder hun bezorgdheid over de geldigheid van deze methode 4, 5. Het andere model, blindedarm ligatie en punctie model (CLP)kenmerkt een ligatie van een gedeelte van de blindedarm, gevolgd door een naaldpunctie doorgaande en-door. Deze werkwijze veroorzaakt een polymicrobiële abdominale infectie met weefselschade, gevolgd door translocatie van bacteriën in het bloedcompartiment. Dit zal een systemische ontstekingsreactie en de ontwikkeling van sepsis veroorzaken. De CLP-model is uitgebreid erkend als een diermodel van acute ernstige ziekte die de belangrijkste kenmerken van sepsis reproduceert: hyperinflammation, vaatverwijding, hypotensie en een verhoogde cardiac output 6, 7. Echter, dit model niet studie van niet-oplossen van meervoudig orgaanfalen, spieratrofie, en endocriene en metabole veranderingen, die typisch zijn voor de verlengde fase van kritieke ziekte zijn mogelijk te maken. Ook met de recent de geldigheid van muismodellen voor kritieke ziekte zijn ondervraagd, omdat de bevindingen van muismodellen kan niet altijd worden vertaald naar de menselijke instelling 8, 9, 10. Een mogelijke verklaring zou kunnen zijn dat de ondersteunende zorg die wordt verstrekt aan zieke menselijke patiënten kritisch verschilt aanzienlijk van de zorg die wordt verschaft kritisch zieke muizen. Daarom, om de menselijke instelling lijken meer op en het onderzoek van de verlengde fase van kritieke ziekte mogelijk te maken, hebben we een muismodel dat de acute intensive care nabootst zoals gegeven voor de mens, zoals uitgebreide intraveneuze toediening van vocht en behandeling met antibiotica, en die het mogelijk maakt om ondersteunende zorg te beheren met het oog op de verlengde fase van kritieke ziekte, zoals nutritionele ondersteuning te overleven. Daartoe aangepaste we het muizenmodel van CLP-geïnduceerde sepsis, waarbij de gouden standaard voor sepsis en geplaatst een centrale veneuze lijn die het toedienen van vloeistoffen, voeding en geneesmiddelen mogelijk maakt.

<table><tbody><tr><td>Buprenorfine</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Vetergesic 0,3 mg/mL</td></tr><tr><td>C57BL/6&nbsp;</td><td>Janvier labs</td><td>C57BL/6JRj</td><td></td></tr><tr><td>colloïden</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>Volulyte 6%</td></tr><tr><td>kristalloïden</td><td>Baxter</td><td></td><td>Plasmalyte a viaflo</td></tr><tr><td>Ethilon 3.0</td><td>Ethicon</td><td>F3211</td><td></td></tr><tr><td>Imipenem</td><td>MSD</td><td></td><td>Tienam 500&nbsp;mg poeder voor injectievloeistof</td></tr><tr><td>Isofluraan</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Iso-vet</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Nimatek 100 mg/mL</td></tr><tr><td>LocTite Superlijm 3 alle kunststoffen&nbsp;</td><td>Rectavit</td><td>119818</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 3.0</td><td>Ethicon</td><td>L192</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 5.0</td><td>Ethicon</td><td>F682</td><td></td></tr><tr><td>Microrenathane .025" O.D. x.012" I.D.</td><td>Bioseb</td><td>MRE-025</td><td></td></tr><tr><td>olimel N7E</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE10 - Polyethyleen.011" x.024"&nbsp;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-10</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 buis .023" x.038"</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-50</td><td></td></tr><tr><td>Rodent Swivel 20 G</td><td>Bioseb</td><td>RS-20G&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ropivacaïne</td><td>Astrazenica</td><td></td><td>Naropin 2&nbsp;mg/mL</td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>VMD</td><td></td><td>Xylazinhydrochloride 2%</td></tr></tbody></table>

het gebruik van een centrale veneuze lijn voor vloeistoffen, drugs en nutrient administration in een muismodel van kritieke ziekte

Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Dit protocol beschrijft een centrale katheter muismodel van langdurige kritieke ziekte. We combineren de blindedarm ligatie en punctie methode om sepsis te wekken met het gebruik van een centraal veneuze lijn voor vloeistoffen, drugs en het beheer van voedingsstoffen voor het menselijk klinische setting na te bootsen. Kritiek zieke patiënten vereisen intensieve medische ondersteuning om te kunnen overleven. Terwijl de meerderheid van de patiënten zal herstellen binnen een paar dagen, ongeveer een kwart van de patiënten moeten langdurige intensieve zorg en een hoog risico om te overlijden aan niet-oplossen van meervoudig orgaanfalen. Verder wordt de verlengde fase van kritieke ziekte gewaarmerkt door ernstige spierzwakte en endocriene en metabole veranderingen, waarvan de pathogenese momenteel onvolledig begrepen. De meest gebruikte diermodel in kritieke zorg onderzoek is de blindedarm ligatie en punctie model aan sepsis veroorzaken. Dit is een zeer reproduceerbaar model met acute ontstekings- en hemodynamische veranderingen lijkt op humane septembersis, die is ontworpen om de acute fase van kritieke ziekte te bestuderen. Echter, dit model gestempeld door een hoge dodelijkheid, die verschilt van de klinische menselijke situatie, en is niet ontwikkeld om de verlengde fase van kritieke ziekte te bestuderen. Daarom aangepast we de techniek door het plaatsen van een centrale veneuze katheter in de halsader waardoor we klinisch relevante ondersteunende zorg te beheren, om beter na te bootsen de menselijke klinische situatie van kritieke ziekte. Deze muis model vereist een uitgebreide chirurgische ingreep en de dagelijkse intensieve verzorging van de dieren, maar het resulteert in een relevant model van de acute en langdurige fase van kritieke ziekte.

C57BL / 6 muizen werden ernstig zieke gemaakt zoals hierboven beschreven. Wij voerden twee experimenten aan post-CLP survival beoordelen tot twee tijdstippen: overleving tot dag 5 (n = 15) en de overleving tot dag 7 (n = 22) na de CLP. Survival curves van de twee experimenten waren niet significant verschillend (in vergelijking tot dag 5), met vermelding van de reproduceerbaarheid van de experimentele opstelling. Non-overlevende dieren werden gevonden dood of geëuthanaseerd te wijten aan...

Dit protocol beschrijft een centraal gecatheteriseerd muismodel van langdurige kritieke ziekte. We combineren de cecale ligatie en punctie methode om sepsis te induceren met het gebruik van een centrale veneuze lijn voor vloeistoffen, geneesmiddelen en nutriëntenadministratie om de menselijke klinische setting na te bootsen.

Het gebruik van een centrale veneuze lijn voor vloeistoffen, drugs en Nutrient Administration in een muismodel van Kritieke Ziekte

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

Het algemene doel van deze centraal gecategoriseerde muisprocedure voor caecumligatie en punctie, oftewel CLP, is het creëren van een reproduceerbaar model van langdurige kritieke ziekte met intensieve zorgmaatregelen om de menselijke klinische setting na te bootsen. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen in het vakgebied van de intensive care geneeskunde over de pathogenese van endocriene en metabole veranderingen tijdens acute en langdurige kritieke ziekten.Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het de goed gestandaardiseerde CLP-techniek combineert met het gebruik van een centrale veneuze lijn voor de toediening van vloeistoffen, geneesmiddelen en voedingsstoffen. Thomas Dufour, een technicus uit ons laboratorium, zal de procedure demonstreren. Om de punt van de veneuze lijn voor te bereiden, dompelt u kort het middendeel van een stuk micro-renathane buis van 60 centimeter in sesamolie van 220 °C of warmer.Trek voorzichtig aan de uiteinden van de slang om het midden van de buis uit te rekken, zodat er een smalle centrale diameter ontstaat, en gebruik een scalpellamal om de slang in twee gelijke stukken van 30 centimeter te snijden. Verbind de slang nu met een polyethyleen PE 50-connector, een koppeling en een Luer-stubnaald om de katheter te construeren zoals gedemonstreerd, en breng een sterke, snelhardende lijm aan op alle verbindingen. Wanneer de lijm is uitgehard, spoelt u de katheter door met lucht om te controleren op lekken; snijd vervolgens een stuk van 80 centimeter uit een metalen draad met een diameter van 0,8 millimeter en vouw de draad dubbel om een lus te maken.Rijg drie parels over de dubbele draad van de lus en geleid de punt van de gesteriliseerde katheter door de drie parels om de katheter aan de draad te bevestigen. Anestheseer een mannelijke C57 black 6-muis van 24 weken oud en een gewicht van 27 tot 32 gram, en bevestig de sedatie door het ontbreken van een reactie op een knijpreflex in de teen. Gebruik een pincet om de tong voorzichtig uit de mond te trekken om te voorkomen dat de muis zijn tong inslikt.Scheer vervolgens het operatiegebied en plaats de muis in buikligging op een vooraf verwarmd warmtekussen. Desinfecteer de blootgestelde huid met 70% ethanol en breng een kleine hoeveelheid oogsmeersel aan. Infiltreer de operatieplaatsen met analgesie en maak een kleine incisie aan de basis van de dorsale zijde van de kop.Leg de posterieure cervicale spieren bloot en haal een stuk 3.0 nylon onder de spieren door om de lus van het bevestigingsdraad aan de spier te binden. Leg vervolgens de muis op zijn rechterzijde en maak een kleine verticale incisie in de huid van de ventrale zijde van de nek. Voer een naald van 18 gauge subcutaan via deze ventrale incisie door richting de incisie op de rug en rijg de catheter door de naald om deze aan de ventrale zijde naar buiten te leiden.Plaats de muis op zijn rug, haal een nylon draad van maat 3-0 achter de bovenste snijtanden door en plak de nylon draad aan het warmtekussen. Zet vervolgens de staart en de voorpoten vast in een uitgerekte positie. Stel nu de dissectiemicroscoop scherp en gebruik een pincet om voorzichtig het vetweefsel en de klieren in de ventrale incisie weg te duwen totdat de vena jugularis zichtbaar is.Plaats de punt van de pincet tussen de vene en het bindweefsel, en open de pincet herhaaldelijk parallel aan de vene om de vena jugularis stomp vrij te prepareren van het bindweefsel en onderhuids weefsel rondom het vat. Wanneer het vat geïsoleerd is, plaats dan de stompe pincet onder de vena jugularis en voer twee stukjes zijden hechtdraad (3-0) onder de vene door. Positioneer één stuk proximaal van de bifurcatie van de vena jugularis voor de craniale ligatuur en één stuk dicht bij de musculus sternocleidomastoideus voor de caudale ligatuur.Trek de craniale en caudale ligaturen aan om de ader te spannen en overmatig bloeden tijdens het plaatsen van de katheter te voorkomen. Gebruik een derde draad om een losse ligatuur te maken; maak vervolgens met microschaar een incisie langs de ader tussen de craniale en caudale ligaturen die groot genoeg is om de katheter doorheen te voeren. Voer de katheter met behulp van een pincet 11 millimeter in de ader in en zet de katheter losjes vast met de middelste ligatuur.Spoel de katheter voorzichtig door met steriele zoutoplossing om de correcte plaatsing te bevestigen. Trek vervolgens de caudale en middelste ligatuur stevig aan. Knoop de uiteinden van de caudale en middelste ligaturen aan elkaar om de katheter te fixeren.Bevestig dat de ader niet door de knopen is afgesloten door de katheter na elke knoop door te spoelen. Ligeer tot slot ook de craniale ligatuur. Sluit vervolgens de incisie met 5-0 zijden hechtingen.Maak voor de cecale ligatie en punctie een incisie van één centimeter in de middellijn door de huid van de onderste helft van de buik, waarbij u er zorg voor draagt dat de peritoneale holte niet wordt gepenetreerd. Nadat de linea alba van de buikspieren is geïdentificeerd, maakt u een incisie tussen de spieren om toegang te krijgen tot de peritoneale holte.Isoleer en exterioriseer het caecum met behulp van stompe anatomische pincetten. Ligeer het caecum op 50% van de lengte met 3-0 zijden hechtingen, waarbij erop gelet moet worden de ileocecale klep niet af te knellen, zodat de intestinale continuïteit behouden blijft. Gebruik vervolgens een naald van 18 gauge om het caecum te perforeren met één enkele volledige punctie halverwege tussen de ligatuur en de tip van het caecum, waarbij een kleine hoeveelheid feces door het gat wordt geperst om de doorgankelijkheid na het verwijderen van de naald te garanderen.Plaats de darm terug in de buikholte en sluit het peritoneum en de huid met 5-0 zijden hechtingen. Plak de katheter vast aan het bevestigingsdraadje terwijl de muis in rugligging ligt. Plaats de muis vervolgens in een individuele kooi met nestmateriaal en een houten blokje.Plaats het draaimechanisme in de klem van een statief met een verstelbare klem en plak het vrije deel van het metalen bevestigingsdraad stevig vast aan het draaipunt van de swivel. Plaats de kooi vervolgens in een temperatuurgecontroleerde dierkamer van 27 °C met licht-donkercycli van 12 uur. Sluit de spuit met het juiste mengsel van gebalanceerde colloïden en kristalloïden aan op de veneuze lijn en gebruik een nauwkeurige, spuitgestuurde infusiepompe om de vloeistofresuscitatie te starten met 0,3 ml per uur.Inject na zes uur analgesica en antibiotica. Analyse van de overlevingscurven van één experiment met cecale ligatie en punctie van vijf dagen en één van zeven dagen, onthult dat de overlevingspercentages tot dag vijf niet significant verschilden tussen de twee studies, wat de reproduceerbaarheid van de experimentele opzet onderstreept. De ligatie van 50% van het caecum in combinatie met antibiotica, vloeistofresuscitatie en totale parenterale voeding via een veneuze katheter in de vena jugularis, resulteert in een mortaliteit van 13% na één dag kritieke ziekte.24% mortaliteit na drie dagen kritieke ziekte, 27% tot 31% mortaliteit na vijf dagen kritieke ziekte en 36% mortaliteit na zeven dagen kritieke ziekte. De gezonde para-gevoede muizen die een calorische restrictie ondergingen gelijk aan de voedingsinname van de kritisch zieke muizen, vertoonden echter geen enkele mortaliteit in beide experimenten. Nadat 10 tot 15 dieren zijn gebruikt om de techniek te beheersen, kan de katheter worden geplaatst en kan CLP worden uitgevoerd in een tijdsbestek van 45 minuten, mits de procedures correct worden uitgevoerd.Houd er bij het uitvoeren van deze procedure rekening mee dat de katheter voorzichtig in de ader geplaatst moet worden. Als de katheter te ver in het hart wordt geplaatst, kunnen hartritmestoornissen optreden. Wordt deze niet ver genoeg geplaatst, dan kan de katheter gemakkelijk uitglijden.Bevestig altijd dat de katheter in het lumen van het vat is geplaatst. Als de katheter in de lagen van de vaatwand wordt geplaatst, zullen vloeistoffen lekken naar de omliggende weefsels. Dit model kan een uitgebreide chirurgische procedure en dagelijkse intensieve zorg voor het dier vereisen.Maar het resulteert in een stabiel en reproduceerbaar model waarmee vele aspecten van acute en langdurige kritieke ziekten kunnen worden bestudeerd.

use-central-venous-line-for-fluids-drugs-nutrient-administration

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

De hyperinsulinemische-euglycemic clamp, of insuline klem, is de gouden standaard voor het beoordelen van de werking van...

Hyperinsulinemische-euglycemic Klemmen in Bewust, ongeremde Muizen

De intraveneuze zelftoediening (IVSA) paradigma wordt beschouwd als de gouden standaard bij de behandeling van de versterkende eigenschappen van drugs bij knaagdieren zijn. Dit manuscript beschrijft de experimentele procedures en chirurgische technieken die nodig zijn om betrouwbare IVSA gegevens te verkrijgen. Met name zorgvuldige catheter implantatie en onderhoud gemarkeerd.

Methoden voor intraveneuze toediening Zelf in een muismodel

In this video, we describe a method for implanting a catheter into the jugular vein of a mouse model through which experimental agents such as drugs and tracer dyes can be delivered intravenously in vivo. Such an arrangement when connected to other systems can also be used for monitoring hemodynamics and blood sampling.

Catheter Based Intravenous Injection of Experimental Agents: A Technique for Delivering Experimental Agents Intravenously Through Jugular Vein in Mouse Model

Vasculair toegangen om hemodynamiek te meten, vloeistoffen toe te dienen en bloedmonsters te nemen zijn belangrijk voor elk onderzoeksmodel met kleine dieren. We presenteren een techniek voor het implanteren van katheters in de halsslagader en de gewone halsader bij een verdovde rat om verbinding te maken met een systeem voor monitoring, infusies en bemonstering.

Catheterisatie van de halsslagader en de halsader aan hemodynamische maatregelen uitvoeren, Infusions en Blood Sampling in een Conscious Rat Model

Deze film laat zien hoe systemische en lever hemodynamiek bij muizen te verwerven. De gehele controle omvat verkrijging van vitale parameters, systemische bloeddruk, centrale veneuze druk, gemeenschappelijk leverslagader stroomsnelheid en poortader druk en het portaal debiet in muizen.

Monitoring van Systemische en lever hemodynamische parameters in Muizen

Hier presenteren we een protocol met een beschrijving van de techniek van veno-veneuze Extracorporale membraan oxygenatie (ECMO) in een niet-intubated, spontaan ademhaling muis. Dit lymfkliertest model van ECMO kan effectief worden geïmplementeerd in experimentele studies van acute en einde-fase longziekten.

Veno-veneuze Extracorporale membraan oxygenatie in een muis

Een aortocaval fistel werd gecreëerd door het prikken van de Murine infra-nieraorta door beide muren in de inferieure Vena Cava en werd gevolgd door het creëren van een stenose in zijn uitstroom via gedeeltelijke ligatie van de inferieure vena cava. Dit reproduceerbare model kan worden gebruikt om centraal veneuze stenose te bestuderen.

Murine model van centraal veneuze stenose met behulp van Aortocaval fistel met een uitstroom stenose

Dit protocol biedt een stapsgewijze procedure voor het uitvoeren van meervoudige intraveneuze toediening van bolusdoses en invasieve hemodynamische monitoring bij muizen. Onderzoekers kunnen dit protocol gebruiken voor toekomstige screening van therapeutische verbindingen voor hypertensie van de longslagader.

Meervoudige intraveneuze bolusdosering en invasieve hemodynamische beoordeling in een door hypoxie geïnduceerd model voor hypertensie van de longslagader van muizen

Dit protocol beschrijft de opeenvolgende implantatie van een osmotische pomp om abdominaal aorta-aneurysma te induceren door angiotensine II-afgifte in apolipoproteïne E (ApoE) deficiënte muizen en van een vasculaire toegangspoort met een halsaderkatheter voor herhaalde medicamenteuze behandeling. Monitoring van de ontwikkeling van aneurysma's door middel van 3D-echografie wordt effectief uitgevoerd ondanks dorsale implantaten.

Medicamenteuze behandeling door centrale veneuze katheter in een muismodel van angiotensine II geïnduceerd abdominaal aorta-aneurysma en monitoring door 3D-echografie

Dit artikel heeft tot doel een geoptimaliseerde methode te presenteren voor het beoordelen van veneuze trombose in een muiskankermodel, met behulp van vasculaire clips om veneuze ligatie te bereiken. Optimalisatie minimaliseert de variabiliteit in trombosegerelateerde metingen en verbetert de relevantie voor bij de mens kankergerelateerde veneuze trombose.

Veneuze trombosetest in een muismodel van kanker

Insulineklaring in de lever is van cruciaal belang voor het reguleren van de glucosehomeostase. Dit artikel beschrijft een gebruiksvriendelijke leverperfusieprocedure voor het direct evalueren van de insulineklaringssnelheid in de lever in situ bij muizen.

Beoordeling van insulineklaring bij muizen via in situ leverperfusie

Leer een muismodel van kritieke ziekte met centrale veneuze katheter voor vloeistof- en voedingsbeheer. Deze methode combineert cecale ligatie en punctie met intensive care om humane klinische scenario's na te bootsen.

Het gebruik van een centrale veneuze lijn voor vloeistoffen, drugs en Nutrient Administration in een muismodel van Kritieke Ziekte (Video) | JoVE Journal

Het gebruik van een centrale veneuze lijn voor vloeistoffen, drugs en Nutrient Administration in een muismodel van Kritieke Ziekte

Meer video's verkennen